מאמר שיטה

פרפוזיה מיקרווסקולרית במעקב באמצעות הדמיית ניגודיות בלייזר ספקל במהלך פגיעת איסכמיה-רפרפוזיה בכליה בעכברים

DOI:

10.3791/70762

⸱

27 בפברואר 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiology, First Affiliated Hospital & Cardiovascular Research Center, Shantou University Medical College

* These authors contributed equally

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מערכת הדמיית ניגודיות בלייזר עם נקודות שימשה למעקב אחר השינויים בזרימת הדם המיקרו-כלי דם בכליה במהלך איסכמיה-ריפרפוזיה חד-צדדית לאחר כריתת הכליה הימנית בעכברים.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הדמיית ניגודיות בלייזר (LSCI) היא טכניקה לא פולשנית למדידת זרימת דם שטחית על פני שטחים גדולים. עם רזולוציית מרחב-זמן גבוהה, LSCI מכמת חלקית את שינויים בזרימת הדם ההטרוגניים באזורים שונים בתוך האזור המדום. כאן אנו מדגימים את הטכניקה של LSCI לתיעוד זרימת דם במהלך פגיעת איסכמיה-רפרפוזיה חד-צדדית (IRI) בעכברים. לאחר ניתוח הנפרקטומיה הימנית, מיקום העכבר ונקודת המוקד של המטרה של מערכת ה-LSCI הותאמו כדי להבטיח שהכליה השמאלית תהיה בשדה הראייה. סריקות LSCI בוצעו לפני, במהלך ואחרי איסכמיה של הכליה. יתרה מזאת, על ידי בחירת אזורי עניין (ROIs), זרימת הדם באזורים נבדקה בו-זמנית. שיטת LSCI מדגימה את הפרפוזיה המיקרווסקולרית של הכליה ומאפשרת מיפוי בזמן אמת של זרימת הדם. ניתן להשתמש בה למעקב אחר זרימת הדם המיקרווסקולרית ולהערכת השפעת התערבות על קינטיקת הרפרפוזיה וההומוגניות המרחבית במהלך IRI כלייתי של עכבר או מודלים דומים של בעלי חיים.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

פגיעת איסכמיה-רפווזיה (IRI) היא אחת הסיבות המובילות לפגיעת כליה חריפה (AKI), הקשורה לתחלואה גבוהה ותמותה גבוהה במטופלים 1,2. השינוי בהמודינמיקה הכלייתית הוא אחד הגורמים הקריטיים ל-AKI1 המושרה על ידי IR. תפקוד מיקרו-זרימתי המופעל על ידי IR הוא סיבה מרכזית להתפתחות פציעות, המובילה למחסור בחמצן ולפגיעהבתאים 3,4. לכן, ניטור שינויים בזרימת הדם בזמן אמת הוא שיטה יעילה להבטחת איסכמיה מוצלחת או ריפרפוזיה לכליה ולהערכת דרגת ה-IRI במודלים של בעלי חיים להפרעה.

ישנן טכניקות רבות למדידת פרפוזיה מיקרווסקולרית של רקמות, כולל פלומטריית דופלר בלייזר (LDF)5, הדמיית אוטופלואורסצנציה של ניקוטינמיד, אדנין דינוקלאוטיד דהידרוגנאז (NADH) 6,7,8, הדמיית אינפרא-אדום9, ואנגיוגרפיה אינדוציאנין גרין (ICG)10. ביניהן, הדמיית אינפרא-אדום ודימות אוטופלואורסצנציה NADH מודדות בעקיפין את הפרפוזיה המיקרווסקולרית. LDF, באמצעות גלאי אופטי, עוקב רק אחרי זרימת דם אזורית5, וסריקת LDF אינה מהירה מספיק כדי לעקוב אחרי שינויים בזמן אמת ברפוזיה מיקרווסקולרית ברקמה בתנאי I/R11. אנגיוגרפיה של ICG יכולה גם לזהות כלי דם חסומים בכליה10 אך דורשת מתן חומר ניגוד, מה שמגביל את השימוש בו למספר מוגבל של מדידות12. הדמיית ניגודיות בלייזר (LSCI) היא שיטה יעילה ולא פולשנית למעקב אחר מיקרופרפוזיה כליתית בזמן אמת13. הוא שימש ליצירת מידע מפותח במרחב הקשור לדינמיקת זרימת הדם. כאשר קרן קוהרנטית מאירה על משטח מחוספס, גלי האור המוחזרים או המפוזרים יתערבו זה בזה בשל הבדלים זעירים במסלול, ויצרו התפלגות אקראית של דפוסי נקודות בהירות וכהות, הידועות כ"נקודה נקודה". LSCI ממפה את מהירות זרימת הדם ברקמות שטחיות על ידי ניתוח מידת הטשטוש של "הנקן הדינמי" הנוצר כאשר אור הלייזר מקרין את הרקמה 12,14,15. במחקר זה, מערכת LSCI פעלה באורך גל לייזר של 785 ננומטר ברזולוציה מרחבית של 3 מיקרון, שדה ראייה שניתן לכוונן בין 6.3 מ"מ × 4.7 מ"מ ל-42 מ"מ × 31 מ"מ, ומהירות הדמיה של עד 120 פריימים לשנייה, מה שאפשר מיפוי ברזולוציה גבוהה בזמן אמת של פרפוזיה מיקרווסקולרית קורטיקלית. לאור יתרונות אלו, LSCI יושם במגוון הקשרים ניסיוניים וקליניים לניטור זרימת דם, כולל פצעי כוויות16, פרפוזיה רשתית17, זרימת דם מוחית18, וושט19 ומעי20.

יש לציין כי LSCI מעריך בעיקר את הפרפוזיה ברקמה שטחית, מספק ערכי זרימה יחסיים ולא מוחלטים, ויכול להיות מושפע מתכונות אופטיות של הרקמה וארטיפקטים של תנועה. מאפיינים מובנים אלו נלקחים בחשבון בעת פירוש נתוני ההדמיה.

עבודה זו, תוך שימוש במודל הכולל נפרקטומיה ימין להקל על חשיפה ודימות של הכליה הנגדית, עקבה אחר השינויים בפרפוזיה מיקרווסקולרית לפני, במהלך ואחרי האיסכמיה במודל עכבר I/R חד-צדדי באמצעות LSCI והדגימה את ההטרוגניות המרחבית של זרימת הדם על פני הכליה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כל נהלי בעלי החיים עמדו במדריך NIH לטיפול ושימוש בבעלי חיים במעבדה ובמדריך לטיפול ושימוש בבעלי חיים במעבדה, ואושרו על ידי ועדת הטיפול והשימוש בבעלי חיים מוסדיים של אוניברסיטת שנטו. כדי לבטל הבדלים מבוססי מגדר וזן בהשפעות IRI, נעשה שימוש רק בעכברים זכרים מסוג C57BL/6N במחקר. כל העכברים הותאמו בגיל ובמשקל כדי להשיג תוצאות דומות. גודל מדגם של n = 5 שימש, בהתאם למחקרים מתודולוגיים קודמים שהשתמשו ב-LSCI לאימות טכני21. בעלי החיים קיבלו טיפול הומני והושמתו לאחר הניסויים באמצעות שאיפתCO2 . החומרים והציוד בהם משתמשים מופיעים בטבלת החומרים.

לפני תחילת ההליך, הפעל את מערכת הדמיית הניגוד בלייזר עם הכתמים. המערכת ששימשה במחקר זה פועלת באמצעות לייזר 785 ננומטר. הגדר את מרחק העבודה לכ-15-20 ס"מ מעל שדה הניתוח. המערכת מחשבת את זרימת הדם ביחידות פרפוזיה של לייזר (LSPU) בהתבסס על אלגוריתם הניגודיות המרחבית. ודאו שהכלי מחומם ויציב לפני ההתקדמות.

1. הכנת בעלי חיים ולפרוטומיה

  1. חטא את שולחן הניתוחים לפני כל הליך. הכינו והניחו את כל החומרים הנדרשים (כלים סטריליים ומטשיות כותנה, גזה, חומרי הרדמה מדוללים מראש, כרית חימום, מהדק כלי דם, תמיסת מלח, קרם להסרת שיער, כדורי כותנה, תפרים, חומרי חיטוי לעור ותפרים) על שולחן הניתוח.
  2. מתן מלוקסיקאם (0.2 מ"ג/ק"ג משקל גוף; הזרקה תת-עורית) לעכבר 30 דקות מראש כדי להקל על הכאב.
  3. שפכו כמות מסוימת של מלח מעוקר למיכל נקי. לאחר מכן קח חתיכת גזה, וחתוך פתח מתאים במרכז.
  4. הרדמה עכבר על ידי הזרקה תוך-פריטונאלית של 2.5% טריברומואתנול (400 מ"ג/ק"ג משקל גוף; קודם מדולל במי מלח סטריליים).
    הערה: טריברומואתנול שימש כהרדמה במהלך תהליך הניתוח הימני. ו-1% איזופלוראן שימש להרדמה במהלך הליכים ממושכים של ניטור זרימת דם.
  5. הנח את העכבר על כרית החימום עם סרט דבק והשתמש בקרם הסרת שיער כדי להסיר את השיער באזור בטנו של העכבר. במהלך הניתוח, יש להשתמש בכרית חימום כדי לשמור על טמפרטורת רקטלי של 37°C ±-0.5°C.
  6. חטא את העור באזור הניתוח עם 75% אלכוהול תחילה ואז ביודופור באמצעות מטוש כותנה.
  7. השתמש במלקחיים כדי לצבוט את אצבע העכבר. כאשר העכבר לא מראה תגובת כאב, בצע חתך אנכי לאורך קו האמצע של הבטן באמצעות מספריים. הפרדו בעדינות את העור מהפריטונאום, ואז פתחו את הפריטונאום ונכנסו לחלל הבטן.
  8. מרח רטרקטור על העכבר כדי למקסם את הראות ולכסות את שדה הניתוח בגזה, תוך יישור המרווח בגזה עם חלל הבטן, והרטוב אותו עם מי מלח.

2. נפרוקטומיה ימין

  1. השתמש במקלון כותנה כדי לדחוף בעדינות את המעי לכיוון צד אחד של הגזה, ולחשוף את הכליה הימנית והרקמות הסובבות. קפלו את הגזה כדי לכסות את המעי והרטיבו אותו במי מלח רגילים כדי למנוע מהמעי להתייבש.
  2. השתמש במלקחיים בזווית כדי להרים את השופכן הימני. העבירו שני חוטי תפר 6-0 דרך השופכן ובצעו קשירה בשני מצבים.
  3. חתך את השופכן בין שתי הליגטורות באמצעות מיקרוסיסרים.
  4. לאחר הלחבת כדורי הכותנה במי מלח רגילים, השתמשו במלקחיים עדינים כדי להרים את כדורי הכותנה, לדחוף בעדינות את הכבד כלפי מעלה, ולתקן אותו עם כדורי הכותנה, כדי לחשוף את הכליות וכלי הדם בצד ימין.
  5. השתמש במלקחיים בזווית כדי להפריד בצורה ישירה את כריות השומן הפרינפריות לאורך צידי הכליה הימנית עד שהעורק והווריד נחשפים במלואם.
    הערה: במקביל הפרדו את גוש רקמת יותרת הכליה הממוקמת מעל הכליה.
  6. החליק בזהירות מלקחיים בזווית מתחת לעורק הכליה ולווריד כדי ליצור תעלה. לאחר מכן, העבירו תפר משי קלוע בקוטר 6-0 סביב כלי הדם כדי לקשור אותם יחד.
  7. חתכו את עורק הכליה והווריד הסגורים שנמצאים קרוב לכליה. הסר את הכליה יחד עם הרקמה הדבוקה שנותרה.
  8. הסירו את כדור הכותנה ששימש להחזיק את הכבד.

3. ניטור זרימת דם כלייתי באמצעות הדמיית ניגודיות בלייזר Speckle (LSCI) במהלך איסכמיה-רפווזיה

  1. הפעל את מערכת LSCI ואת התוכנה הייעודית של הכלי.
  2. לחצו על תמונה מקורית ותצוגה מקדימה כדי לצפות בתמונה הגולמית והלא מעובדת של שדה הניתוח.
  3. שנו את מיקום העכברים, שמרו על הרדמה באמצעות איזופלורן 1% הניתן במהירות של 600 מ"ל לדקה דרך חרוט אף, וכווננו את ההגדלה של המצלמה תוך צפייה בתמונה המקורית כדי להשיג תמונה ברורה של הכליה היעד.
  4. לחצו על תצוגה סימולטנית כדי לצפות בתמונת זרימת הדם בזמן אמת. הגדר הגדלה ל-2.5× ובחר ב-Automatic Workflow Traffic Adjustment כדי לייעל את התמונה. לאחר מכן, ננעל את פרמטרי זרימת הדם. חוץ מזה, הגדר להקליט פריים אחד של התמונה כל 5000 מילישניות.
    הערה: כדורי כותנה רטובים יכולים לשמש להבטחת יציבות מיקום הכליה ולהרחיק את האיברים והרקמות הסובבים ממנה, מה שמדגיש את ההבחנה בין אזור הכליה לרקע.
  5. הגדר את גודל שטח הריבוע ל-112 וסדר את 5 השטחים המרובעים באופן אחיד בכיוון קבוע בתצוגת הכליה. לחצו על רישום והקלטת תמונות בזמן אמת כדי להתחיל לרשום נתוני זרימת דם.
    הערה: המכשיר יקליט אוטומטית את יחידות ה-LSPU (LSPU), המייצגות את יחידות זרימת הדם בזמן אמת בתשואה וניתן להשתמש בהן לניתוחים. במהלך תהליך הגילוי, תנועה או שינויים סביבתיים הקשורים לנשימה עלולים לגרום לשינוי שדה הראייה. אם המערכת מציינת זאת באזור הגילוי, יש לעצור את ההקלטה הזרם. לאחר מכן לחץ על רישום תמונה בזמן אמת והקלט שוב.
  6. לאחר רישום קו בסיס של 30 דקות, הפרד את רקמת השומן סביב כלי הדם השמאליים. השתמשו במלקחיים ההמוסטטיים כדי לאחוז במיקרו-קלאמפ ולהניח אותו על עורק הכליה השמאלי והווריד ליד ההילום. המשך במעקב בזמן אמת עוד 30 דקות.
  7. שחרר את המיקרו-קלאמפ כדי להתחיל את ההחזרה. לעקוב ולתעד את ההתאוששות בזמן אמת של זרימת דם מיקרווסקולרית בכליות.
  8. לאחר מעקב אחר זרימת הדם המחודשת לפחות 60 דקות, הפסיקו את המעקב ותפרו את החתך בבטן עם תפר קלוע במשי 7-0.

4. החלמה וטיפול לאחר הניתוח

  1. הזרקו נוזלים עם זריקה תוך-הצפקית של 1 מ"ל סליין כדי למנוע התייבשות לאחר הניתוח.
  2. תשאיר את העכברים על כרית החום. עקוב בקפידה אחרי העכברים עד שיתעוררו, ייראו ערניים ויוכלו להתאזן.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מאמר זה נועד לזהות שינויים בזרימת הדם הכלייתי במהלך AKI המושרה על ידי IR. לכן, השתמשנו במודל עכבר נפוץ הכולל ניתוח נפרקטומיה ימין (איור 1A) ואחריו הליך IR בכליה הנגדית (איור 1B). מכיוון שנדרש ניטור בזמן אמת של זרימת הדם במהלך IRI, כל המניפולציות על העכברים בוצעו באזור המכשיר לאורך כל התהליך (איור 1C).

לאחר קביעת פרמטרי המכשיר והתאמת שדה הראייה, ביצענו תחילה מדידת זרימת דם...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

עבודה זו מתארת את יישום מערכת LSCI לוויזואליזציה ברזולוציה גבוהה בזמן אמת של דינמיקת זרימת דם מיקרווסקולרית כלייתית במהלך IRI בעכברים. הפרוטוקול מציע יתרון משמעותי על פני מדידות קצה מסורתיות או שיטות עם רזולוציה מרחבית מוגבלת, כגון LDF, בכך שהוא מספק מפת פרפוזיה דו-ממדית שתופסת הטרוגניות אזורית בתוך מיקרוסירקולציית הכליה. היעילות והשימושיות של LSCI לניטור בזמן אמת תוך ניתוח הן חוזקות מרכזיות של שיטה זו.

על ידי מעקב אחר השינויים בזרימת הדם לפני, במהלך ואחרי איס...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין ניגודי עניינים לחשוף.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

עבודה זו מומנה על ידי תוכנית המחקר החדשנית של אוניברסיטאות מחוז גואנגדונג (2022KCXTD009).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מיכל סופג (להרדמה)חברת שנזן לאיוואה ביוטכנולוגיה בע"מ, סין10-0210
אלכוהול, רפואה (75%)הנגליה, שינג'יאנג, סיןלא זמיןחומר חיטוי עור
מאדה הרדמהמידמרקhttps://www.midmark.com/animal-health/products/anesthesia/detail/matrx-vip-3000-veterinary-vaporizer
מטליות כותנהחברת Qingdao Hainuo Biological Engineering בע"מ, סיןhttps://www.hainuocn.com/index/detail/448.html
קרם הסרת שיערVEEThttps://www.veet.com.cn/jingchun/whx
תחבושת גזהWinner Medical Co., Ltd, שנזן, סיןhttps://www.winnermedical.com/gauze-bandage.html
כרית חימוםרנצ'יו דינגשנג ציוד חימום בע"מ, סיןHD-1902לשמירה על טמפרטורת גוף
תמיסת יודופורטאיקסינקאנג, ג'ינשיאן, סיןhttps://www.11467.com/nanchang/co/120661.htmחומר חיטוי לעור
איזופלוראןRWD Life Science בע"מ, סיןR510-22-10הרדמה בשאיפה
מערכת הדמיית ניגודיות בלייזר ספקל (LSCI)חברת הטכנולוגיה האופטואלקטרונית של חוביי שונווי, סיןסים BFI HR PROמערכת מקבילה ל-MoorFLPI-2
מלוקסיקאםקילו מוצרי בריאות בעלי חיים בע"מ, סיןhttps://en.qiludb.com/companion_animal/500.html0.2 מ"ג לכל ק"ג משקל גוף; משכך כאבים
מיקרו-קלאמפShanghai Medical Instrument(Group) Co., Ltd, סיןW40140מהדק כלי דם
סליין רגיל (0.9% נתרן כלוריד)Cisen Pharmaceutical Co., Ltd, סיןhttps://www.cisen-pharma.com/index/shows?catid=42&id=62
תפר קלוע משי (6-0)יאנגג'ואו פודה מדיקל מכשור בע"מ, סיןhttp://www.fdma.com.cn/products_detail/12.htmlלצורך קשירת כלי
תפר קלוע משי (7-0)Wego Terumo (Weihai) Medical Products Co., Ltd, סיןhttps://www.weigaoholding.com/לסגירת פצעים, תפרים ניתוחיים לא נספגים עם המחט המעוקלת
מזרק (1 מ"ל)שנדונג אנדה ציוד רפואי בע"מ, סיןhttps://www.andehealthcare.com/html/chanpinzhanshi/Medication-Delivery/syringes/131.htmlעם מחט 26 G
טריברומואתנולסיגמא-אלדריץ'T48402-100Gפתרון של 2.5%; הרדמה בהזרקה

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Weight, S. C., Bell, P. R., Nicholson, M. L. Renal ischaemia-reperfusion injury. Br J Surg. 83 (2), 162-170 (1996).
  2. Schrier, R. W., Wang, W., Poole, B., Mitra, A. Acute renal failure: Definitions, diagnosis, pathogenesis, and therapy. J Clin Invest. 114 (1), 5-14 (2004).
  3. Kosieradzki, M., Rowiński, W. Ischemia/reperfusion injury in kidney transplantation: Mechanisms and prevention. Transplant Proc. 40 (10), 3279-3288 (2008).
  4. Legrand, M., Mik, E. G., Johannes, T., Payen, D., Ince, C. Renal hypoxia and dysoxia after reperfusion of the ischemic kidney. Mol Med. 14 (7-8), 502-516 (2008).
  5. Zhu, X., et al. Ischemic preconditioning prevents in vivo hyperoxygenation in postischemic myocardium with preservation of mitochondrial oxygen consumption. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 293 (3), H1442-H1450 (2007).
  6. Coremans, J. M. C. C., et al. Pretransplantation assessment of renal viability with NADH fluorimetry. Kidney Int. 57 (2), 671-683 (2000).
  7. Fitzgerald, J. T., Demos, S., Michalopoulou, A., Pierce, J. L., Troppmann, C. Assessment of renal ischemia by optical spectroscopy. J Surg Res. 122 (1), 21-28 (2004).
  8. Raman, R. N., Pivetti, C. D., Matthews, D. L., Troppmann, C., Demos, S. G. A non-contact method and instrumentation to monitor renal ischemia and reperfusion with optical spectroscopy. Opt Express. 17 (2), 894(2009).
  9. Gorbach, A. M., et al. Assessment of critical renal ischemia with real-time infrared imaging. J Surg Res. 149 (2), 310-318 (2008).
  10. Ietto, G., et al. Indocyanine green angiography for quality assessment of the kidney during transplantation: An outcome predictor prospective study. Transplant Proc. 53 (6), 1892-1896 (2021).
  11. Bezemer, R., et al. Real-time assessment of renal cortical microvascular perfusion heterogeneities using near-infrared laser speckle imaging. Opt Express. 18 (14), 15054(2010).
  12. Dunn, A. K. Laser speckle contrast imaging of cerebral blood flow. Ann Biomed Eng. 40 (2), 367-377 (2012).
  13. Heeman, W., et al. Real-time visualization of renal microperfusion using laser speckle contrast imaging. J Biomed Opt. 26 (05), 056004(2021).
  14. Briers, J. D. Laser speckle contrast analysis (LASCA): A nonscanning, full-field technique for monitoring capillary blood flow. J Biomed Opt. 1 (2), 174(1996).
  15. Boas, D. A., Dunn, A. K. Laser speckle contrast imaging in biomedical optics. J Biomed Opt. 15 (1), 011109(2010).
  16. Stewart, C. J., et al. A comparison of two laser-based methods for determination of burn scar perfusion: Laser Doppler versus laser speckle imaging. Burns. 31 (6), 744-752 (2005).
  17. Tamaki, Y., Araie, M., Kawamoto, E., Eguchi, S., Fujii, H. Noncontact, two-dimensional measurement of retinal microcirculation using laser speckle phenomenon. Invest Ophthalmol Vis Sci. 35 (11), 3825-3834 (1994).
  18. Kazmi, S. S., Richards, L. M., Schrandt, C. J., Davis, M. A., Dunn, A. K. Expanding applications, accuracy, and interpretation of laser speckle contrast imaging of cerebral blood flow. J Cereb Blood Flow Metab. 35 (7), 1076-1084 (2015).
  19. Ambrus, R., et al. Evaluation of gastric microcirculation by laser speckle contrast imaging during esophagectomy. J Am Coll Surg. 225 (3), 395-402 (2017).
  20. Knudsen, K., et al. Laser speckle contrast imaging to evaluate bowel lesions in neonates with NEC. Eur J Pediatr Surg Rep. 5 (1), e43-e46 (2017).
  21. Yin, L., et al. Laser speckle contrast imaging for blood flow monitoring in predicting outcomes after cerebral ischemia-reperfusion injury in mice. BMC Neurosci. 23 (1), 80(2022).
  22. Hren, R., Brezar, S. K., Marhl, U., Sersa, G. Laser speckle contrast imaging of perfusion in oncological clinical applications: A literature review. Radiol Oncol. 58 (3), 326-334 (2024).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

Laser Speckle Imaging

מאמרים קשורים