מאמר שיטה

אולטרסאונד דופלר להדמיה חיה וכימות של תפקוד כלי הדם בשחלות בעכברים

683 צפיות

⸱

DOI:

10.3791/69169

⸱

14 בנובמבר 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Animal Science, Cornell University, 2Biotechnology Resource Center Imaging Facility, Cornell University

במאמר זה

סיכום

שינויים בזרימת הדם בשחלות בתקופה שלפני הביוץ חיוניים לביוץ. אולטרסאונד דופלר שימש בבני אדם ובבעלי חיים גדולים כדי להעריך המודינמיקה של השחלות וזלוף. מוצג פרוטוקול ליישום אולטרסאונד דופלר להערכת המודינמיקה של השחלות במהלך השלבים הקדם-ביוציים והפרי-ביוץ בעכברים.

תקציר

כדי להעריך ביעילות את תפקוד כלי הדם בשחלות ולהבין את תפקידו בפיזיולוגיה ובפתולוגיה של השחלות, גישות לא פולשניות in vivo חיוניות ללכידת שינויים בזמן אמת מבלי לשבש את זרימת הדם התקינה. אולטרסאונד דופלר הוא כלי מבוסס ולא פולשני להערכת זרימת הדם בשחלות במינים גדולים יותר, אך יישומו הוגבל בעכברים, שהם אחד המודלים הנפוצים ביותר של בעלי חיים למחקר בביולוגיה של השחלות, כגון ביוץ. ביוץ הוא תהליך מווסת היטב התלוי בהתבגרות זקיקים מתואמת המעוררת על ידי הורמון מגרה זקיקים, ואחריו נחשול הורמון לוטניזציה קדם-ביוץ (LH) המוביל לקרע בדופן הזקיק ולשחרור ביציות להפריה. נחשול ה-LH מעורר גם סדרה של שינויים מבניים ותפקודיים בכלי הדם בשחלות (שיפוץ כלי הדם), כגון אנגיוגנזה והתכווצות של נימים באתר הקרע הזקיקי זמן קצר לפני הביוץ. בנוסף, עלייה מהירה בזרימת הדם בשחלות בעקבות עליית ה-LH דווחה במספר מינים אך לא בעכברים. פרוטוקול זה משתמש באולטרסאונד דופלר כדי לדמיין את כלי הדם בשחלות העכברים ולכמת פרמטרים המודינמיים. הפרוטוקול המוצג כאן מדווח על שיטות מפורטות ליצירת הורמונים, הרדמה, מיקום העכבר, זיהוי השחלה וכלי הדם שלה באמצעות דופלר כוח וצבע, ומדידת מהירות זרימת הדם ופרמטרים של התנגדות. שיטה זו מאפשרת הערכה אורכית בזמן אמת של תפקוד כלי הדם בשחלות בעכברים חיים, ומספקת כלי רב עוצמה לחקר תפקוד כלי הדם בשחלות בהקשרים פיזיולוגיים ופתולוגיים כאחד.

מבוא

השחלה היא איבר בעל כלי דם גבוהים, ושינויים מחזוריים, מבניים ותפקודיים מווסתים היטב בכלי הדם שלה (שיפוץ כלי הדם) חיוניים לפיזיולוגיה תקינה של השחלות, כולל התפתחות זקיקים, ביוץ והיווצרות קורפוס לוטום 1,2,3,4. שיפוץ כלי דם מקיף סדרה של תהליכים מתואמים כגון שינויים בחדירות כלי הדם, אנגיוגנזה, הרחבת כלי דם, התכווצות כלי דם ושינויים בזרימת הדם (המודינמיקה). תהליכים אלה מאפשרים לשחלה להתאים במהירות את אספקת הדם בתגובה לרמזים הורמונליים לאורך מחזור הייחום 1,2,3,5,6,7,8,9. שיבושים בשיפוץ כלי הדם ובזרימת הדם בשחלות פוגעים בביוץ ומעורבים בהפרעות פוריות כגון תסמונת השחלות הפוליציסטיות 2,3,10,11. באופן דומה הוכח כי השמנת יתר משבשת אנגיוגנזה ומפחיתה את הביטוי של מתווכי כלי דם כגון אנדותלין-212,13. בנוסף, תסמונת גירוי יתר שחלתי, סיבוך הקשור בעיקר לגירוי שחלתי באמצעות טיפול בגונדוטרופין במהלך הפריה חוץ גופית, מציגה לעתים קרובות זרימת דם סטרומלית מוגברת בשחלה, תוך הדגשת ההשלכות המזיקות של תפקוד כלי דם לא מווסת14. באופן קולקטיבי, מצבים אלה מדגישים את התפקיד המרכזי של שיפוץ כלי הדם בשחלות בשמירה על פוריות האישה ומדגישים את חשיבות ההמודינמיקה בתמיכה בתפקוד השחלות.

הערכה מדויקת של תפקוד כלי הדם בשחלות דורשת מדידה בזמן אמת של המודינמיקה מבלי לשבש את הסביבה הפיזיולוגית. בבני אדם ובמודלים של בעלי חיים גדולים כגון בקר, כבשים וסוסים, אולטרסאונד דופלר הוא כלי בשימוש נרחב ולא פולשני להערכת זרימת הדם השחלתית וארכיטקטורת כלי הדם 15,16,17,18. טכניקה זו מאפשרת ניתוח דינמי של כלי דם בשחלות ולוכדת שינויים מונעי הורמונים בזרימת הדם, ומציעה תובנות חשובות לגבי תפקוד השחלות ותפקוד לקוי 15,16,17,18.

למרות השימוש הנרחב בעכברי מעבדה כמודל למחקר בביולוגיה של השחלות בשל מחזור הרבייה הקצר והיכולת הגנטית שלהם, שיטות לא פולשניות לחקר זרימת הדם השחלתית במודל זה נותרו מוגבלות19,20. הגישות הקיימות מסתמכות על פרוצדורות פולשניות ביותר הדורשות החצנה של השחלה (מיקרוסקופיה תוך-חיונית), או על טכניקות כגון גישת CLARITY או הדמיה שלמה חסרות רזולוציה זמנית ומשבשות את ההקשר הפיזיולוגי 1,2,3,4. כמודל היונקים הנפוץ ביותר למניפולציה גנטית ומחקרי רבייה, העכבר מהווה הזדמנות לחקור מנגנונים מולקולריים של המודינמיקה של השחלות ולהעריך התערבויות ממוקדות. זה מדגיש את הצורך בגישות הדמיה לא פולשניות, אורכיות וכמותיות לניטור שינויים דינמיים בכלי הדם בשחלות in vivo.

תהליך הביוץ, אירוע מרכזי בפוריות האישה, מדגים את החשיבות של שיפוץ כלי הדם בשחלות בפוריות האישה. זה מתחיל בהתבגרות זקיקים הנגרמת על ידי הורמון מגרה זקיק (FSH) ומגיע לשיאו בנחשול LH הגורם לקרע זקיקי ושחרור ביציות1. בעקבות גירוי עם גונדוטרופין כוריוני של סוסים (eCG), המחקה את ההשפעות של FSH, רשת כלי הדם בשחלות מתרחבת2. גידול כלי דם זה מתקדם החוצה ממדולה השחלה לכיוון קליפת המוח כדי לתמוך בזקיקים המתפתחים2. זמן קצר לפני הביוץ, כלי הדם מתרחבים לשכבת תאי הגרנולוזה, והתכווצות כלי דם מקומית נצפית בקודקוד הזקיקים - אתר הקרע הסופי ושחרור הביציות3. שינויים מתואמים אלה בכלי הדם הם קריטיים לביוץ מוצלח 1,2,3. מחקרי דופלר במודלים של בעלי חיים גדולים ובבני אדם חשפו שינויים בהמודינמיקה במהלך התקופה שלפני הביוץ, כולל עלייה מהירה בזלוף השחלות וחלוקה מחדש מקומית של זרימת הדם בתוך הזקיק הקדם-ביוץ, המאופיינת בזרימה מוגברת בבסיס (הקרוב ביותר לסטרומה השחלתית - הנגדית לקודקוד) וירידה בזרימה בקודקוד16. העלייה במהירות זרימת הדם בשחלות מיד לאחר עליית ה-LH הייתה קשורה לביוץ מוצלח בנשים15. עם זאת, אף מחקר עדיין לא עקב לאורך זמן אחר השינויים ההמודינמיים הללו בשחלת העכברים השלמה, מה שמגביל את הבנתנו לגבי שיפוץ כלי הדם במודל נפוץ זה.

כדי להתמודד עם פער זה, אנו מציגים פרוטוקול לאולטרסאונד דופלר המאפשר הדמיה לא פולשנית של שחלת העכבר וכלי הדם שלה, יחד עם כימות המודינמיקה של השחלות, כולל מדדי מהירות והתנגדות. למרות שלבדיקה MS-700 ששימשה במחקר זה יש רזולוציה מוגבלת (צירית/רוחבית: 30/58 מיקרומטר), המונעת ניתוח מפורט של נימים, היא עדיין מאפשרת הדמיה וכימות ברורים של כלי הדם העיקריים בשחלות. השימוש בחומרי ניגוד ביישומים עתידיים עשוי לשפר עוד יותר את ההדמיה של כלי הדם. בסך הכל, גישה זו מאפשרת מדידות אורך חוזרות באותה חיה על פני נקודות זמן מוגדרות, כגון בתקופה שלפני הביוץ, תוך שמירה על שלמות פיזיולוגית, יתרון מרכזי על פני טכניקות פולשניות קיימות.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל העכברים ששימשו נשמרו בהתאם למדריך המכון הלאומי לבריאות לטיפול ושימוש בחיות מעבדה, עם אישור אתי מהוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים באוניברסיטת קורנל. כל בעלי החיים ששימשו בפרוטוקול זה היו עכברי C57BL6 לא בשלים (בני 21-23 יום).

1. גירוי הורמונלי לביוץ

  1. יש להזריק לעכברים בני 21-23 יום במשקל 10-12 גרם תוך צפקי עם 5 יחב"ל של גונדוטרופין בסרום סוסה בהריון (PMSG) ואחריו 5 יחב"ל של גונדוטרופין כוריוני אנושי (hCG) 48 שעות לאחר מכן. הכן כל זריקה על ידי דילול של 50 מיקרוליטר של הורמון (שהורכב מחדש מבקבוקון מלאי של 5000 IU) ב-950 מיקרוליטר של מי מלח סטריליים עם פוספט, ומתן 0.1 מ"ל לעכבר.

2. רצף הפעלה של מכונת אולטרסאונד והגדרת מתמר

  1. הפעל את החשמל הראשי הממוקם בגב מערכת ההדמיה. לאחר אתחול המערכת, העבר את מתג ההמתנה של המחשב בצד שמאל של העגלה כדי להעיר את הצג והמחשב.
  2. חבר את המתמר הרצוי (MS-700 המשמש כאן - 30-70 מגה-הרץ) ליציאת המתמר הפעיל ביחידת ההדמיה (היציאה הימנית ביותר). יישר את סיכת הנעילה במחבר המתמר עם החריץ ביציאה, ולאחר מכן דחף את המחבר פנימה במלואו וסובב את ידית הנעילה למצב אנכי כדי לאבטח אותו.
  3. הפעל את תוכנת הניתוח על ידי לחיצה על סמל התוכנה. לאחר פתיחת התוכנית וזיהוי המתמר (אוטומטית), בחר את חבילת היישום השחלתי . לחץ על חדש כדי ליצור מחקר חדש ובחר את השם המתאים מהתפריט הנפתח. בחלון פרטי המחקר , הזינו את השדות הנדרשים: שם המחקר; שם הסדרה; חבילת יישום: שחלה; חבילת מדידה: כלי דם.

3. הרדמה, הכנת עכברים והגדרת שלב אולטרסאונד

  1. הפעל את יחידת הניטור הפיזיולוגית (טמפרטורה ודופק). ודא שהפלטפורמה מחוממת (37 מעלות צלזיוס).
  2. בדוק שמפלס האיזופלורן נמצא מעל קו המילוי המינימלי במאגר האידוי. במידת הצורך, הוסף איזופלורן באמצעות ציוד מגן אישי מתאים. פתח את שסתום מיכל החמצן לאט ומלא. הגדר את קצב זרימת החמצן על 1 ליטר לדקה.
  3. כוונן את תא העצירה על צינור ה-y כדי לאפשר לחמצן ואיזופלורן לזרום לתא האינדוקציה. ודא שתא העצירה המוביל לחרוט האף על פלטפורמת העכבר סגור במהלך שלב זה. הגדר את חוגת האידוי כך שתספק 3-4% איזופלורן (נפח/נפח) לאינדוקציה.
  4. הכנס את העכבר לתא האינדוקציה וסגור את המכסה היטב.
    הערה: תא האינדוקציה אטום מבחינה פונקציונלית. לעולם אל תשאיר בעל חיים בתא אטום ללא זרימת גז פעילה.
  5. הכן את פלטפורמת ההדמיה על ידי מריחת כמות קטנה של קרם אלקטרודות על כל אחת מהאלקטרודות כדי להבטיח מגע תקין לניטור דופק.
  6. לאחר שהחיה מורדמת לחלוטין, כוון מחדש את זרימת הגז על ידי פתיחת תא העצירה לקונוס האף על פלטפורמת ההדמיה וסגירת תא העצירה לתא האינדוקציה.
  7. העבר בעדינות את העכבר לפלטפורמת ההדמיה המחוממת. הנח את העכבר במצב שכיבה (הצד הגבי פונה כלפי מעלה) (איור 1A). הנח את חרוט האף היטב מעל האף של החיה, וודא שגם האף וגם הפה מכוסים כדי לשמור על הרדמה. הדביקו כל רגל בקרם האלקטרודה על כרית האלקטרודה המתאימה לניטור פיזיולוגי. יש למרוח משחה עיניים למניעת התייבשות הקרנית בזמן ההרדמה.
  8. הפחת את ריכוז האיזופלורן ל-1.5-2.0% כדי לשמור על ההרדמה על ידי סיבוב הכפתור שמאלה. ודא עומק הרדמה הולם בשיטת רפלקס צביטת הבוהן (אין להבחין בנסיגה). עקוב בקפידה אחר הסימנים החיוניים של בעל החיים כל 5 דקות במהלך סשן ההדמיה: (i) קצב הנשימה; (2) קצב פעימות הלב; (3) כל תנועה העלולה להצביע על אי נוחות; ו -(iv) לוודא שפלטפורמת ההדמיה מחוממת לטמפרטורה הנכונה לאורך כל הדרך.
  9. הכן את הרבע הימני התחתון של הגב על ידי גילוח האזור עם מכונת גילוח חשמלית. גלח מהגפה האחורית הימנית עד לקו האמצע של הגב, תוך שמירה על עמוד השדרה. מרחו שכבה דקה של קרם מסיר שיער גוף על האזור שגולח קודם לכן למשך 30 שניות עד דקה אחת כדי להסיר את כל השיער שנותר. נגב היטב עם גזה לחה. מרחו שכבה נדיבה ואחידה של ג'ל אולטרסאונד על האזור המגולח כדי להבטיח צימוד אקוסטי אופטימלי.
  10. מקם את בדיקת המתמר במצב רוחבי ביחס לעכבר במעמד המכני כשחריץ הכיוון פונה משמאל למפעיל. אבטח את הגשושית במקומה באמצעות clamp.

4. זיהוי כלי הדם של השחלות והשחלות באמצעות אולטרסאונד דופלר

  1. בלוח הבקרה, לחץ על מקש B-Mode כדי להפעיל את חלון ההדמיה הסטנדרטי בגווני אפור, המאפשר הדמיה של מבנים אנטומיים.
  2. הורד בעדינות את המתמר על האזור המגולח המצופה בג'ל אולטרסאונד.
    1. ודא שפלטפורמת ההדמיה והעכבר ממוקמים שטוחים (במקביל למשטח הספסל), ושהמתמר מונמך בניצב (זווית של 90° - אנכית) לעכבר ולפלטפורמה (איור 1A).
    2. כדי לאתר את השחלה, משוך את העור לכיוון שמאל, ולאחר מכן מקם את המתמר ליד האזור העליון של הרביע המגולח, קרוב יותר לקו האמצע של הגב. יישר את הקצה השמאלי של הגשושית הצמוד לעמוד השדרה, כאשר הקצה הימני משתרע מעט על האגף הצדדי הימני.
  3. כדי לזהות את השחלה, גלה תחילה את הכליה, מבנה ביצי גדול ואפור בהיר (5 מ"מ × 6 מ"מ) עם קליפת המוח והמדולה הנראים. לאחר מכן דחף את פלטפורמת ההדמיה מעט קדימה (לכיוון ראש העכבר), מה שגורם לשחלה ולרקמת השומן הפרי-שחלתית (POAT) להופיע.
    הערה: השחלה היא מבנה קטן, עגול, היפואקואי (אפור כהה), כ-1X2 מ"מ (בשלב טרום הביוץ), הממוקם לרוחב חוט השדרה. ה-POAT נראה היפר-אקואי (לבן בוהק).
  4. כדי לצלם ולאחסן סרטונים של השחלה במצב B, המתן עד שמספר הפריימים יגדל (עד 100 פריימים), ולחץ על כפתור Cine Store בלוח המקשים.
  5. כדי לאשר זיהוי שחלות ולדמיין כלי דם בעלי רגישות גבוהה לזרימה במהירות נמוכה, עבור ממצב B להפעלת מצב דופלר על ידי לחיצה על המקש המיועד בלוח הבקרה.
  6. התאם את הגדרות דופלר הכוח הבאות להדמיה אופטימלית של כלי הדם בשחלות על ידי סיבוב כפתורים בלוח המקשים: רווח דופלר: 32-55 dB; רגישות: 5; טווח דינמי: 15 DR; מהירות 1 קילו-הרץ.
    הערה: ניתן view הערכים בלוח הצד השמאלי והם ישתנו כאשר הכפתורים יסובבו
  7. במצב דופלר כוח או במצב דופלר צבעוני (לחץ על המקש המיועד בלוח המקשים), זהה את כלי הדם הבאים על ידי הזזת הפלטפורמה בעדינות קדימה ואחורה כדי לדמיין היבטים שונים של כלי הדם: (i) עורק השחלה (OA), המסתעף מאבי העורקים הבטני ומגיע מכיוון ה-POAT כדי להיכנס להילום השחלה; (ii) כלי הדם המדולריים (MV) בתוך המדולה המרכזית; ו-(iii) כלי הדם בקליפת המוח (CV) שמקיפים זקיקים מתפתחים בקליפת המוח החיצונית (איור 1B).
    הערה: ייתכן שכלי קליפת המוח לא יהיו גלויים באופן עקבי בשל קוטרם הקטן ומהירות הזרימה הנמוכה שלהם. כלי דם בבסיס הזקיק ניתנים לזיהוי ביתר קלות, בעוד שאלו שבקודקוד לרוב אינם נראים לעין, במיוחד ממש לפני הביוץ.
  8. לחץ על חנות Cine כדי לצלם סרטונים של השחלה וכלי הדם שלה במצב דופלר כוח או צבע בכל עת כדי לשמור את הסרטון המוצג כעת על המסך.
  9. כדי להבחין בין זרימה עורקית לזרימה ורידית, הקישו על מקש מצב דופלר צבעוני בלוח המקשים. במצב זה, כיוון הזרימה מקודד בצבע: אדום מציין זרימה לכיוון המתמר, ואילו כחול מציין זרימה הרחק ממנו. הכלי בעל המהירות הממוצעת הגבוהה יותר הוא עורק השחלה.
  10. ניתן להעריך שינויים בזלוף הדם במצב דופלר בצבע או בעוצמה על ידי הדמיית גודל כלי הדם ועוצמת הצבע (דופלר צהוב בעוצמה, דופלר אדום או כחול).

5. הערכת המודינמיקה עם אולטרסאונד דופלר צבע ועוצמה

  1. במצב דופלר צבעוני או דופלר חשמלי, לחץ על לחצן דופלר גל פועם (PW) במקלדת מערכת האולטרסאונד. זה מעלה את שער נפח הדגימה (כלומר, שני הקווים האופקיים). לחץ על כפתור PW פעם שנייה כדי להפעיל את צורת הגל הספקטרלית של דופלר בפאנל התחתון.
  2. מקם את שער הדגימה (כלי מדידה מתכוונן - מאפשר למשתמש להגדיר את האזור בו יימדדו המהירויות) בתוך מרכז לומן כלי הדם, תוך הבטחת יישור עם כיוון זרימת הדם. כוונן את זווית האינסונסציה כך שתהיה מקבילה ככל האפשר לכלי השיט ושמור עליה ב-≤60° כדי להבטיח חישובי מהירות מדויקים. כוונן את זווית האינסונזציה על ידי סיבוב כפתור הזווית המתאים.
  3. הנח את שער הדגימה במיקומים הבאים עבור כל סוג כלי שיט. עורק שחלות: בתוך הכלי ממש קרוב לנקודת הכניסה שלו לשחלה. כלי מדולרי: בנקודת ההסתעפות המרכזית, שם מסתעף ה-MV לכלי קליפת המוח. נקודת הסתעפות זו מופיעה כבריכת דם מיד לאחר הכניסה לשחלה. כלי קליפת המוח: בתוך כלי בבסיס זקיק גדל, כאשר ניתן לזהות.
  4. לאחר ששער הדגימה ממוקם במיקום הרצוי וצורת גל דופק ברורה נראית לעין, לחץ על Cine Store כדי להקליט ולשמור גם את תמונת האולטרסאונד וגם את צורת הגל הספקטרלית של דופלר המתאימה.
  5. לאחר השלמת ההדמיה, הסר בעדינות את העכבר מפלטפורמת ההדמיה. נגב כל ג'ל אולטרסאונד מאחור והנח את העכבר על כרית חימום עד שהוא מתעורר לחלוטין.

6. ייצוא ושמירת נתונים

  1. לאחר השלמת כל ההדמיה ושמירת מסגרות הסטילס ולולאות הקולנוע הרצויות באמצעות פונקציית Cine Store , לחץ על לחצן ניהול המחקר הממוקם בצד השמאלי העליון של מקלדת מערכת האולטרסאונד. פעולה זו תפתח את חלון דפדפן הלימוד , ותציג רשימה של כל התמונות השמורות ולולאות הקולנוע מההפעלה הנוכחית.
  2. בחלון דפדפן Study , בחר את הקבצים לשמירה.
    1. כדי לשמור סדרה שלמה, בחר את שם הסדרה המתאים - פעולה זו תדגיש באופן אוטומטי את כל התמונות המשויכות ולולאות הקולנוע. לחץ על העתק אל כפתור כדי להמשיך.
    2. כאשר תתבקש, לחץ על תיקיית היעד או הכונן החיצוני שבו יש לשמור את הקבצים המיוצאים. ודא שתבנית הקובץ ונתיב היעד נכונים לפני סיום הייצוא.

7. כבה את הרצף ונקה

הערה: יש להשלים שלבים אלה מיד לאחר סיום ההדמיה וכל הנתונים נשמרו וייצאו.

  1. לאחר ייצוא כל הנתונים הדרושים, לחץ על הסמל Shutdown בחלון Study Browser של יישום תוכנת הניתוח. זה יכבה בבטחה גם את מחשב הרכישה וגם את לוח הבקרה.
  2. אפשר למאווררי קירור המערכת לפעול במשך 5-10 דקות. לאחר השלמת הקירור, כבה את החשמל הראשי באמצעות המתג הממוקם בגב עגלת ההדמיה.
  3. כבה את כל ציוד העזר: אספקת חמצן, וופורייזר איזופלורן ויחידת ניטור פיזיולוגית.
  4. נקה את מתמר האולטרסאונד: נגב תחילה את כל ג'ל האולטרסאונד שנותר באמצעות מגבונים נטולי מוך, ולאחר מכן חטא את פני השטח עם מגבונים לחים ללא מוך או מגבוני חיטוי המומלצים לציוד אלקטרוני רגיש.
  5. נקה את פלטפורמת העכבר והמקלדת עם מגבוני חיטוי. אל תשתמש באלכוהול אתילי על האלקטרודות של פלטפורמת העכבר, מכיוון שהוא עלול לפגוע ברכיבים רגישים.
  6. נגב את תא האינדוקציה במגבות נייר לחות. השלך את מגבות הנייר למיכל הפסולת הביולוגית.
  7. השלך את כל החומרים החד-פעמיים (למשל, כפפות, סרט כירורגי, גזה, אפליקטורים עם קצה כותנה) במיכל המיועד לסיכון ביולוגי.

8. מדידת פרמטרים המודינמיים באמצעות צורות גל של פולס דופלר

  1. ביישום הניתוח, לחץ על העתק מתוך, בחר את השם המתאים מהתפריט הנפתח, נווט למקום שבו המחקר נשמר, בחר אותו ולחץ על אישור כדי לייבא אותו.
  2. פתח את תמונת הדופלר הרצויה ולחץ על סמל המידות בפינה השמאלית התחתונה כדי לפתוח את לוח המדידה.
  3. לחץ על כלי מדידת המהירות בפינה השמאלית העליונה של לוח המדידה כדי לכמת את שלושת מהירויות השיא הסיסטוליות הגבוהות ביותר (PSV) ומהירויות הסיום הדיאסטוליות (EDV) מצורת הגל הספקטרלית של דופלר על ידי לחיצה בחלק העליון של גלי ה-PSV וה-EDV (הכלי ימדוד אוטומטית את גודל הגל מנקודת הלחיצה למטה לציר ה-x). כלול רק צורות גל המציגות לפחות שלושה מחזורי לב נפרדים עם שיאי PSV ו-EDV ברורים ועקביים.
  4. כדי לחשב את המהירות הממוצעת, חשב תחילה את הממוצע של שלושת ערכי ה-PSV שנבחרו ואת הממוצע של שלושת ערכי ה-EDV. לאחר מכן חשב את המהירות הממוצעת באמצעות הנוסחה: מהירות ממוצעת = (PSV ממוצע + EDV ממוצע)/2.
  5. עבור מהירויות מתחת לסף הזיהוי של 10 מ"מ לשנייה, הקצה ערך של 5 מ"מ לשנייה (מהירות ממוצעת מתחת לסף) או השלך את המדידה על סמך מטרת המחקר.
  6. כדי לחשב את מדד ההתנגדות (RI), השתמש בנוסחה הסטנדרטית: RI = (PSV - EDV)/PSV. מדד זה מספק מדד להתנגדות כלי הדם ויש לחשב אותו באמצעות ערכי PSV ו-EDV הממוצעים לדיוק.
  7. כדי לחשב את מדד הפעימה (PI), השתמש בנוסחה הסטנדרטית: PI = (PSV - EDV)/מהירות ממוצעת

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

מטרת פרוטוקול זה היא ליישם אולטרסאונד דופלר כדי להמחיש את שחלת העכברים ואת כלי הדם שלה, להעריך שינויים בזלוף השחלות ולכמת המודינמיקה של השחלות.

איור 2 מציג תמונות מייצגות של אותה שחלה על פני מספר נקודות זמן במהלך התקופה הפרי-ביוץ (12 שעות לפני ו-12 שעות אחרי הביוץ) לאחר הזרקת hCG. איור 2A מציג תמונות במצב B המשמשות לאיתור השחלה ביחס ל-POAT ולביצית (שלב 4.3 בפרוטוקול). איור 2B

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

מחקר זה מציג שיטה לא פולשנית להדמיה וכימות המודינמיקה של השחלות in vivo באמצעות אולטרסאונד דופלר. בניגוד לשיטות הקיימות, גישה זו מאפשרת הערכה בזמן אמת של זרימת הדם מבלי לשבש את תפקוד כלי הדם. אולטרסאונד דופלר הוא כלי בשימוש נרחב ויעיל להערכת מורפולוגיה שחלתית ותפקוד כלי דם בבני אדם ובמודלים של בעלי חיים גדולים 15,16,17,18. יישומו בפיזיולוגיה של שחלות ע...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין מה לחשוף.

תודות

מחקר זה נתמך על ידי NICHD 1R01HD109392. נתוני ההדמיה נרכשו באמצעות מתקן ההדמיה של מרכז משאבי הביוטכנולוגיה של קורנל (BRC), עם NIH S10OD016191 עבור האולטרסאונד VisualSonics Vevo-2100.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
סרט 3M SurgicalVWR אינטרנשיונל LLCMMM1534-3
ג'ל העברת אולטרסאונד Quasonic Clear  פארקרPKR-03-08
מכונת תספורת שיערסקאל שיבר LLCBBT 2020
גונדוטרופין כוריוני אנושיסיגמא אולדריץ'9002-61-3
מסיר שיער Nair Body Creamנאירהסרת שיער
Optixcare Eye Lube Plus  אוונטיקסOPX-4252
קרם אלקטרודות Parker SignacremeפארקרPKR-17-05-CS
גונדוטרופין בסרום של סוסה בהריוןאנזימים יצירתייםNATE-0969
מערכת ההדמיה VisualSonics Vevo 2100VisualSonics Inc.

מקורות

  1. Duffy, D. M., Ko, C., Jo, M., Brannstrom, M., Curry, T. E. Jr Ovulation: Parallels with inflammatory processes. Endocr Rev. 40 (2), 369-416 (2018).
  2. Feng, Y., et al. Clarity reveals dynamics of ovarian follicular architecture and vasculature in three-dimensions. Sci Rep. 7 (1), 44810(2017).
  3. Migone, F. F., et al. In vivo imaging reveals an essential role of vasoconstriction in rupture of the ovarian follicle at ovulation. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (8), 2294-2299 (2016).
  4. Fan, H. Y., Liu, Z., Johnson, P. F., Richards, J. S. CCAAT/enhancer-binding proteins (C/EBP)-α and -β are essential for ovulation, luteinization, and the expression of key target genes. Mol Endocrinol. 25 (2), 253-268 (2011).
  5. Janson, P. O., Albrecht, I., Ahrén, K. Effects of prostaglandin F2α on ovarian blood flow and vascular resistance in the pseudopregnant rabbit. Acta Endocrinol (Copenh). 79 (2), 337-350 (1975).
  6. Brännström, M., et al. Preovulatory changes of blood flow in different regions of the human follicle. Fertil Steril. 69 (3), 435-442 (1998).
  7. Murdoch, W. J., Nix, K. J., Dunn, T. G. Dynamics of ovarian blood supply to periovulatory follicles of the ewe. Biol Reprod. 28 (4), 1001-1006 (1983).
  8. Siddiqui, M., et al. Temporal relationships of the LH surge and ovulation to echotexture and power Doppler signals of blood flow in the wall of the preovulatory follicle in heifers. Reprod Fertil Dev. 22, 1110-1117 (2010).
  9. Acosta, T. J., Miyamoto, A. Vascular control of ovarian function: Ovulation, corpus luteum formation and regression. Anim Reprod Sci. 82 - 83, 127-140 (2004).
  10. Tal, R., Seifer, D. B., Arici, A. The emerging role of angiogenic factor dysregulation in the pathogenesis of polycystic ovarian syndrome. Semin Reprod Med. 33 (3), 195-207 (2015).
  11. Di Pietro, M., Pascuali, N., Parborell, F., Abramovich, D. Ovarian angiogenesis in polycystic ovary syndrome. Reproduction. 155 (5), R199-R209 (2018).
  12. Velazquez, C., et al. Beneficial effects of metformin on mice female fertility after a high-fat diet intake. Mol Cell Endocrinol. 575, 111995(2023).
  13. Yang, P. -K., et al. Obesity alters ovarian folliculogenesis through disrupted angiogenesis from increased IL-10 production. Mol Metab. 49, 101189(2021).
  14. Agrawal, R., et al. Serum vascular endothelial growth factor and Doppler blood flow velocities in in vitro fertilization: Relevance to ovarian hyperstimulation syndrome and polycystic ovaries. Fertil Steril. 70 (4), 651-658 (1998).
  15. Waseda, T., et al. Hemodynamic response of ovarian artery after hCG injection. Mol Cell Endocrinol. 202 (1), 71-75 (2003).
  16. Acosta, T. J., Hayashi, K. G., Ohtani, M., Miyamoto, A. Local changes in blood flow within the preovulatory follicle wall and early corpus luteum in cows. Reproduction. 125 (5), 759-767 (2003).
  17. Petridis, I. G., et al. Doppler ultrasonographic examination in sheep. Small Rumin Res. 152, 22-32 (2017).
  18. Miro, J. Ovarian ultrasonography in the mare. Reprod Domest Anim. 47 (s3), 30-33 (2012).
  19. Cunha, G. R., et al. Reproductive tract biology: Of mice and. Differentiation. 110, 49-63 (2019).
  20. Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Mo Med. 110 (3), 207-211 (2013).
  21. Lee, W., Novy, M. J. Effects of luteinizing hormone and indomethacin on blood flow and steroidogenesis in the rabbit ovary. Biol Reprod. 18 (5), 799-807 (1978).
  22. Janson, P. O. Effects of the luteinizing hormone on blood flow in the follicular rabbit ovary, as measured by radioactive microspheres. Acta Endocrinol (Copenh). 79 (1), 122-133 (1975).
  23. Dowell, R. T., Gairola, C. G., Diana, J. N. Reproductive organ blood flow measured using radioactive microspheres in diestrous and estrous mice. Am J Physiol. 262 (4 Pt 2), R666-R670 (1992).
  24. De Visscher, G., Haseldonckx, M., Flameng, W. Fluorescent microsphere technique to measure cerebral blood flow in the rat. Nat Protoc. 1 (4), 2162-2170 (2006).
  25. Deveci, D., Egginton, S. Development of the fluorescent microsphere technique for quantifying regional blood flow in small mammals. Exp Physiol. 84, 615-630 (1999).
  26. Raz, T., et al. The hemodynamic basis for positional- and inter-fetal dependent effects in dual arterial supply of mouse pregnancies. PLoS One. 7 (12), e52273(2012).
  27. Fiorentino, G., Parrilli, A., Garagna, S., Zuccotti, M. Three-dimensional micro-computed tomography of the adult mouse ovary. Front Cell Dev Biol. 8, e52273(2020).
  28. Christensen-Jeffries, K., Browning, R. J., Tang, M. X., Dunsby, C., Eckersley, R. J. In vivo acoustic super-resolution and super-resolved velocity mapping using microbubbles. IEEE Trans Med Imaging. 34 (2), 433-440 (2015).
  29. Bar-Zion, A., et al. Doppler slicing for ultrasound super-resolution without contrast agents. BioRxiv. , (2021).
  30. You, Q., et al. Contrast-free super-resolution power Doppler (CS-PD) based on deep neural networks. IEEE Trans Ultrason Ferroelectr Freq Control. 70 (10), 1355-1368 (2023).
  31. Harmon, J. N., et al. Quantitative tissue perfusion imaging using nonlinear ultrasound localization microscopy. Sci Rep. 12 (1), 21943(2022).
  32. Welsh, A. W., et al. Three-dimensional US fractional moving blood volume: Validation of renal perfusion quantification. Radiology. 293 (2), 460-468 (2019).
  33. Schnell, D., Darmon, M. Bedside Doppler ultrasound for the assessment of renal perfusion in the ICU: Advantages and limitations of the available techniques. Crit Ultrasound J. 7 (1), 24(2015).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

מאמרים קשורים