מאמר שיטה

גידול קרדית פורטית הקשורה לחרקים משעממי עץ

705 צפיות

⸱

DOI:

10.3791/69039

⸱

2 בספטמבר 2025

 ,  , 
1Tropical Research and Education Center, University of Florida IFAS, 2Fort Lauderdale Research and Education Center, University of Florida IFAS

במאמר זה

סיכום

כאן, אנו מציגים פרוטוקול להקמה ותחזוקה של תרביות מעבדה של קרדית פורטית הקשורה לחרקים משעממי עץ, כולל מינים טורפים ואוכלי פטריות, תוך שימוש ביחידת גידול עם מקורות מזון הניתנים להתאמה אישית ושיטות ניתנות להרחבה למחקר ניסיוני או יישומי.

תקציר

קרדית פורטית היא שותפה נפוצה למגוון רחב של חרקים משעממי עץ, כגון Coleoptera: Curculionidae ו-Cerambycidae. קרדית פורטית היא בין קבוצות האורגניזמים הבודדות המסוגלות לגשת לאתרי הרבייה של המארחים שלהם. אורגניזמים אלה הם זעירים, ויוצרים אסוציאציות קרובות וזיקה לתנאים ביוטיים וא-ביוטיים בגלריות של חרקים משעממי עץ. נוכחותם בגלריות עשויה להשפיע באופן משמעותי על התנהגות החיפושיות ועל רבייתן. מינים מסוימים עשויים לפעול כאנטגוניסטים טבעיים של החיפושיות והפטריות ההדדיות שלהן, ולשבש את היחסים הסימביוטיים המבטיחים את הצלחתן. מאפיינים אלה הופכים את הקרדית הפורטית למועמדת מבטיחה לתוכניות הדברה ביולוגיות המכוונות למזיקים משעממי עץ. עם זאת, יש צורך בשיטות הניתנות לשחזור לגידול קרדיות אלה כדי לחקור את הביולוגיה והאקולוגיה הבסיסית שלהן ולהעריך את הפוטנציאל שלהן כסוכני הדברה ביולוגית. למרות חשיבותם, אין כיום פרוטוקולים מפורטים לשמירה על אוכלוסיות קרדית פורטית בשבי. מחקר זה מציג גישה מעשית ונגישה לגידול שתי קבוצות של קרדית פורטית, אוכלי פטריות/דטריטיבורים (Acari: Astigmata) (כלומר, Histiogaster arborsignis) וטורפים (Acari: Mesostigmata) (כלומר, Proctolaelaps spp.). אנו מציעים להשתמש בגרגרי שעורה מגולגלים ובנמטודות כמקורות תזונתיים לקרדית אלו, בהתאמה. מקורות מזון אלה הם פרקטיים ונגישים באופן נרחב, דורשים תחזוקה מינימלית תוך הצעת תזונה סטנדרטית המותאמת לדרישות התזונתיות של קבוצות היעד. מצע על בסיס פחם גבס משמש כמטריצה לוויסות לחות. שילוב זה מספק גם משאבי מזון וגם מיקרו-בית גידול מתאים לתחזוקה ורבייה ארוכת טווח של קרדיות אלה. השיטה המתוארת ניתנת להרחבה, ומאפשרת לחוקרים להרחיב את יחידות הגידול ביחס לגודל המושבה ולדרישות הניסוי. פרוטוקול זה מציע כלי קריטי לקידום המחקר על התפקידים האקולוגיים של קרדית פורטית. מערכת מאומתת ניסויית זו מבטיחה כדאיות מושבה לטווח ארוך למשך מספר חודשים ומספר דורות, תוך שהיא נשארת ניתנת להתאמה לגידול טקסונים אחרים של קרדית בתנאי מעבדה.

מבוא

חרקים משעממי עץ רבים משלימים את רוב מחזור חייהם בתוך עצים, שם הם ניזונים ולעתים קרובות פועלים כווקטורים של פתוגנים צמחיים, ומהווים סיכונים רציניים לחקלאות ולמערכות אקולוגיות של יערות 1,2. בין הקבוצות המזיקות ביותר נמצאות חיפושיות פולשות מהמשפחות Buprestidae, Cerambycidae, Bostrichidae ו-Curculionidae, שנקשרו לתמותת עצים נרחבת ולהפסדים כלכלייםברחבי העולם. פלורידה מארחת למעלה מ-35 מיני חיפושיות אמברוסיה (Coleoptera: Curculionidae), כאשר לפחות 15 ידועים כתוקפים עצי אבוקדו 4,5. מינים נפוצים במטעים כוללים את Xyleborinus saxesenii Ratzeburg, Xyleborus affinis (Eichhoff), X. bispinatus Eichhoff, X. ferrugineus (Fabricius), X. volvulus (Fabricius), X. gracilis (Eichhoff) ו-Xylosandrus crassiusculus (Motschulsky), לעתים קרובות במקביל באותו עץ 4,6. חיפושיות אלה מזיקות בעיקר מכיוון שהן נושאות פטריות סימביוטיות, שחלקן פתוגניות לצמחים7. הפתוגן החמור ביותר הוא Harringtonia lauricola, הגורם הסיבתי לנבילת דפנה, שהובא לארה"ב עם הווקטור העיקרי שלו, Xyleborus glabratus Eichhoff, בסביבות 2002 8,9. נבילת הדפנה הרסה את תעשיית האבוקדו של פלורידה ואת ילידי Lauraceae, והרגה למעלה מחצי מיליארד עצים10,11. יתר על כן, H. lauricola מופיע כעת בשילוב עם מינים רבים של חיפושיות אמברוזיה, המתפקדים כווקטורים חלופיים במערכות אבוקדו שבהן X. glabratus נדיר 4,12.

קרדית (Acari) הם פרוקי רגליים מגוונים מאוד התופסים מגוון רחב של נישות אקולוגיות. ביניהם, מספר קבוצות מוכרות יותר ויותר בפוטנציאל שלהן כסוכני הדברה ביולוגית בשל התנהגותן הטורפת, שיעורי הרבייה הגבוהים ויכולתן לשגשג בסביבות שונות, כולל אדמה, משטחי צמחים ומוצרים מאוחסנים. יכולתם לדכא התפרצויות מזיקים בחממות, משתלות ושדות חקלאיים מדגישה את חשיבותם בתוכניות הדברה משולבות (IPM)13,14. לדוגמה, משפחת Phytoseiidae כוללת מספר מינים בעלי חשיבות ניכרת בהדברה ביולוגית, בעיקר Neoseiulus californicus Berlese ו-Phytoseiulus persimilis Athias-Henriot, המשמשים באופן נרחב לדיכוי קרדית העכביש (Acari: Tetranychidae) ותריפסים בגידולי חממה ושדה15. כמו כן, קרדית ה-laelapid Stratiolaelaps scimitus היא חומר הדברה ביולוגי המכוון למזיקים שוכני קרקע כגון פטריות, זחלי יתוש וגלמים תריפסים ומשולב באופן נרחב בתוכניות הדברה משולבות16. קרדית פורטית מייצגת קבוצה מבטיחה בהקשר זה. קרדיות אלה מסתמכות על אסוציאציות זמניות עם הפונדקאים שלהן לצורך פיזורן ונמצאות לעתים קרובות בגלריות או בתאי הדגירה של חרקים משעממי עץ כגון חיפושיות קליפה ואמברוסיה 17,18,19.

המגוון של קרדית פורטית משתרע הן על מורפולוגיה והן על אקולוגיה. חלקם מפגינים התנהגות אכילה פטרייתית ומזיקה, בעוד שאחרים טורפים. בהתחשב בקרבתם לפונדקאים שלהם, לקרדית הפורטית יש פוטנציאל לדכא אוכלוסיות חרקים ישירות על ידי הקדמת ביצים וזחלים, על ידי פגיעה פיזית בהם, או בעקיפין, על ידי שיבוש אסוציאציות סימביוטיות של חרקים משעממי עץ 20,21,22,23.

למרות העניין הגובר בקרדית ובחומרי ההדברה הביולוגיים הפוטנציאליים שלה, הפיתוח של פרוטוקולי גידול עבורן נותר מוגבל. כמה מחקרים דיווחו על שיטות לגידול קרדיות טורפות חופשיות (Acari: Mesostigmata)24,25; עם זאת, לעתים קרובות התיאורים חסרים הוראות להקמה ראשונית של מושבות קרדית, מה שמציב אתגר לאקרולוגים חדשים. נכון לעכשיו, אין פרוטוקולים מבוססים זמינים לשמירה על מושבות מעבדה לטווח ארוך או לגידול קרדית פורטית לשימוש ניסיוני. הפרוטוקול המוצג במחקר זה מתייחס לפער זה על ידי הצעת שיטה מעשית, ניתנת להרחבה וניתנת לשחזור לגידול קרדית טורפת (כלומר, מזוסטיגמטה) וקרדית פטרייה/דטריטיבור (כלומר, אסטיגמטה). למרות שהפרוטוקול מתואר בהקשר של קרדית פורטית, הוא ישים באופן נרחב לקרדיות אחרות וניתן להתאים אותו בקלות למטרות מחקר מגוונות. לדוגמה, קרדית אסטיגמטה שגודלה בשיטה זו יכולה לשמש כטרף עובדתי לקרדית טורפת26,27.

מחקר זה נועד לפתח ולהעריך פרוטוקול גידול סטנדרטי לקרדית פורטית, תחת ההשערה ששילוב של מצע ותזונה ישים באופן נרחב יכול לתמוך בהישרדות ורבייה מתמשכת על פני טקסוני קרדית מגוונים (Mesostigmata ו-Astigmata).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

הפרוטוקול המתואר כאן הוא התאמה משודרגת של תיאורים קודמים של טכניקות גידול המוני עבור פרוקי רגליים בקרקע24,25. הוא כולל גם שיטה חדשה לגידול המוני של קרדית פורטית פטרייתית/דטריטיבור (כלומר, אסטיגמטה) באמצעות שקיות ניילון הניתנות לחיטוי. הריאגנטים והציוד המשמש מפורטים בטבלת החומרים.

1. הכנת מצע יחידת הגידול

  1. כאשר מתחילים תרבית עם 1-5 קרדית, השתמש בצנצנת מכסה מוברגת של 5 מ"ל כדי להקל על הדמיית קרדית במהלך הקמת המושבה. כדי לדעת את גודל הצנצנת ההתחלתית, חשב כ -20 קרדית לנפח מיכל של 30 מ"ל.
    הערה: למשלample, כאשר מתחילים תרבית עם 5-20 קרדית, השתמש בצנצנת שקופה עם מכסה מוברג של 30 מ"ל או קטן יותר. כאשר מתחילים תרבית עם 20-40 קרדית, השתמש בגודל הצנצנת הבא (60 מ"ל).
  2. הכינו תערובת יבשה של 90 גרם טיח פריז ו -10 גרם אבקת פחם פעיל (9: 1) בכוס הניתנת לחיטוי בנפח 500 מ"ל. ערבבו את האבקה עד לערבוב מלא לפני החיטוי.
  3. מכסים את הכוס בנייר אלומיניום כדי למנוע כניסת מים למיכל בתהליך החיטוי.
  4. הכינו תערובת של חתיכות קליפה אורגניות וטחב ספגנום (2:1) בכוס הניתנת לחיטוי. הכן מספיק כדי לכסות כמחצית ממיכל הגידול.
    הערה: למשלample, בעת הכנת מיכל של 120 מ"ל, הכינו כ-60 מ"ל מהמצע.
  5. מכסים את הכוס בנייר אלומיניום כדי למנוע כניסת מים למיכל בתהליך החיטוי.
  6. יוצקים 500 מ"ל מים מזוקקים לכוס הניתנת לחיטוי.
  7. מכסים את הכוס בנייר אלומיניום.
  8. חיטוי התערובת היבשה, תערובת הקליפה-אזוב והמים המזוקקים בכוסות מכוסות נפרדות. הגדר את החיטוי למשך 30 דקות ב-121 מעלות צלזיוס ו-15 psi, עם זמן ייבוש של 30 דקות.
  9. הניחו לחומרים להתקרר לטמפרטורת החדר (25 מעלות צלזיוס) למשך כשעה. השאירו את כל החומרים מכוסים בנייר כסף בזמן הקירור.
  10. לאחר שהתקרר, שפכו 50 מ"ל של מים מזוקקים שעברו חיטוי לתערובת הפחם הפעיל-טיח בכל פעם, וערבבו את התערובת בכל פעם שמוסיפים עוד מים. חזור על התהליך עד להשגת עקביות שמנת (העקביות האידיאלית דומה למיונז).
  11. יוצקים מיד את התערובת לתחתית הצנצנת ומקישים עליה בעדינות כמה פעמים על משטח ישר כדי למנוע את בועות האוויר. יוצקים מספיק ליצירת שכבה של 1 ס"מ מהתערובת.
    הערה: אם משתמשים בצנצנת קטנה מ-30 מ"ל, התאימו את עובי השכבה לכ-25% מגובה הצנצנת.
  12. המתינו עד שהתערובת תתייבש לחלוטין (כ-6 שעות) (איור 1A,B).
  13. מוסיפים מים מזוקקים לשכבה התחתונה עד שהם הופכים לאפור כהה יותר. הוסף מספיק מים כדי להרוות שכבה זו מבלי להרטיב את פני השטח. אם מוזגים כמות מוגזמת של מים, השתמש בפיסת מגבת נייר כדי לספוג את עודפי המים.
  14. מוסיפים ליחידת הגידול את התערובת החיטוי של חתיכות קליפת עץ אורגניות וטחב ספגנום (2:1). הוסף מספיק כדי לכסות מחצית או פחות מיחידת הגידול (איור 1C).
    הערה: אם מתחילים תרבית עם 1-5 קרדיות, הוסיפו חתיכה קטנה אחת של קליפה ו/או גדיל של טחב ספגנום כדי להקל על הדמיית הקרדית במהלך הקמת המושבה (איור 2A).

2. הכנת מכסה מאוורר

  1. קדחו חור במרכז מכסה הצנצנת. לצנצנת של 30 מ"ל, קדחו חור בקוטר 1 ס"מ. למיכלים גדולים יותר, הגדילו את גודל החור בקצב של כ-2 מ"מ קוטר על כל עלייה של 30 מ"ל בנפח המיכל (כלומר, חור בקוטר 1.2 מ"מ למיכל של 60 מ"ל, 1.4 מ"מ למיכל של 90 מ"ל וכו').
    הערה: בעת שימוש בצנצנת קטנה מ-30 מ"ל, לא מומלץ לקדוח חור במכסה, מכיוון שהמצע יתייבש במהירות (איור 2B). ודא שהמכולה נפתחת כל יומיים להחלפת אוויר.
  2. השתמש בדבק חם כדי להדביק רשת חסינת קרדית (צמצם של 80 מיקרומטר או פחות) על גבי החור. מרחו את הדבק החם סביב החור משני צידי המכסה כדי להבטיח שכל החריצים מכוסים (איור 1D).

3. מקור מזון והעברת קרדית פורטית

  1. הצע טלאים קטנים (כ-20% מהשטח) של פריטי טרף/מזון בנפרד ביחידת הגידול.
    הערה: קבע את מקור המזון על סמך הרגלי האכילה של הקרדית המגודלת. עבור קרדית טורפת (כלומר, Mesostigmata), מציעים נמטודות ו/או זחלים וביצים של קרדית Astigmata (כלומר, Aleuroglyphus ovatus אוThyreophagus entomophagus)27. הנמטודה הנגישה והקלה ביותר לתרבית להאכלת קרדית טורפת היא מיקרו-תולעים (Panagrellus spp.). (Nematoda: Panagrolaimidae), זמין מסחרית לשימוש כמקור מזון לטיגון דגים. לחלופין, השתמש בנמטודות אנטומופתוגניות זמינות מסחרית, כגון Steinernema spp. ו-Heterorhabditis spp.28. עבור אוכלי פטריות / מפרקים (כלומר, אסטיגמטה), הציעו גרגרי שעורה מגולגלים ושיבולת שועל מגולגלת.
  2. העבירו את הקרדית ליחידת הגידול בעזרת מברשת עדינה.
  3. תייגו את התרבויות. כתוב שמות מדעיים ונפוצים (כאשר זמינים), תאריך, מיקום האיסוף והמארח.
  4. לאחר 24 שעות, התבונן בקרדית תחת הסטריאומיקרוסקופ כדי לקבוע איזה טרף/פריט מזון מועדף עליהם.
  5. שמור את התרביות בטווח טמפרטורות של 25-27 מעלות צלזיוס בחושך מוחלט.

4. אוסף מארח וקרדית פורטית

  1. בחר ואתר את הפונדקאים הפורטיים. חיפושיות משעממות עץ רבות וחרקים אחרים משמשים כפונדקים פורטיים של קרדית. אזורי צופים ונישות אקולוגיות ספציפיות שנכבשו על ידי הפונדקאי הפורטי.
  2. אסוף את הפונדקאים תוך שימוש בשיטות המאפשרות לקרדית הפורטית להישאר בחיים לאחר האיסוף, כגון פיתיון, לכידה, איסוף רשתות ו/או קטיף ידני. הימנע משימוש בחומרי הרג.
    הערה: שיטת האיסוף תהיה תלויה במארח הפורטי. לדוגמה, ניתן לאסוף חיפושיות קליפה ואמברוסיה באמצעות מלכודות משפך לינדגרן, על ידי חפירה ידנית של בולי עץ, או על ידי הנחת בולי עץ נגועים במיכלים המשמשים כתאי הופעה29.
  3. העבירו את הפונדקאים הפורטיים למעבדה.
  4. השתמש בסטריאומיקרוסקופ (40-200x) כדי לאתר את הקרדית הפורטית על גוף המארח.
    הערה: קרדית פורטית מחוברת בדרך כלל לכנפי חיפושית (אליטרה), ציפורן רכה (כלומר, בין חלקי הרגליים והגוף), בית החזה ומתחת לאליטרה.
  5. לאחר הכנת יחידת הגידול (לפי שלב 2, שלב 3 ושלב 4), יש לחלץ את הקרדית בזהירות מגוף המארח בעזרת מכחול עדין.
  6. בדוק את הפרטים שנאספו תחת סטריאומיקרוסקופ (40-200×) כדי לוודא שכל הקרדיות שנוספו ליחידת הגידול אחידות מבחינה מורפולוגית. אם מתגלים מורפוטיפים מרובים, הפרד ביניהם וקבע יחידות גידול בודדות לכל מורפוטיפ מובחן.
  7. העבירו את הקרדית הפורטית ליחידת הגידול בעזרת מברשת צבע עדינה.

5. תחזוקת תרבות

  1. התבונן בתרבויות תחת סטריאומיקרוסקופ (40-200×) כל יומיים. בדוק אם יש סימני זיהום עם ספורופיטים (עובש), קרדית אחרת וחיידקים.
  2. הסר ידנית זיהום באמצעות כלי מעוקר כמו מלקחיים. ניתן לטפל בגידולי עובש קטנים על ידי מריחה עדינה של 70% EtOH ישירות על הקורות בעזרת מברשת צבע. הסר כל קרדית לא מזוהה.
    הערה: חלק משלבי החיים של הקרדית נראים שונים מבחינה מורפולוגית מאחרים. לדוגמה, קרדיות אסטיגמטיות רבות ייצרו דוטונימיפות פורטיות (hypopi) שאינן דומות לשלבי חיים אחרים. לחקור את הספרות עבור הבדלים מורפולוגיים בין שלבי החיים של הקרדית המגודלת.
  3. מלאו את מקור המזון. הוסף מספיק מזון לצריכה לפני תחזוקת התרבית הבאה כדי למנוע זיהום של יחידת הגידול.
  4. הוסף מים מזוקקים לתחתית יחידת הניסוי כדי לשמור על לחות גבוהה (>75%). השתמש בפיפטה כדי להוסיף מים במרווחים של 1 מ"ל. הוסף מספיק מים כדי להרוות שכבה זו מבלי להפוך את המשטח לרטוב (מבריק). אם המשטח הופך לח יתר על המידה, השתמש במגבת נייר כדי לספוג את עודפי המים עד שהמשטח הופך אטום.
    הערה: כאשר השכבה סופגת מים, היא תהפוך לאפור כהה יותר.
  5. פעם בשבוע יש לנער בעדינות את יחידת הגידול כדי למנוע דחיסת מצע. שלב זה חשוב עבור תרביות המוחזקות במיכלים מעל 500 מ"ל.

6. הרחבת תרבויות קרדית פורטית טורפות

  1. לאחר 2-4 שבועות של הקמת תרבות, או כאשר התרבות רוויה בקרדית, הכינו צנצנת גדולה יותר המצוידת בטרף לפי השלבים שתוארו לעיל. כדי לדעת את גודל הצנצנת הדרושה, העריכו את מספר הקרדיות המועברות והשתמשו בכלל של 20 קרדית ל-30 מ"ל.
    הערה: כאשר התרבות רוויה בקרדית, הם יתחילו לזחול על גבי המצע, כמו גם על המכסה. זה בדרך כלל הזמן לשדרג את התרבות למיכל גדול יותר.
  2. העבירו את כל המצע עם קרדית מהצנצנת הישנה לחדשה.
  3. הפוך את הצנצנת הישנה מעל הצנצנת החדשה והקש על התחתית כדי לעקור קרדית מהזירה הישנה ליחידת הגידול החדשה.
  4. אם נותרו מספר לא מבוטל של קרדית בצנצנת הישנה, העבירו אותם ידנית בעזרת מברשת צבע עדינה.

7. הרחבת תרביות אוכלי פטריות/משחיתות לגידול המוני של שקיות ניילון

הערה: כאשר קרדית פטריות/משחיתות צורכת את הדגנים, החומר האורגני הנרקב והחומר האורגני הנרקב שלהם עלולים לפגוע במהירות במצע הגידול, מה שהופך את התנאים למזיקים לקרדית. לכן, יחידות גידול קטנות, עד צנצנת של 120 מ"ל, מומלצות לשמירה על מושבות קטנות של קרדית אוכלי פטריות. להגדלה או גידול המוני של קרדית אוכלת פטריות, מומלץ שקיות לחיטוי עם שעורה מגולגלת.

  1. הוסיפו 100 גרם שעורה מגולגלת או שיבולת שועל לשקית מסוננת בגודל 19 ס"מ על 19 ס"מ על 32 ס"מ (המשמשת בדרך כלל לגידול פטריות) (איור 3).
  2. הוסף 25 מ"ל מים מזוקקים לגרגירים.
  3. סגור את השקית בצורה רופפת כדי שלא תתפוצץ בחיטוי.
  4. חיטוי השקית באמצעות מחזור Liquid 30 (121 °C).
  5. המתן עד שהגרגרים יתקררו לחלוטין לפני הכנסת קרדית.
    הערה: הגרגירים צריכים להיות רכים ולחים לאחר חיטוי. כמות המים הראשונית עשויה להיות תלויה בסוג התבואה ובמותג, בשל הבדלים באופן עיבודם. ניתן להתאים את נפח המים שנוספו לגרגירים על ידי הגדלה או הקטנה של 5-10 מ"ל מהמלצת הפרוטוקול (25 מ"ל). לדוגמה, אם הגרגירים נראים יבשים לחלוטין, הוסיפו 5-10 מ"ל מים נוספים לפני החיטוי. אם יש מים גלויים בתחתית השקית, הפחיתו את כמות המים שנוספה לפני החיטוי ב-5-10 מ"ל.
  6. מעבירים את הקרדית מצנצנת הגידול לשקית. השתמשו בכפית קטנה או שווה ערך כדי להוציא תערובת של כל שלבי החיים מפני השטח. העבירו רק את הקרדית עם מצע התבואה. אין להעביר את חתיכות הקליפה וטחב הספגנום , מכיוון שהם מקורות לזיהום עובש.
  7. אטום את השקית באמצעות אוטם שקיות ניילון חום.
  8. שמור את התרביות בטווח טמפרטורות של 25-27 מעלות צלזיוס, רצוי בחושך.

8. תחזוקת תרבית אוכלי פטריות/מזיקים בשקיות ניילון

  1. כאשר הקרדית צורכת את הדגנים, הם הופכים לאבקה ונוטים להידחס. ערבבו את השקיות פעמיים בשבוע כדי להבטיח שמצע המזון מאוורר ומעורבב פנימה.
  2. כאשר רוב (>75%) הדגנים נצרכו או אם יש זיהום בפטריות או חיידקים, הכינו שקית חדשה לפי שלב 8.
  3. מעבירים את הקרדית לשקית החדשה. הקפידו להעביר את המצע האבקתי, מכיוון שיהיה בו הריכוז הגבוה ביותר של קרדית.
    הערה: הזמן שיש להשאיר את הקרדית בשקית לפני העברתה לשקית חדשה יהיה תלוי במין הקרדית המדובר, במספר הראשוני של הקרדיות שהוכנסו ובטמפרטורה שבה הן נשמרות. ברוב המקרים, השקיות יחזיקו מעמד כשלושה שבועות לפני שיש להחליף אותן.

9. בדיקת מושבה חודשית

  1. פעם בחודש, הכינו שקופיות מיקרוסקופ של 5-10 קרדיות בוגרות במושבה באמצעות מדיום30 של הוייר.
  2. בדוק את הדגימות במיקרוסקופ (400-1000x) כדי לוודא שמין הקרדית המגודלת לא הוחלף במזהם.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

הפרוטוקול המתואר בכתב יד זה תמך ביעילות בצמיחה וברבייה של שני מיני קרדית טורפים, Lasioseius safroi (Mesostigmata: Blattisociidae) ו-Proctolaelaps sp. (Mesostigmata: Melicharidae), ומין פטרייתי/דטריטיבור, Histiogaster arborsignis (Astigmata: Acaridae), בתנאי מעבדה. עשר מושבות הוכנו לכל מין קרדית. כל מושבה הוקמה עם חמישה פרטים שהוחזקו בזירות של 5 מ"ל (כמתואר בשלבים 2, 3, 4 ו-5) במשך 7 הימים הראשונים, ולאחר מכן הועברו לזירות גדולות יותר של 120 מ"ל כדי לתמוך בצמיחה נוספת (כמתואר בשלב 6). הזירות נשמ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

המחקר הנוכחי מדגים כי פרוטוקול הגידול המוצע תמך ביעילות בהישרדות וברבייה של קרדית טורפת (Lasioseius safroi ו-Proctolaelaps sp.) ומין אוכל-פטרייתי/מזיק (Histiogaster arborsignis) בתנאי מעבדה מבוקרים. גידול משמעותי באוכלוסייה נרשם במהלך תקופה של 14 יום, כאשר גודל המושבה הממוצע עלה על 200 פרטים לאחר המעבר מזירות מ"ל ל-120 מ"ל. תוצאות אלו מאשרות את חוסנו של הפרוטוקול ומדגישות את יכולת ההסתגלות שלו לשמירה על טקסוני קרדית מגוונים. יתר על כן, יכולת ההרחבה שנצפתה מדגיש...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין ניגודי אינטרסים להצהיר עליהם.

תודות

בחלקו, מחקר זה נתמך על ידי המערכת הלאומית להתאוששות ממחלות צמחים במסגרת פרויקט פנימי של USDA (5010-22410-024-00-D) ומענק NIFA של USDA 2024-51181-43302.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מיכלים שקופים 5 מ"ל עם מכסהאמזון - Medsuo‎ י-ז-11-299
סט מברשות צבע דק פרט 6 יחידותאמזון - TransonSJGGX6
רדיד אלומיניום יומיומי עטיפת ריינולדסhttps://www.reynoldsbrands.com/products/aluminum-foil/standard-foil?gad_source=1&gad_campaignid=19
457576830 & gbraid=0AAAAADmFV
MecGX9nzTc8tAkfL1_tRwqyv&
gclid=Cj0KCQjwhafEBhCcARIs
AEGZEKLB5fdLiDNOqPXlxtZA
-ZlGEYQjzLX5w7KmrTzF6-_
q8sabcwroobIaAlmPEALw_wcB
אוטם שקיות חום אימפולסאמזון - runruii619438296390
רצועות רב פילטר תיק הניתן לחיטויאמזון - שקיות מיקרוסקB076C2KTMD
פחם פעיל קוקוס אורגני (אבקה) באיכות מזוןאמזון - בל כימיקלמזגן - 01
טיח פריז (אבקה)DAP10318
קליפת רפטיגן החיות מדר.ב4
פתיתי שעורה מגולגליםאמזון - חוות מולברי לייןB015EURFTY
שיבולת שועל מגולגלתקווייקר30000562314
ספגנום מוסאמזון - ריארהB0B1TCJQ6R
חוט ארוג נירוסטה 200 רשתסט זמןTXJ-484-ארה"ב
מעבדת סטריס אמסקו 250סטריסRSLAB250
תולעת וולטר - Panagrellus silusioides Cultureאמזון - הצפרדעים של ג'ושB08XY3LM46
צנצנות פלסטיק עם פה רחב עגולות שקופות עם מכסים שחוריםאמזון - רגע נצחי73417297318230 עד 250 מ"ל זמינים

מקורות

  1. Global review of forest pests and diseases. FAO For Pap. 156, FAO. https://openknowledge.fao.org/server/api/core/bitstreams/6ff74325-97d5-402d-8bc6-a13209a84005/content. (n.d.) (2025).
  2. Linnakoski, R., Forbes, K. M. Pathogens-the hidden face of forest invasions by wood-boring insect pests. Front Plant Sci. 10, 90(2019).
  3. Haack, R. A. Intercepted Scolytidae (Coleoptera) at U.S. ports of entry:1985-2000. Integr Pest Manag Rev. 6, 253-282 (2001).
  4. Carrillo, D., Duncan, R. E., Peña, J. E. Ambrosia beetles (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) that breed in avocado wood in Florida. Fla Entomol. 95, 573-579 (2012).
  5. Gomez, D. F., Rabaglia, R. J., Fairbanks, K. E. O., Hulcr, J. North American Xyleborini north of Mexico: A review and key to genera and species (Coleoptera, Curculionidae, Scolytinae). ZooKeys. 768, 19-68 (2018).
  6. Atkinson, T. H., Carrillo, D., Duncan, R. E., Peña, J. E. Occurrence of Xyleborus bispinatus (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) . Eichhoff in southern. 3669, 96-100 (2013).
  7. Hulcr, J., Dunn, R. R. The sudden emergence of pathogenicity in insect-fungus symbioses threatens naïve forest ecosystems. Proc R Soc B. 278, 2866-2873 (2011).
  8. Fraedrich, S. W., et al. A fungal symbiont of redbay ambrosia beetle causes a lethal wilt in redbay and other Lauraceae in the southern United States. Plant Dis. 92, 215-224 (2008).
  9. Harrington, T. C., Fraedrich, S. W., Aghayeva, D. N. Raffaelea lauricola, a new ambrosia beetle symbiont and pathogen on the Lauraceae. Mycotaxon. 104, 399-404 (2008).
  10. Evans, E. A., Crane, J., Hodges, A., Osborne, J. L. Potential economic impact of laurel wilt disease on the Florida avocado industry. HortTechnology. 20 (1), 234-238 (2010).
  11. Ploetz, R. C., et al. Recovery plan for laurel wilt of avocado, caused by Raffaelea lauricola. Plant Health Prog. 18, 51-77 (2017).
  12. Carrillo, D., et al. Lateral transfer of a phytopathogenic symbiont among native and exotic ambrosia beetles. Plant Pathol. 63, 54-62 (2014).
  13. Carrillo, D., De Moraes, G. J., Peña, J. E. Prospects for biological control of plant feeding mites and other harmful organisms. Prospects for Biological Control of Plant Feeding Mites and Other Harmful Organisms. , Springer International Publishing. Cham, Switzerland. 81-123 (2015).
  14. Knapp, M., van Houten, Y., van Baal, E., Groot, T. Use of predatory mites in commercial biocontrol: current status and future prospects. Acarologia. 58 (Suppl), 72-82 (2018).
  15. Barber, A., Campbell, C. A. M., Crane, H., Lilley, R., Tregidga, E. Biocontrol of two-spotted spider mite Tetranychus urticae on dwarf hops by the phytoseiid mites Phytoseiulus persimilis and Neoseiulus californicus. Biocontrol Sci Technol. 13, 275-284 (2003).
  16. Moreira, G. F., De Moraes, G. J. The potential of free-living laelapid mites (Mesostigmata: Laelapidae) as biological control agents. Prospects for Biological Control of Plant Feeding Mites and Other Harmful Organisms. Carrillo, D., De Moraes, G., Peña, J. , Springer. Cham. 81-123 (2015).
  17. Binns, E. S. Phoresy as migration-some functional aspects of phoresy in mites. Biol Rev. 57 (4), 571-620 (1982).
  18. Chaires-Grijalva, M. P., et al. Acarine biodiversity associated with bark beetles in Mexico. Acarol Stud. 1, 152-160 (2019).
  19. Hofstetter, R. W., Moser, J., Blomquist, S. Mites associated with bark beetles and their hyperphoretic ophiostomatoid fungi. Biodiversity Series. 12, 165-176 (2014).
  20. Vissa, S., Hofstetter, R. W. The role of mites in bark and ambrosia beetle-fungal interactions . Insect Physiology and Ecology. , IntechOpen. (2017).
  21. Cardoza, Y. J., et al. Multipartite symbioses among fungi, mites, nematodes, and the spruce beetle, Dendroctonus rufipennis. Environ Entomol. 37 (4), 956-963 (2008).
  22. Hofstetter, R. W., Moser, J. C. The role of mites in insect-fungus associations. Annu Rev Entomol. 59, 537-557 (2014).
  23. Moser, J. C. Mite predators of the southern pine beetle. Ann Entomol Soc Am. 68 (6), 1113-1116 (1975).
  24. Abbatiello, M. J. A culture chamber for rearing soil mites. Turtox News. 43 (7), 162-164 (1965).
  25. Freire, R. A. P., De Moraes, G. J. Mass production of the predatory mite Stratiolaelaps scimitus (Womersley) Acari: Laelapidae). Syst Appl Acarol. 12 (2), 117-119 (2007).
  26. Massaro, M., Martin, J. P. I., De Moraes, G. J. Factitious food for mass production of predaceous phytoseiid mites (Acari: Phytoseiidae) commonly found in Brazil. Exp Appl Acarol. 70, 411-420 (2016).
  27. Barbosa, M. F., De Moraes, G. J. Evaluation of astigmatid mites as factitious food for rearing four predaceous phytoseiid mites (Acari: Astigmatina; Phytoseiidae). Biol Control. 91, 22-26 (2015).
  28. Peters, A., Han, R., Yan, X., Leite, L. G. Production of entomopathogenic nematodes. Microbial Control of Insect and Mite Pests. Lacey, L. A. , Academic Press. Cambridge, MA. 157-170 (2017).
  29. Berto, M. M., et al. Beyond phoresy: interactions between Histiogaster arborsignis (Acari: Acaridae), ambrosia beetles and their fungal symbionts in Florida avocados. Symbiosis. 89 (2), 151-176 (2025).
  30. Dhooria, M. S. Acarine technology. Fundamentals of Applied Acarology. , Springer. New Delhi, India. 21-39 (2016).
  31. Fountain, M. T., Hopkin, S. P. Folsomia candida (Collembola): A "standard" soil arthropod. Annu Rev Entomol. 50 (1), 201-222 (2005).
  32. Moshkin, V. S., Brygadyrenko, V. V. Influence of air temperature and humidity on Stratiolaelaps scimitus (Acari, Mesostigmata) locomotor activity in a laboratory experiment. Biosyst Divers. 30 (2), 191-197 (2022).
  33. Gauthier, T. L. J., et al. Field-scale compression of Sphagnum moss to improve water retention in a restored bog. J Hydrol. 612, 128160(2022).
  34. Bateman, G. C. The Vivarium-being a practical guide to the construction, arrangement, and management of vivaria. , Read Books Ltd. (2017).
  35. Schausberger, P. Cannibalism among phytoseiid mites: A review. Exp Appl Acarol. 29, 173-191 (2003).
  36. Marquardt, T., Kaczmarek, S., Halliday, B. Ovoviviparity in Macrocheles glaber (Müller) (Acari: Macrochelidae), with notes on parental care and egg cannibalism. Int J Acarol. 41 (1), 71-76 (2015).
  37. Berndt, O., Meyhöfer, R., Poehling, H. M. Propensity towards cannibalism among Hypoaspis aculeifer and H. miles, two soil-dwelling predatory mite species. Exp Appl Acarol. 31, 1-4 (2003).
  38. Walter, D. E., Proctor, H. C. Mites in soil and litter systems. Mites: Ecology, Evolution & Behaviour: Life at a Microscale. , Springer. Dordrecht, Netherlands. 161-228 (2013).
  39. Ricci, M., et al. Development of a low-cost technology for mass production of the free-living nematode Panagrellus redivivus as an alternative live food for first feeding fish larvae. Appl Microbiol Biotechnol. 60, 556-559 (2003).
  40. Rueda-Ramírez, D., et al. Colombian population of the mite Gaeolaelaps aculeifer as a predator of the thrips Frankliniella occidentalis and the possible use of an astigmatid mite as its factitious prey. Syst Appl Acarol. 23 (12), 2359-2372 (2018).
  41. Navarro-Campos, C., Wäckers, F. L., Pekas, A. Impact of factitious foods and prey on the oviposition of the predatory mites Gaeolaelaps aculeifer and Stratiolaelaps scimitus (Acari: Laelapidae). Exp Appl Acarol. 70, 69-78 (2016).
  42. Mégevand, B., et al. Maintenance and mass rearing of phytoseiid predators of the cassava green mite. Exp Appl Acarol. 17 (1), 115-128 (1993).
  43. Hwang, H. -S., et al. Simple mass-rearing technique of a predatory mite Gaeolaelaps aculeifer (Canestrini) Acari: Laelapidae). Entomol Res. 49, 529-533 (2019).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

מאמרים קשורים