הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר מחקר

In Vivo תצפית לא פולשנית על שינויים דינמיים בציר, במלנין ובקולגן במהלך מחזור זקיקי השיער בעכברים

142 צפיות

⸱

DOI:

10.3791/70144

⸱

28 ביולי 2026

 ,  ,  ,  , 
1Institute of Acupuncture and Moxibustion, China Academy of Chinese Medical Sciences, 2Experimental Research Center, China Academy of Chinese Medical Sciences, 3School of Life Science, Beijing University of Chinese Medicine

* These authors contributed equally

† These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

מחקר זה מציג שיטה לא פולשנית, invivo , המשתמשת במיקרוסקופיה של שני פוטונים וייצור הרמוני שני, כדי לנטר לאורך זמן את מורפולוגיית גבעו השיער, דינמיקת המלנין וצפיפות הקולגן העור לאורך כל מחזור זקיקי השיער בעכברים, ומספק מסגרת מתודולוגית איתנה למחקר טיפולי בנשירת שיער.

תקציר

הערכות מסורתיות של מחזור זקיקי השיער מתבססות על שיטות היסטולוגיות פולשניות, המגבילים תצפית רציפה לאורך זמן. הועלתה השערה כי הדמיה אופטית לא פולשנית, במיוחד פלואורסצנציה מעוררת בשני פוטונים (TPEF) ויצירת הרמוניה שנייה (SHG), יכולה לעקוב ולכמת במדויק שינויים דינמיים בגוף השיער, במלנין ובקולגן לאורך מספר מחזורי זקיקי שיער. עמודי השיער של עכברי C57BL/6 נבדקו ב-vivo במהלך שלבי האנאגן, הקטגן והטלוגן באמצעות דרמוסקופיה, צילום ומיקרוסקופ אלקטרונים. באופן ספציפי, TPEF מתחת ל-800 ננומטר והדמיה שימשו לכימות דינמיקת המלנין, בעוד ש-SHG מתחת ל-950 ננומטר שימש לצפייה בשינויים בקולגן בין-זקיקי. כדי להבטיח דיוק, המדידות האופטיות ב-in vivo אומתו בהצטלבות: דינמיקת המלנין אושרה באמצעות צילום עור למראה הרקמה הכללי וצביעת המטוקסילין ואאוזין (HE) לביטוי פקעות שיער, בעוד ששינויים בקולגן אומתו על ידי הערכת צפיפות הסיבים וכיוונם באמצעות מערכת הדמיה מקוטבת גביש נוזלי על חלקים מוכתמים באדום של סיריוס. הממצאים הראו שבמהלך שלב האנגן, קוטר ציר השיער וייצור המלנין עלו בהדרגה, בליווי ירידה משמעותית בצפיפות הקולגן הבין-זקיקי. במהלך שלבי הקטגן והטלוגן, רמות המלנין ירדו בהדרגה, וצפיפות הקולגן חזרה בהדרגה לרמות בסיסיות. פרויקט זה קובע מתודולוגיה מאומתת ולא פולשנית ב-invivo להערכת הדינמיקה המקיפה של זקיקי שיער, ומספק מסגרת ניסויית איתנה להערכה טרום-קלינית של תרופות פעילות לטיפולי נשירת שיער.

מבוא

זקיקי השיער בעכברי C57BL/6 מציגים סינכרוניות וסדירות, מה שמספק נוחות ניסיונית והופך אותם למודל חייתי נפוץ לחקר מחלות עור 1,2. זקיקי השיער נכנסים לשלב הטלוגן השני בשבוע השביעי לאחר לידתעכבר C57BL/6. בהיעדר התערבות מלאכותית, שלב הטלוגן הזה יימשך עד השבוע השנים-עשר לאחר הלידה4. תקופה ממושכת זו של טלוגן היא נקודת זמן נפוצה המשמשת במחקר לסנכרון מחזור צמיחת זקיקי השיער5. לאחר הסרת עמוד מלאכותי של העכברים, זקיקי השיער מתחילים מיד להיכנס לשלב6 של האנגן.

לאחר כניסה לשלב הצמיחה, תאי גזע באזור הבליטה מתרבים ומתביינים למעטפת השורש החיצונית, וגדלים כלפי מטה כדי להגדיל את אורך הזקיק7. בסיס גבעול השיער מתארך כלפי מעלה ככל שהזקיק מעמיק8. תאי גזע בפקעת מתמיינים באופן רציף אל גזר השיער ומעטפת השורש הפנימית.9. הפרשת הקולגן והמלנין בעור משתנה במהירות גם במהלך שלב האנגן10, ומשחקת תפקיד חשוב בהתפתחות זקיקי השיער 11,12. במחקרים הקשורים לנשירת שיער, הפרשת המלנין מוערכת בדרך כלל באמצעות צבע עור, שאינו מאפשר כימות מדויק13. עד כה, המחקר על קולגן התמקד בעיקר בהתפתחות ובהזדקנות ולא בדינמיקה המחזורית של הכמות.

נכון להיום, מגבלה מרכזית בהערכת מחזורי זקיקי שיער וטיפולים רגנרטיביים היא ההסתמכות על נקודות קצה היסטולוגיות הרסניות, המחייבות המתת חסד של קבוצות שונות של בעלי חיים בנקודות זמן מסוימות14. דבר זה מונע מעקב רציף לאורך זמן של אותו מיקרו-סביבה זקיקית בדיוק לאורך מספר מחזורים. יתרה מזאת, טכניקות לא פולשניות קונבנציונליות כמו דרמטוסקופיה חסרות חדירה מספקת לרקמה כדי להמחיש שינויים עמוקים בזקיקים15, ותצפית מקרוסקופית אינה מצליחה לכמת במדויק את המלנין, מה שמקשה על זיהוי שורש השיער המועדוני החסר במלנין במהלך שלבי רגרסיה מאוחרים ומנוחה 16,17. בעוד שטכנולוגיות אופטיות שונות התקדמו בתצפיות אורך בגוף 18,19, כגון פולרימטריה בגבישים נוזליים להערכת סיבי קולגן20,21, מיקרוסקופיה קונפוקלית של עור לצפייה בפיגמנטציה22,24, וטומוגרפיה קוהרנטית אופטית למדידת עובי העור 25,26,27, מיקרוסקופיה רב-פוטונית מציעה פתרון ייחודי ומשכנע במיוחד. השימוש המשולב בפלואורסצנציה של עירור דו-פוטוני (TPEF) וביצירת הרמוניה שנייה (SHG) מעניק יתרונות ברורים: הוא מאפשר חתך אופטי ברזולוציה גבוהה ללא תוויות עמוק לתוך הדרמיס, ומאפשר כימות בו-זמני של אוטופלואורסצנציה של מלנין וארכיטקטורת סיבי קולגן ללא צבעים חיצוניים28,29. במחקר זה, המחברים משערים כי הדמיה לא פולשנית של TPEF/SHG יכולה לכמת באופן דינמי ומדויק את השינויים המבניים הללו בדיוק השווה לסטנדרטים ההיסטולוגיים הפולשניים של זהב. על ידי התמודדות עם הבעיה המדעית המרכזית הזו, מחקר זה שואף להקים מסגרת הדמיה חזקה ואורכית ב-vivo שתתמוך בהערכה לא פולשנית של תרופות טיפוליות לאלופציה30.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

כל השיטות הכוללות שימוש בנבדקים בעלי חוליות בוצעו בהתאם להנחיות המוסדיות. כל ההליכים הניסיוניים בבעלי חיים אושרו על ידי ועדת הטיפול והשימוש בבעלי חיים של מרכז המחקר הניסויי של האקדמיה הסינית למדעי הרפואה הסינית (קוד פרוטוקול: ERCCACMS11-2210-03). כל החומרים בהם השתמשו במחקר זה מופיעים בטבלת החומרים.

הכנת בעלי חיים ותצפית מקרוסקופית
עכברים זכרים מסוג C57BL/6, בגיל 6–7 שבועות ומשקלם 20 ± 2 גרם, נרכשו מספק מסחרי. העכברים חולקו לקוהורט ניתוח היסטולוגי (n = 39) וקוהורט דימות בחיים רציפה (n = 3). השיער הגבי של כל העכברים עבר סריקה כדי לסנכרן את מחזור זקיקי השיער. מצב צמיחת השיער נבדק כל יומיים מהיום השני ועד היום ה-26 לאחר הספירה. גב העכברים בקבוצת ההדמיה צולם כל יומיים עד היום ה-26 באמצעות מצלמה. נשמר מרחק מוקד קבוע של 15 ס"מ, והובטחו תנאי תאורה סביבתיים סטנדרטיים ועקביים לתיעוד מדויק של שינויים מקרוסקופיים.

ב-vivo הדמיית TPEF ו-SHG
סשנים של הדמיה בוצעו בימים 2, 4, 6, 8, 10, 12, 14, 16, 18, 20, 22, 24 ו-26 לאחר הסרת הפילציה. העכברים הורדמו באמצעות איזופלוראן. אובדן הכרה מוחלט הובטח על ידי התבוננות בקצב הנשימה ובדיקת רפלקס כף הרגל עם צביטה עדינה של האצבע. העכבר המורדם הוצמד על במה של מיקרוסקופ דו-פוטוני. להדמיית מלנין ב-TPEF, המיקרוסקופ צויד במטרת טבילה במים פי 25 (פתח מספרי = 1.05), ואורך גל העירור הוגדר ל-800 ננומטר. בוצעה סריקת z-stack של האוטופלואורסצנציה של המלנין, שהגיעה לעומק סריקה כולל של 45 מיקרון. גודל הצעד הוגדר ל-2 מיקרון, רזולוציית התמונה ל-1,024 ×-1,024 פיקסלים, ומהירות הרכישה ל-4 מיקרו-שניות לפיקסל. בהדמיית SHG של סיבי קולגן, אורך גל העירור הותאם ל-950 ננומטר תוך שימוש באותו מטרה של טבילה במים פי 25. החלה סריקת z-stack מהמשטח העליון של הדרמיס לעומק סריקה כולל של 45 מיקרון, תוך שמירה על גודל שלב של 2 מיקרון, רזולוציית תמונה של 1,024 ×-1,024 פיקסלים, ומהירות רכישה של 4 מיקרו-שניות לפיקסל. לאחר סשן ההדמיה, העכבר הוסר בזהירות משלב המיקרוסקופ, הופסק השימוש באיזופלורן, והעכבר הונח על כרית חימום עד שחזר להכרה מלאה לפני שהוחזר לכלוב הבית.

איסוף רקמות ועיבוד היסטולוגי
קבוצה נפרדת ומובחנת של שלושה עכברים מקבוצת ההיסטולוגיה הושמתה כל יומיים מהיום השני ועד היום ה-26, בהתאם להנחיות המוסדיות, מה שהבטיח שאף עכבר לא ישתמש מחדש לדגימה היסטולוגית לאורך זמן. דגימת רקמת עור גבית בעובי מלא בגודל 2 ס"מ × 2 ס"מ, שמרכזה בדיוק בצומת הקו האמצעי האופקי והאנכי בגב כל עכבר, הוצאה בניתוח. רקמת העור שנכרתה הונחה שטוחה על כרטיס קשה כדי למנוע עיקול בקצה והוטבלה מיד במבחנה המכילה 4% פרפורמלדהיד. הרקמות הקבועות יובשו והוטמעו להכנת חלקי פרפין בעובי 6 מיקרון. לפני הסרת השעווה, מקטעי הפרפין חוממו על מחמם סלייד למשך 120 דקות. החלקים צובקו בהמטוקסילין ואאוזין (HE) ובסיריוס רד באמצעות ערכות צביעה סטנדרטיות לפי הוראות היצרן. החלקים הותקנו עם מסטיק נייטרלי ונצפו באמצעות מיקרוסקופ הפוך. בהדמיה מקוטבת-גבישית נוזלית, הקטעים שהוסרו בשעווה וצבעי סיריוס באדום צולמו תחת מיקרוסקופ אור מקוטב. זווית מקטב מאוחדת נקבעה על ידי חציית המקטב והאנלייזר בדיוק בזווית של 90° להשגת רקע כהה מקסימלי (מצב הכחדה), וזווית ספציפית זו ננעלה בעקביות לכל צילומי התמונה הבאים.

דרמוסקופיה ב-vivo ומיקרוסקופיה אלקטרונית של עמודי שיער
לפני הפריטה, אזור צמיחת השיער הגבי הוערך ב-vivo באמצעות דרמטוסקופ קליני בהגדלה של פי 20. התחדשות שיער נמדדה באמצעות מערכת ניקוד סטנדרטית של 0–3 המבוססת על הופעת שורת השיער וצפיפותה (0 = ללא שיער גלוי; 1 = הופעת שיער דלילה; 2 = צפיפות שיער בינונית; 3 = צפוף, כיסוי מלא). כדי להבטיח דגימה בלתי מוטה, אזור ההסרה הגבי של כל עכבר חולק ויזואלית לארבעה רבעים שווים. גנרטור מספרים אקראיים שימש לבחירת שני רבעים לכל עכבר, וחמישה שערות שגדלו זה עתה נקטפו בחוזקה מכל רבע שנבחר באמצעות מלקחיים סטריליים. צירי השיער שנלקחו הוטבעו מיד וקיבעו ב-2.5% גלוטרלדהיד בבופר פוספט של 0.1 מטר (pH 7.4) למשך 4 שעות בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס לשימור המבנה העליון. צירי השיער הקבועים נשטפו שלוש פעמים בבופר פוספט של 0.1 מטר ויובשו ברצף באמצעות סדרת אתנול מדורגת (50%, 70%, 80%, 90% ו-100%) למשך 15 דקות בכל ריכוז, ולאחר מכן ייבוש בנקודות קריטיות באמצעותCO2 נוזלי. צירי השיער היבשים הותקנו אופקית על סרט פחם דו-צדדי מוליך שמחובר לקטעי אלומיניום. הדגימות צופו בשכבת זהב של 10 ננומטר באמצעות ציפוי ואקום למשך 60 שניות כדי למנוע טעינת אלקטרונים. הדגימות המצופות הוכנסו למיקרוסקופ אלקטרונים סורק, וצירי השערות נצפתו באמצעות מתח מאיץ של 5.0 קילו-וולט. שינויים מורפולוגיים אולטרה-מיקרוסקופיים הוערכו באופן שיטתי על ידי צילום תמונות בהגדלות פי 500 ו-1,000x, תוך תיעוד ספציפי של קוטר גבעול השיער והשלמות המבנית והסידור של קשקשי הקוטיקולריים.

נתונים וניתוח סטטיסטי
פרמטרי התמונה נמדדו וכמותו באמצעות תוכנת ניתוח תמונה גנרית. כל הניתוחים הסטטיסטיים והייצוגים הגרפיים בוצעו באמצעות תוכנת ניתוח סטטיסטי סטנדרטית. עבור נתוני ניטור רציף ב-vivo שהתקבלו מאותם בעלי חיים בנקודות זמן שונות, נקבעה מובהקות סטטיסטית באמצעות ניתוח שונות במדידות חוזרות (RM-ANOVA) ואחריו מבחן פוסט-הוק של בונפרוני. לנתונים היסטולוגיים הכוללים דגימות בעלי חיים עצמאיות, נעשה שימוש ב-ANOVA חד-כיווני רגיל ואחריו מבחן פוסט-הוק של טוקי להערכת הבדלים סטטיסטיים. כל התוצאות הוצגו כסטיית תקן ממוצעת ± (SD). ההבדלים נחשבו מובהקים סטטיסטית ב-*p < 0.05, p < 0.01, ו-***p < 0.001.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

תצפית על שיער עכבר
תצפיות צילומיות על צמיחת שיער עכברו מוצגות באיור 1A. הופעת שיער דרך פני העור החלה ביום העשירי, עם המשך התפתחות בין יום 12 ליום 16 (עמ' < 0.05). כיסוי השיער התייצב לאחר מכן מהיום ה-18 ועד היום ה-26 (עמ' > 0.05) (איור 1B). יתרה מזאת, דרמוסקופיה סייעה לתצפית לא פולשנית על דינמיקת צמיחת השיער בתוך ה-vivo . ביום השני, העור נראה ורוד וללא שיער אחיד. ביום השמיני, גזע השי...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

מודל העכבר C57BL/6 נבחר משום ששלב הטלוגן השני שלו נמשך ביציבות משבוע 7 עד שבוע 12. מכיוון שחלון התצפית של 26 הימים נופל כולו בשלב הסטטי הזה, השינויים הדינמיים העמוקים שנצפו מונעים במפורש על ידי התקדמות המחזור הנגרמת על ידי הסרת העמוד, תוך החרגת תנודות טבעיות הקשורות לגיל. כאשר מתבצעת הסרת אפילציה בשלב הטלוגן, זקיקי השיער נכנסים מיד לשלב האנגן. למיטב ידיעת המחבר, מחקר זה מציג שיטה חדשה לא פולשנית ב-vivo לצפייה במחזור זקיקי השיער של העכברים באמצעות הדמיה דו-פוטונית ויצירת הרמוניה ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

המחברים מצהירים כי אין להם אינטרסים פיננסיים מתחרים או מערכות יחסים אישיות שיכולות להשפיע על העבודה המדווחת במאמר זה. הדפסה מקדימה של מאמר זה זמינה במאגר הציבורי של BioRxiv במקור42 הבא.

תודות

עבודה זו נתמכה על ידי קרן החדשנות של האקדמיה הסינית למדעי הרפואה הסינית (ID: CI2025C001), פרויקט החדשנות המדעית והטכנולוגית של האקדמיה הסינית למדעי הרפואה (מענק מס' NLTS2025004), וקרנות מחקר בסיסיות למכוני המחקר המרכזיים לרווחת הציבור (מענק מס' JJPY2025002).

תרומות מחברים: קונספטואליזציה, גאיינג הה ויי וואנג; חקירה, מנגחואה ליו, שיאויו וואנג ופנגלונג וואנג; אוצרות נתונים, מנגחואה ליו; כתיבה—הכנת טיוטה מקורית, מנגחואה ליו; רכישת מימון, יי וואנג. כל המחברים קראו והסכימו לגרסה שפורסמה של כתב היד.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
עכברי C57BL/6,Beijing Vital River Laboratory Animal TechnologySCXK (Jing) 2021-0006שימוש במודלים של בעלי חיים
מצלמת DSLR דיגיטליתCanonEOS 80Dשימוש בצילום גבם של עכברים
ערכת צביעת H&ELtdSolarbio Science & Technology Co.G1120שימוש בצביעת חתכי רקמות
מיקרוסקופ מהפךOlympusBX51שימוש בצילום תמונות
איזופלואראןRWD Life Science Co.R510-22-16שימוש בהרדמת בעלי חיים
Mai Tai DeepSeeSpectraPhysicsMai Tai HPשימוש ב- TPEF ו- SHG בהדמיה in vivo
דרמטוסקופ אלקטרוני רפואיChina Chuanghong Medical Technology Co.CH-DSIS-2000שימוש בהדמיה in vivo של צבע העור
מיקרוסקופ אור מקוטבOlympusBX51-Pשימוש בהדמיה של צביעת Sirius Red
מיקרוסקופ אלקטרונים סורק (SEM)Hitachi High-Tech CorporationSU8010להתבוננות במבנה השיער
ערכת צביעת Sirius RedSolarbioG1472לצביעת סיבי קולגן
מכונת הרדמה לבעלי חיים קטניםRWD Life Science Co.R500שימוש בהרדמת בעלי חיים

מקורות

  1. Müller-Röver S, et al. A comprehensive guide for the accurate classification of murine hair follicles in distinct hair cycle stages. J Invest Dermatol. 2001;117(1):3-15.
  2. Lin X, Zhu L, He J. Morphogenesis, Growth Cycle and Molecular Regulation of Hair Follicles. Front Cell Dev Biol. 2022;10:899095.
  3. Wang WH, et al. Studying Hair Growth Cycle and Its Effects on Mouse Skin. J Invest Dermatol. 2023;143(9):1638-1645.
  4. Stenn KS, Paus R. Controls of hair follicle cycling. Physiol Rev. 2001;81(1):449-494.
  5. Paus R, Cotsarelis G. The biology of hair follicles. N Engl J Med. 1999;341(7):491-7.
  6. Pineda CM, et al. Intravital imaging of hair follicle regeneration in the mouse. Nat Protoc. 2015;10(7):1116-30.
  7. Hu XM, et al. A systematic summary of survival and death signaling during the life of hair follicle stem cells. Stem Cell Res Ther. 2021;12(1):453.
  8. Greco V, et al. A two-step mechanism for stem cell activation during hair regeneration. Cell Stem Cell. 2009;4(2):155-69.
  9. Hsu YC, Li L, Fuchs E. Transit-amplifying cells orchestrate stem cell activity and tissue regeneration. Cell. 2014;157(4):935-49.
  10. Xing YZ, Guo HY, Xiang F, Li YH. Recent progress in hair follicle stem cell markers and their regulatory roles. World J Stem Cells. 2024;16(2):126-136.
  11. Raja E, Clarin MTRDC, Yanagisawa H. Matricellular Proteins in the Homeostasis, Regeneration, and Aging of Skin. Int J Mol Sci. 2023;24(18):14274.
  12. Ojeh N, et al. In vitro. skin models to study epithelial regeneration from the hair follicle. PLoS One. 2017;12(3):e0174389.
  13. Wang F, et al. Pilose antler extracts promotes hair growth in androgenetic alopecia mice by activating hair follicle stem cells via the AKT and Wnt pathways. Front Pharmacol. 2024;15:1410810.
  14. Schneider MR, Schmidt-Ullrich R, Paus R. The hair follicle as a dynamic miniorgan. Curr Biol. 2009;19(3):R132-42.
  15. Bardou D, Bouaziz H, Lv L, Zhang T. Hair removal in dermoscopy images using variational autoencoders. Skin Res Technol. 2022;28(3):445-454.
  16. Navarrete-Dechent C, Jaimes N, Marchetti MA. Unveiling melanomagenesis through the dermatoscope. J Eur Acad Dermatol Venereol. 2021;35(5):1038-1039.
  17. Liatsopoulou A, et al. Handheld dermatoscope versus digital camera for hair counts in laser facial hair removal. J Cosmet Laser Ther. 2023;25(1-4):38-44.
  18. Bromage TG, et al. Circularly polarized light standards for investigations of collagen fiber orientation in bone. Anat Rec B New Anat. 2003;274(1):157-68.
  19. López De Padilla CM, et al. Picrosirius Red Staining: Revisiting Its Application to the Qualitative and Quantitative Assessment of Collagen Type I and Type III in Tendon. J Histochem Cytochem. 2021;69(10):633-643.
  20. Feng F, Mao H, Wang A, Chen L. Two-Photon Fluorescence Imaging. Adv Exp Med Biol. 2021;3233:45-61.
  21. Fernández-Domper L, Ballesteros-Redondo M, Vañó-Galván S. Trichoscopy: An Update. Actas Dermosifiliogr. 2023;114(4):T327-T333.
  22. Zhai X, Vyas S, Yeh JA, Luo Y. Two-photon fluorescence imaging of subsurface tissue structures with volume holographic microscopy. J Biomed Opt. 2020;25(12):123705.
  23. Dulebo A, et al. Second harmonic atomic force microscopy imaging of live and fixed mammalian cells. Ultramicroscopy. 2009;109(8):1056-60.
  24. Zuhayri H, et al. In Vivo. Quantification of the Effectiveness of Topical Low-Dose Photodynamic Therapy in Wound Healing Using Two-Photon Microscopy. Pharmaceutics. 2022;14(2):287.
  25. Gerger A, Hofmann-Wellenhof R, Samonigg H, Smolle J. In vivo. confocal laser scanning microscopy in the diagnosis of melanocytic skin tumors. Br J Dermatol. 2009;160(3):475-81.
  26. Ilie MA, et al. Current and future applications of confocal laser scanning microscopy imaging in skin oncology. Oncol Lett. 2019;17(5):4102-4111.
  27. Al-Chaer RN, Bouazzi D, Jemec G, Mogensen M. Confocal microscopy and optical coherence tomography of inflammatory skin diseases in hairs and pilosebaceous units: A systematic review. Exp Dermatol. 2023;32(7):945-954.
  28. Graf BW, Boppart SA. Multimodal In Vivo. Skin Imaging with Integrated Optical Coherence and Multiphoton Microscopy. IEEE J Sel Top Quantum Electron. 2012;18(4):1280-1286.
  29. Urban G, et al. Combining Deep Learning With Optical Coherence Tomography Imaging to Determine Scalp Hair and Follicle Counts. Lasers Surg Med. 2021;53(1):171-178.
  30. Sagawa N, et al. Role of increased vascular permeability in chemotherapy-induced alopecia: In vivo. imaging of the hair follicular microenvironment in mice. Cancer Sci. 2020;111(6):2146-2155.
  31. Duverger O, Morasso MI. Epidermal patterning and induction of different hair types during mouse embryonic development. Birth Defects Res C Embryo Today. 2009;87(3):263-72.
  32. Liu M, et al. Pilose antler extract promotes hair growth in androgenic alopecia mice by promoting the initial anagen phase. Biomed Pharmacother. 2024;174:116503.
  33. He G, et al. Non-invasive assessment of hair regeneration in androgenetic alopecia mice in vivo .using two-photon and second harmonic generation imaging. Biomed Opt Express. 2023;14(11):5870-5885.
  34. Chu X, et al. Functional regeneration strategies of hair follicles: advances and challenges. Stem Cell Res Ther. 2025;16(1):77.
  35. Fu D, et al. Dihydrotestosterone-induced hair regrowth inhibition by activating the androgen receptor in C57BL6 mice simulates androgenetic alopecia. Biomed Pharmacother. 2021;137:111247.
  36. Köhler C, et al. Mouse Cutaneous Melanoma Induced by Mutant BRaf Arises from Expansion and Dedifferentiation of Mature Pigmented Melanocytes. Cell Stem Cell. 2017;21(5):679-693.e6.
  37. Nishimura EK, Granter SR, Fisher DE. Mechanisms of hair graying: incomplete melanocyte stem cell maintenance in the niche. Science. 2005;307(5710):720-4.
  38. Driskell RR, et al. Distinct fibroblast lineages determine dermal architecture in skin development and repair. Nature. 2013;504(7479):277-281.
  39. Matsumura H, et al. Hair follicle aging is driven by transepidermal elimination of stem cells via COL17A1 proteolysis. Science. 2016;351(6273):aad4395.
  40. Sayama A, et al. Morphological and Biochemical Changes During Aging and Photoaging of the Skin of C57BL/6J Mice. J Toxicol Pathol. 2010;23(3):133-9.
  41. Lynch B, et al. How aging impacts skin biomechanics: a multiscale study in mice. Sci Rep. 2017;7(1):13750.
  42. Liu M, He G, Wang F, Wang Y. In vivo. non-invasive observation of dynamic changes in hair shaft, melanin, and collagen during the C57BL/6 follicle cycle [preprint]. bioRxiv. 2025. doi:10.1101/2025.09.15.676351.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

גלה מאמרים נוספים

ביולוגיהגיליון 233גיליון 233ערך ריקגיליוןיצירת הרמוניה שנייהשלב אנגןעכברי C57BL/6אלופציה
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.