הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

מודל העכבר של מעבר ממחלת כליות חריפה לכרונית שנגרם מאיסכמיה כליתית/פגיעה ברפרפוזיה

804 צפיות

⸱

DOI:

10.3791/69866

⸱

10 בפברואר 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, University of Pittsburgh Medical Center Children's Hospital of Pittsburgh (UPMC CHP), University of Pittsburgh

במאמר זה

סיכום

מאמר זה מציג מודל CKD איסכמי המשתמש ב-IRI כלייתי חד-צדדי עם נפרקטומיה נגדית שבוצעה יום לפני איסוף הדגימה; פרוטוקול זה מאפשר הערכה פונקציונלית מבוססת סרום, הישרדות גבוהה ופתולוגיה של CKD ניתנת לשחזור ב-28 ו-42 ימים, ומספק פלטפורמה גמישה למחקרים מכניים והתערבותיים.

תקציר

חסימה כירורגית חולפת של הפדיקולה הכלייתית גורמת לפגיעה באיסכמיה–רפווזיה כלייתי (IRI), מודל נפוץ לחקר פגיעות כליות חריפות (AKI) והתקדמותה למחלת כליות כרונית (CKD) בעכברים. עם זאת, פרוטוקולים קונבנציונליים לעיתים מונעים הערכה פונקציונלית מבוססת סרום או מניבים תמותה גבוהה. בעוד שמודלים קיימים של IRI כלייתי חד-צדדי ודו-צדדי מדגישים שחזוריות, עדיין קיימים אתגרים בהשגת חומרת פציעה עקבית והישרדות ארוכת טווח המתאימות לחקר התקדמות מחלת כליות כליות. כאן אנו מציגים פרוטוקול גישה גבית המספק מודל חזק וניתן לשחזור של המעבר האיסכמי מ-AKI ל-CKD. הגישה הגבית מקלה על גישה ישירה לכליות ומפחיתה מניפולציה תוך-בטנית. אנו משתמשים ב-IRI כלייתי חד-צדדי בשילוב עם נפרקטומיה נגדית שבוצעה יום לפני איסוף הדם והרקמות. גישה זו מציעה שני יתרונות עיקריים: (1) היא ממזערת שונות על ידי הימנעות מחוסר העקביות הקשורה לפציעה דו-צדדית, ו-(2) היא משיגה כמעט 100% הישרדות תוך שמירה על פציעה עקבית, בניגוד לפרוטוקולים שבהם נפרקטומיה מתבצעת מוקדם יותר ומלווה בתמותה גבוהה יותר. הערכה פונקציונלית מתבצעת על ידי BUN בסרום וקריאטינין, ופיברוזיס אינטרסטיציאלי נמדדת על ידי הפקדת קולגן מבוססי טריכרום וגן סמן CKD של מסון ב-28 ו-42 ימים לאחר IRI הכלייתי. ביחד, הקריאות הללו מספקות תובנות משלימות לגבי פגיעה תפקודית והתפתחות פתולוגיה ברקמות. פרוטוקול זה קובע מודל אמין ורב-שימושי של CKD איסכמי בעכברים לצורך מחקרים מכניים.

מבוא

AKI הוא סיבוך נפוץ אצל מטופלים מאושפזים ונשאר בעיה בריאותית עולמית משמעותית. מחקרים אפידמיולוגיים מצביעים על כך ש-AKI מופיע אצל עד 20% מהמאושפזים ו-30-60% מהחולים הקריטיים 1,2. למרות שחלק מהמטופלים מתאוששים את תפקוד הכליה, אחרים מראים החלמה חלקית, מה שמוביל אותם למחלות כליות3. המעבר מ-AKI ל-CKD מוכר יותר ויותר כגורם מרכזי לתוצאות ארוכות טווח והפך למוקד מחקר מכני וטיפולי 4,5,6. כדי לחקור את המנגנונים המולקולריים הבסיסיים ולבחון טיפולים פוטנציאליים, מודלים בעלי חיים ניתנים לשחזור הם חיוניים.

חסימה כירורגית חולפת של הפדיקולה הכלייתית (העורק והווריד) גורמת ל-IRI כלייתי, אחד המודלים הנפוצים ביותר לחקר AKI בעכברים. הליך זה גורם לפגיעה חריפה באפיתל הצינורי ולתגובה דלקתית שיכולה להתקדם לפיברוזיס בין-תמוך כרוני 7,8. עם זאת, פרוטוקולי IRI כלייתי קונבנציונליים מציבים מספר אתגרים. IRI כלייתי חד-צדדי קשור לתמותה מינימלית ומשמש באופן נרחב למחקרים ארוכי טווח9; עם זאת, הערכת תפקוד הכליות (למשל, כימיה של הסרום, ניתוח שתן או קצב סינון גלומרולרי) אינה אפשרית. IRI כלייתי דו-צדדי או מודלים המשלבים IRI כלייתי חד-צדדי עם נפרקטומיה נגדית סימולטנית או מוקדמת קשורים לעלייה בתמותה, מה שמגביל את השימוש בהם במחקרים כרוניים. בעוד שנבדקו לאחרונה וריאציות חזקות של מודלים אלו10, יישומם בסביבות מחקר כרוניות ראוי לבחינה מעמיקה. בנוסף, חלק מהפרוטוקולים משתמשים בלפרוטומיה וונטרלית אמצעית, שדורשת מניפולציה של איברים תוך-בטניים כדי לחשוף את הפדיקול הכלייתי. דבר זה יכול להגדיל את הפולשניות הכירורגית ואת המורכבות הטכנית. סקריפניק ואח' דיווחו כי נפרוקטומיה נגדית שבוצעה 8 ימים לאחר איסכמיה חד-צדדית מאפשרת הערכה סרולוגית של תפקוד הכליות לאחר הפציעה, תוך שמירה על שיעור הישרדות גבוה11. פרוטוקול זה מספק סט שיטתי של נהלים מותאמים להערכת ההתקדמות מ-AKI ל-CKD במשך תקופה של עד 42 ימים.

מחקר זה מדגים מודל איסכמי של AKI-CKD המשתמש ב-IRI כלייתי חד-צדדי, ואחריו נפרקטומיה נגדית מאוחרת שבוצעה יום לפני איסוף דגימות הכליה והדם. בעבר השתמשנו בהליכים דומים כמודל AKI במספר פרסומים 12,13,14,15. הרחבנו בהצלחה גישה זו לחקר המעבר מ-AKI ל-CKD, שבו בימים 28 ו-42 ניכרים סימנים ברורים ל-CKD (איור 1 לסכמה). גישה זו מספקת הישרדות מצוינת, יוצרת פנוטיפ פיברוטי מאוד בכליות פגועות, ומאפשרת הערכה של תפקוד הכליות באמצעות דם שנאסף. לכן, גישה זו שימושית במיוחד למחקרים שדורשים הערכה סרולוגית (בניגוד ל-IRI כלייתי חד-צדדי בלבד) ושיפור בשיעור ההישרדות (בהשוואה ל-IRI כלייתי דו-צדדי). שימשה גישה מצד הגב כדי להגיע ישירות לכליה. בהשוואה ללפרוטומיה בטנרלית אמצעית, גישה זו ממזערת מניפולציה תוך-בטנית ומגבילה את המניפולציה הכירורגית לרקמות הכליה והפריהילר, ובכך משפרת את העקביות הפרוצדורלית.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

הניסויים בבעלי חיים שנערכו במחקר זה אושרו על ידי ועדת הטיפול והשימוש בבעלי חיים של אוניברסיטת פיטסבורג (IACUC; פרוטוקול מס' 23103811), בהתאם להנחיות המוסדיות. קבוצת ביקורת ניתוח מזויף יכולה להיכלל לפי הצורך, ובדרך כלל עוברת חשיפה ניתוחית ללא קלימפינג וסקולרי או נפרקטומיה נגדית. ראו את מדור החומרים למידע מפורט על הכלים והציוד בהם משתמשים. חפצים חדים, כולל מחטים, להבי סכין וקליפסים, חייבים להיזרק במיכלים ייעודיים. פסולת ביולוגית, כולל רקמות וגופות, חייבת להיות מטופלת ומושלכת בהתאם לפרוטוקולי הפסולת הביולוגית המוסדיים. החומרים והציוד בהם משתמשים מופיעים בטבלת החומרים.

1. הכנת בעלי חיים והכנות ניתוחיות

  1. אוטוקלב לכל כלי הניתוח לפני השימוש. בעת ביצוע ניתוחים על מספר בעלי חיים, הסר דם ופסולת מהכלים בין ההליכים, ואז עיקר אותם במשך 10-15 שניות באמצעות חומר חיטוי חרוזים חם. תן לכלים להתקרר לפני השימוש החוזר.
  2. הקימו כרית חימום למעגל מים והצבו מנורת אינפרא-אדום מעל שדה הניתוח.
  3. הניחו את העכבר בתא הרדמה ועוררו הרדמה עם איזופלורן (1.5%-2% בחמצן, 1-2 ליטר לדקה) (בהתאם לפרוטוקולים שאושרו על ידי המוסדות). כאשר נראה שהעכבר איבד את ההכרה, יש לוודא עומק הרדמה מספק על ידי ביצוע צביטת אצבע כדי לוודא אובדן רפלקסיה.
  4. העבר את העכבר לכרית הניתוח המחוממת ולשמור על הרדמה באמצעות חרוט אף.
  5. ניתן לתת Ethiqa XR (בופרנורפין בשחרור ממושך; 3.25 מ"ג/ק"ג, s.c.) להקלה על כאבים לאחר ניתוח.
  6. הנח את העכבר במצב שכיבה על כרית הניתוח. אבטח את הגפיים עם סרט דבק אם צריך כדי למזער תנועה.
  7. גלח את השיער הגבי סביב אזור החתך המיועד בעזרת מכונן.
  8. מרחו משחה עינית על העיניים כדי למנוע ייבוש במהלך ההליך.
  9. הכנס גלאי רקטלי, אבטח אותו עם סרט דבק, וחבר אותו למדחום למעקב רציף.
  10. חטא את אזור הניתוח על ידי החלפת 10% פובידון-יוד ו-70% אתנול, ואז כסו את האזור בווילון סטרילי.

2. IRI כלייתי חד-צדדי

  1. בצע חתך עור גבי בקו אמצעי (3-4 ס"מ) החוצה את גובה הכליה.
  2. הפרדו את העור מהשכבות התת-עוריות באמצעות מספריים להפרדת רקמות.
  3. זהה את מיקום הכליה באמצעות מישוש דרך העור.
  4. בגובה שבו נראים הכליה, כ-1 ס"מ לרוחב עמוד השדרה בצד שמאל, יוצרים חתך שריר אורך של 1-1.5 ס"מ.
    הערה: אם החתך ארוך מדי, הכליה עלולה להחליק חזרה לחלל הבטן, מה שמסבך את המניפולציה הבאה. חתך עור מינימלי יכול לשמור על הכליה מחוץ לחוץ.
  5. הוציא בעדינות את הכליה החוצה דרך החתך הגב. אם ממברנה דקה חוסמת את הגישה, נתח אותה בצורה ישירה.
  6. בעת ייצוב הכליה באמצעות מלקחיים לא משוננים, יש לנתק באופן ישיר את השומן הפריהילרי ואת רקמת החיבור סביב הפדיקולה הכלייתית העליונה והתחתונה כדי ליצור "תעלה" להנחת קליפס וסקולרי.
  7. ודאו שטמפרטורת הליבה חמה מספיק (36.8-37.2 מעלות צלזיוס) לפני גרימת איסכמיה. יש להניח קלמפ וסקולרי לא טראומטי על העורק והווריד כחבילה.
    הערה: ודאו שהכלים ממוקמים בלסתות של הקלמפ ודחוסים בלחץ עקבי. הנח את הקלמפ במקום קבוע על ההילום. כיוון את הקלמפ בניצב לציר הכלי החשמלי. מהדק זה יכול לשמש מחדש לכ-10 פרוצדורות לבעלי חיים.
  8. משוך את העור לכסות את הכליה כדי לשמור עליו קרוב ככל האפשר לטמפרטורת הליבה של הגוף.
  9. שמור על טמפרטורת גוף הליבה של 36.8-37.2 מעלות צלזיוס במהלך איסכמיה על ידי כוונון משאבת החום ל-38-39 מעלות צלזיוס (כוון לפי הצורך) והדלקה/כיבוי מנורת האינפרא-אדום לשמירת טמפרטורת הגוף היעד (התאמת מרחק המנורה לפי הצורך).
    הערה: מערכת חימום "סנדוויץ' זו, הכוללת כרית חימום למעגל מים ומנורת אינפרא-אדום, שומרת ביעילות על טמפרטורת הגוף בטווח הצר של 36.8-37.2 מעלות צלזיוס. יש לרשום את טמפרטורת הגוף המרכזית בכל דקה כדי להבטיח שהיא נשמרת על 36.8-37.2 מעלות צלזיוס.
  10. לאחר 30 דקות מהתקופה האיסכמית, יש להסיר את הקלמפ ולהחזיר את הכליה עם מטוש צמר גפן לחלל הבטן.
    הערה: ודאו שכל הכליה נראית חיוורת באופן אחיד לפני הסרת הקלימפ. לאחר הסרת הקלמפ, אשר רפווזיה מוצלחת. אם ההחזרה מתעכבת משמעותית, כמו 30 שניות ומעלה, הדבר עשוי להעיד על ריפרפוזיה לא מלאה, ויש לשקול הוצאת החיה מהניתוחים הבאים. הרגישות ל-IRI כלייתי וחומרת מחלת כליות מושפעות משמעותית מגיל, מין ומתח רקע. ביצוע ניסוי פיילוט לקביעת משך האיסכמיה האופטימלי הוא חיוני לכל עיצוב מחקר.
  11. סגור את שכבת השריר עם תפרים נספגים 5-0 ואז את העור עם קליפסים לפצע (למשל, 9 מ"מ).
    הערה: יש להסיר את קליפסי הפצע 10 ימים לאחר הניתוח.
  12. הפסיקו את ההרדמה האיזופלורנית, ותנו לעכבר להתאושש בכלוב נקי. אם החיה החלימה מהרדמה ואינה מראה סימני מצוקה או היפותרמיה, החזירו את הכלוב לחדר תחזוקת בעלי החיים. בעלי החיים מנוטרים לכאבים או אי נוחות לאחר הניתוח, וניתן מנות נוספות של Ethiqa XR לפי הצורך. נקודות קצה הומניות נקבעות לפי הנחיות IACUC מוסדיות כדי למזער מצוקה של בעלי חיים.
    הערה: אתיקה XR מספקת הרדמה לכאבים עד 3 ימים. תנו מנה נוספת אם בעלי חיים מראים סימני כאב או אי נוחות 72 שעות לאחר המנה הראשונית.

3. נפרקטומיה נגדית

  1. עקבו אחרי שלב 1, שלבי הכנת בעלי חיים.
  2. בצע חתך עור כפי שמתואר בשלבים 2.1 ו-2.2.
  3. בגובה שבו הכליה הימנית נראית, כ-1 ס"מ לרוחב עמוד השדרה בצד ימין, יוצר חתך שריר אורך של 1-1.5 ס"מ.
  4. בעת החזקת הכליה עם מלקחיים לא משוננים, נתח באופן ישיר את השומן הפריהילר ורקמת החיבור כדי לחשוף את הפדיקולה הכלייתית.
  5. הפרדו בזהירות את בלוטת יותרת הכליה מהכליה, תוך השארת בלוטת יותרת הכליה שלמה והימנעות מפגיעה בכלי הדם.
  6. לחבר את הפדיקול הכלייתי עם קליפ קשירה (גודל קליפס: קטן) ותפרי משי 4-0, ואז חתך את כלי הדם בצד הכלייתי. לאחר מכן, חתך את השופכן והסרת הכליה.
  7. סגור את החתך כפי שמתואר בשלב 2.11.

4. איסוף דם ורקמת כליה

  1. השרה הרדמה בעכברים עם איזופלורן (1.5%-2% בחמצן, 1-2 ליטר לדקה) ואישור עומק ההרדמה באמצעות צביטת אצבע כדי לאמת אובדן רפלקסים.
  2. מניחים את העכבר במצב שכיבה, ואז מבצעים חתך קו אמצע והסרת הסרעפת.
  3. חשפו בזהירות את הלב והכניסו מחט 23 ג'י המחוברת למזרק של 3 מ"ל אל החדר השמאלי.
  4. משכו דם לאט (600-1,000 מיקרוליטר).
  5. הסר את המחט כדי למנוע המוליזה והעבר את הדם לצינור האיסוף.
  6. כריתת הכליה השמאלית וחתכה אותה באמצעות סכין (להב מותקן על ידית) בהתאם לדרישות המחקר.
  7. לבצע המתת חסד על ידי הסרת הלב תחת הרדמה (בהתאם לפרוטוקולים שאושרו על ידי המוסד).
  8. עיבד את הרקמות המקוטעות בהתאם לדרישות המחקר (למשל, קיבוע או הקפאה במהירות).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

השינוי האופייני בצבע הכליות שנצפה במהלך הניתוח אישר את ההשראת איסכמיה הכלייתית האחידה ואחריה רפרפוזיה מוצלחת. איסכמיה מוצלחת מתבטאת בשינוי בצבע הכליות משחור לסגול כהה, עם שיפור לאחר הסרת המהדק הוסקולרי, המאשר ריפרפוזיה. אם איסכמיה כלייתית לא מושרה בהצלחה, הכליה מראה שינוי צבע מינימלי בלבד, והפציעה שלאחר מכן עשויה שלא להיות עקבית. במחקר זה, עכברים זכרים מ-FVB/NJ עברו 30 דקות של איסכמיה כלייתית ואחריה ריפרפוזיה לגרימת פגיעת כליה. תוצאות מייצגות מוצגות באיור 2....

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

פרוטוקול זה מספק מודל שניתן לשחזור על ידי IRI כלייתי של המעבר מ-AKI ל-CKD, המאופיין בתפקוד כליה לקוי מתמשך ופיברוזיס אינטרסטיציאלי מתקדם, הנחשבים לסימני היכר של CKD 17,18. חסימת שופכה חד-צדדית (UUO) היא מודל CKD נפוץ מאוד, המעורר נפרופתיה חסימתית ומוביל בעיקר לפיברוזיס באמצעות חסימה צינורית מתמשכת18,19. איסכמיה-רפרפוזיה כלייתית גורמת לפגיעה משולבת באפיתל הצינורי ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תודות

עבודה זו נתמכה על ידי NIDDK K01-DK133635; פרס UPMC VMI P3HVB; פרס קרן סמואל ואמה ווינטרס; מענק התחלה של UPMC CHP RAC; פרס מקבלי המענקים של קרן הילדים של UPMC; תוכנית מאגר ההזדמנויות של ברית משאבי הכליות ג'ורג' מ. אובראיין (OKRA OPP) (ל-TC), NIDDK R01-DK121758; DK134346; R25-DK119180 (ל-SSL), NIDDK R01-DK125015; R01-DK137410 (ל-JH), וקרולין ומארק סניידר ומשפחת סניידר (ל-JH ו-SSL). אנו מודים למעבדת הליבה להיסטולוגיה של UPMC CHP על הסיוע בהיסטולוגיה ובהדמיה סרוקה, ולמעבדות האבחון הווטרינרי של אוניברסיטת קנזס סטייט על תמיכה בכימיית הסרום.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מסנן גז הרדמהא.מ. ביקפורד F-AIR
תא הרדמה אינדוקציה, חימוםמוצרי המעבדה של AIMSWCS8
צינור איסוף דםBD Microtainer365967
אתנולדיקון לאבס2701
אתיקה XR (בופרנורפין בשחרור ממושך)פידליס בריאות בעלי חייםNDC 86084-100-30
משחת עינייםAKORNNDC 17478-062-35
רפידות גזה, סטריליות דינרקס3353
מכונת תספורת לבעלי חיים קטניםוואהלCLP-9868
מנורת חום, אינפרא-אדוםPhysitemp InstrumentsHL-1
משאבת חום למחזור מים חמיםבריינטרי סיינטיפיקHTP-1500
מערכת חום/הרדמה לבעלי חיים קטנים, Versaflex בריינטרי סיינטיפיקEZ-7150
וילונות כירורגיים המונעים חוםבריינטרי סיינטיפיקSPDR-MPS
חיטוי חרוזים חמיםסיימון קלרסטרי 250
תמיסת איזופלוראןקובטרוס29405
מיישמת קליפ ליגציההרס533140
קליגציההרס533837
מיקרופרוב לטמפרטורת רקטלי  פיזיטמפRET-3
מדחום מיקרופרובפיזיטמפBAT-12
מיקרוסקופ, אופטילייקהDM2500
מיקרוסקופ, סורק מחווןלייקהסורק שקופיות Aperio CS2
מאוס (FVB/ניו ג'רזי)מעבדת ג'קסון001800
מחט (23G)BD305145
מדבקות יוד פובידון דינרקס1201
להבי סקלפלכלי המדע המדויק10020-00
ידית סכיןכלי המדע המדויק10060-13
מלקחיים כירורגיים, לא משונניםכלי ניתוח רובוזRS-5228
מלקחיים כירורגיים, משונניםכלי המדע המדויק11051-10
מלקחיים כירורגיים, שינייםכלי המדע המדויק11019-12
כפפות ניתוחCTISPGF750
מספריים להפרדת רקמות כירורגיותכלי המדע המדויק14072-10
תפר, חומצה פוליגליקולית (PGA)/נספגת  (5-0)דינרקס9131
תפר, משי (4-0)אואזיסMV-683-V
מזרק (3 מ"ל)BD309628
וילונות מגבת, סטריליים דינרקס4410
מהדק כלי דם באמצעות מלקחייםכלי המדע המדויק15057-14
קלימפ וסקולרי, לא טראומטי  כלים למדעים מדויקים 18055-03
מפעיל קליפס פצעכלי המדע המדויק12020-09
קליפים לפצעיםכלי המדע המדויק12022-09

מקורות

  1. Susantitaphong, P., et al. World incidence of AKI: A meta-analysis. Clin J Am Soc Nephrol. 8, 1482-1493 (2013).
  2. Pickkers, P., et al. Acute kidney injury in the critically ill: an updated review on pathophysiology and management. Intensive Care Med. 47, 835-850 (2021).
  3. Varrier, M., Forni, L. G., Ostermann, M. Long-term sequelae from acute kidney injury: potential mechanisms for the observed poor renal outcomes. Crit Care. 19, 102(2015).
  4. Coca, S. G., Singanamala, S., Parikh, C. R. Chronic kidney disease after acute kidney injury: a systematic review and meta-analysis. Kidney Int. 81, 442-448 (2012).
  5. Chawla, L. S., Eggers, P. W., Star, R. A., Kimmel, P. L. Acute kidney injury and chronic kidney disease as interconnected syndromes. N Engl J Med. 371, 58-66 (2014).
  6. Venkatachalam, M. A., Weinberg, J. M., Kriz, W., Bidani, A. K. Failed Tubule Recovery, AKI-CKD transition, and kidney disease progression. J Am Soc Nephrol. 26, 1765-1776 (2015).
  7. Hesketh, E. E., et al. Renal ischaemia reperfusion injury: a mouse model of injury and regeneration. J Vis Exp. (88), e51816(2014).
  8. Malek, M., Nematbakhsh, M. Renal ischemia/reperfusion injury; from pathophysiology to treatment. J Renal Inj Prev. 4, 20-27 (2015).
  9. Le Clef, N., Verhulst, A., D'Haese, P. C., Vervaet, B. A. Unilateral renal ischemia-reperfusion as a robust model for acute to chronic kidney injury in mice. PLoS One. 11, e0152153(2016).
  10. Smith, T., et al. Robust rat and mouse models of bilateral renal ischemia reperfusion injury. In Vivo. 38, 1049-1057 (2024).
  11. Skrypnyk, N. I., Harris, R. C., de Caestecker, M. P. Ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post-injury fibrosis in mice. J Vis Exp. (78), e50495(2013).
  12. Chiba, T., et al. Sirtuin 5 regulates proximal tubule fatty acid oxidation to protect against AKI. JASN. 37 (1), 0163(2019).
  13. Chiba, T., et al. Endothelial-derived miR-17~92 promotes angiogenesis to protect against renal ischemia-reperfusion injury. JASN. 32 (3), 552-563 (2021).
  14. Silva Barbosa, A. C., et al. Dicarboxylic acid dietary supplementation protects against AKI. JASN. 35, 135-148 (2024).
  15. Chiba, T., et al. Loss of long-chain acyl-CoA dehydrogenase protects against acute kidney injury. JCI Insight. 10, (2025).
  16. Chiba, T., et al. Retinoic Acid signaling coordinates macrophage-dependent injury and repair after AKI. JASN. 27, 495-508 (2016).
  17. Webster, A. C., Nagler, E. V., Morton, R. L., Masson, P. Chronic kidney disease. Lancet. 389, 1238-1252 (2017).
  18. Martínez-Klimova, E., Aparicio-Trejo, O. E., Tapia, E., Pedraza-Chaverri, J. Unilateral ureteral obstruction as a model to investigate fibrosis-attenuating treatments. Biomolecules. 9 (4), 141(2019).
  19. Chevalier, R. L., Forbes, M. S., Thornhill, B. A. Ureteral obstruction as a model of renal interstitial fibrosis and obstructive nephropathy. Kidney Int. 75, 1145-1152 (2009).
  20. Bonventre, J. V., Yang, L. Cellular pathophysiology of ischemic acute kidney injury. J Clin Invest. 121, 4210-4221 (2011).
  21. Wei, Q., Dong, Z. Mouse model of ischemic acute kidney injury: technical notes and tricks. Am J Physiol Renal Physiol. 303, F1487-F1494 (2012).
  22. Lu, X., et al. C57BL/6 and 129/Sv mice: Genetic difference to renal ischemia-reperfusion. J Nephrol. 25, 738-743 (2012).
  23. Scarfe, L., et al. Long-term outcomes in mouse models of ischemia-reperfusion-induced acute kidney injury. Am J Physiol Renal Physiol. 317, F1068-F1080 (2019).
  24. Jordan, C. Z., et al. Murine kidney transplant outcome is best measured by transdermal glomerular filtration rate. Am J Transplant. 24, 2150-2156 (2024).
  25. Scarfe, L., et al. Measures of kidney function by minimally invasive techniques correlate with histological glomerular damage in SCID mice with adriamycin-induced nephropathy. Sci Rep. 5, 13601(2015).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

פגיעה כלייתית חריפהגישה גביתIRI כלייתי חד-צדדיכריתת כליה בצד הנגדיקריאטינין בנסיובפיברוזיס אינטרסטיציאלי
מודל העכבר של מעבר ממחלת כליות חריפה לכרונית שנגרם מאיסכמיה כליתית/פגיעה ברפרפוזיה
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.