1. הזרקה תת עורית

איור 1. הזרקה תת עורית בעכברים.
2. הזרקה תוך-איפריטונית

איור 2. ציוני הדרך להזרקה תוך-איפריטונית בעכברים.
3. הזרקה תוך שרירית

איור 3. הזרקה תוך שרירית לתוך שריר העכוז בחולדות.
4. הזרקה תוך ורידי ניצול וריד הזנב

איור 4. הזרקת וריד זנב בעכברים.
מקור: קיי סטיוארט, RVT, RLATG, CMAR; ואלרי א. שרודר, אר.די.ג'י, אר-אל-ג'י. אוניברסיטת נוטרדאם, IN
כפי שפרוטוקולי מחקר רבים דורשים כי חומר יוזרק לתוך ב…
1. הזרקה תת עורית

איור 1. הזרקה תת עורית בעכברים.
2. הזרקה תוך-איפריטונית

איור 2. ציוני הדרך להזרקה תוך-איפריטונית בעכברים.
3. הזרקה תוך שרירית

איור 3. הזרקה תוך שרירית לתוך שריר העכוז בחולדות.
4. הזרקה תוך ורידי ניצול וריד הזנב

איור 4. הזרקת וריד זנב בעכברים.
מתן תרכובת הוא לעתים קרובות מרכיב בלתי נפרד ממחקר בבעלי חיים, ויש להעריך גורמים רבים כדי להבטיח שהתרכובת מועברת בצורה נכונה ואנושית. שני דרכי המתן העיקריות הן אנטרליות - דרך מערכת העיכול, ופרנטרליות - מחוץ למערכת העיכול. ההבדל העיקרי הוא שאם התרכובת ניתנת דרך הנתיב האנטרלי היא עוברת חילוף חומרים בכבד לפני שהיא נכנסת לזרם הדם. בעוד שדרך כל דרך פרנטרלית, כמו תוך ורידי או תוך שרירי, החומר מדלג על המעבר הראשון הזה דרך הכבד, מה שבדרך כלל מביא לזמינות ביולוגית גבוהה יותר.
בסרטון הראשון בסדרה על מתן תרכובות, נתחיל בדיון בגורמים המשפיעים על בחירת מסלול המתן באופן כללי. ולאחר מכן נסקור את שיטות ההזרקה הפרנטרליות הנפוצות ביותר, כולל תת עורי בקיצור SC או SubQ, תוך-צפקי או IP, תוך שרירי או IM, ו-AKA IV תוך ורידי.
נתחיל בסקירת כמה דברים שכדאי לזכור לפני ביצוע כל סוג של הליך מתן תרכובת. השלב הראשון הוא הכנת התמיסה או התרחיף להזרקה, והשיקול הבסיסי הראשון להכנת החומר הוא סטריליות. כדי למנוע החדרת פתוגנים לבעל החיים, חשוב שחומר ההזרקה כמו גם המחטים והמזרקים לשימוש יהיו סטריליים.
השיקול השני הוא תאימות פיזיולוגית. תמיסת מינון, בין אם ניתנת אנטרלית או פרנטרלית, חייבת להיות מחוצצת פיזיולוגית ל-pH מתאים כדי שהתרכובת תיספג כראוי, וכדי למנוע פגיעה ברקמות. הגורם השלישי הוא הצמיגות של פריט ההזרקה, הממלא תפקיד קריטי בבחירת המחט. בדרך כלל, מחטים בגודל 20 עד 30 משמשות בהליכי מתן פרנטרלי לעכברים וחולדות. הרכזות של המחטים הללו מקודדות בדרך כלל בצבע כדי להקל על הזיהוי.
התמיסה צריכה להיות בעלת נזילות מספקת כדי לעבור לפחות אחת מהמחטים הללו. אם הפתרון יכול לעבור יותר מאחד, אז, באופן כללי, הבחירה היא המד הקטן ביותר האפשרי. הגורם הבא הוא נפח הניהול המשפיע על בחירת המזרק. בדומה למחטים, יש לבחור את המזרק הקטן ביותר הדרוש למינון מדויק עם סיומים נכונים. מד המחט ונפח הניהול תלויים גם במסלול, ובמין, גודל וגיל החיה הניתנת. ראה טבלה 1 להלן כדי לסקור את הערכים הקשורים למסלולים הנדונים בסרטון זה. השיקול החשוב האחרון הוא קצב הספיגה, המשתנה באופן משמעותי עם כל דרך מתן ועשוי למלא תפקיד בבחירת השיטה המתאימה ביותר.
כעת, בואו נדבר על המאפיינים המוזרים של שיטות ההזרקה המופעלות באופן שגרתי.
הזרקת SC או SubQ ממקמת את החומר בין שכבות העור לשריר במרחב וירטואלי שנוצר על ידי הרמת העור. זה מאפשר הזרקה בטוחה של נפחים גדולים יותר, אך קצב הספיגה איטי יותר מדרכים אחרות, ומספק אפקט מתמשך יותר. במהלך מתן IP, התרכובת מוזרקת ישירות לחלל הצפק. זוהי שיטה נפוצה נוספת המשמשת לאספקת כמויות גדולות של תמיסה. למרות שהזרקת IP נחשבת למתן פרנטרלי, מנגנון הספיגה למעשה דומה יותר למינון דרך הפה.
הזרקת IM מעבירה תרכובת ישירות לשריר העכוז או לשריר הגסטרוקנמיוס. חומר המוזרק IM נספג במהירות בשל המספר הרב של כלי הדם ברקמת השריר, מה שעשוי להפוך אותו למסלול מועדף במקרים מסוימים. הזרקה לא נכונה או חוזרת בשריר עלולה לגרום לנזק עצבי וכתוצאה מכך לשיתוק או לנמק שרירים. לבסוף, הזרקת IV לווריד הזנב של החיה היא דרך המתן היעילה ביותר, מכיוון שהחומר מוחדר ישירות למערכת הדם. שימו לב שיש להזריק את התרכובת לאחד מוורידי הזנב הצדדיים הממוקמים בצידי הזנב. ישנו כלי העובר לאורך קו האמצע הגחוני של הזנב, שאינו מתאים למטרות הזרקה.
כעת, לאחר שדנו ברקע, בואו נלמד את הנהלים, החל מזריקות SC. עבור עכברים, בחרו את החיה בזנבה והניחו לה לנוח על משטח בטוח אחר, כמו מכסה מוט תיל. לאחר מכן, רסנו את החיה באופן ידני על ידי הרמת העור סביב הצוואר, וצרו אוהל. לאחר מכן, הניחו את החיה על השולחן כשכפות הרגליים האחוריות מונחות על המשטח והניחו את עקב היד על השולחן כדי למנוע משקל מופרז על החיה שעלול לפגוע בנשימה.
כדי להזריק, הרם את המזרק עם התמיסה להזרקה, וכוון את המחט במקביל לעמוד השדרה והרחק מהראש כדי למנוע אפשרות של פנצ'רים בגולגולת. לאחר מכן, הכנס את המחט כשהשיפוע פונה כלפי מעלה, מה שמאפשר החלקה עדינה לתוך העור. משוך לאחור את הבוכנה כדי לבדוק את מיקום המחט הנכון. אם יש לחץ אחורי כאשר הבוכנה נמשכת לאחור, אז המחט נמצאת במצב הנכון. אם נשאב אוויר לתוך הבוכנה, יהיה צורך למקם מחדש את המחט.
לאחר שווידאתם שהמחט ממוקמת כהלכה, הזריקו לאט בתנועה יציבה. עצור לאחר ההזרקה וסובב את המחט מעט מתחת לעור כדי למנוע אובדן של פריט ההזרקה. לאחר מכן, צבט את העור במקום ההזרקה ומשוך את המחט. ניתן להשתמש באותה שיטה בגמילת חולדות.
עבור חולדות בוגרות, ראשית יש לרסן את החיה באמצעות מכשיר, שההליך שלו נדון בסרטון "יסודות הטיפול והאיפוק" של אוסף זה. לאחר מכן, ניתן לבצע את הזרקת ה-SC באותו אופן כמו שנעשה בעכברים.
בשלב הבא נלמד כיצד לבצע הזרקת IP. בעכברים, השתמשו בטכניקת הריסון בשתי ידיים כדי לרסן את החיה, המתוארת שוב בסרטון "יסודות הטיפול והאיפוק". ודא שהיד הלא דומיננטית שלך ממוקמת מספיק גבוה על הצוואר כדי למנוע מהחיה להסתובב. ייצב את החלק האחורי על ידי הנחת הזנב בין האצבע השלישית לרביעית או על ידי הצמדת העור בחוזקה בין האצבעות הנותרות לבסיס האגודל.
לאחר מכן, מקם את החיה כדי לחשוף את בטנה. להטות את החיה כשהראש פונה כלפי מטה ב-30? כדי לאפשר למעיים ליפול קדימה. ניתן לתאר את ציון הדרך של ההזרקה כך: צייר קו דמיוני המשתרע אופקית על פני הגוף, בחלק העליון של הירך, מאגף לאגף. לאחר מכן צייר את הגבול המדיאלי, או קו האמצע, לאורך הקו שבו השיער הצומח בכיוונים מנוגדים נפגש. לבסוף, דמיינו את הגבול הרוחבי, שהוא קו מהחלק העליון של הירכיים לקדם אצל זכרים ועוקב אחר הפטמות אצל נקבות. זה מספק את האזור המשולש להזרקת IP בטוחה.
השיטה הבאה שנדון בה היא הזרקת IM. ריסון בטכניקה זו הן לעכברים והן לחולדות דורש שני אנשים או שימוש בצינור ריסון. כאן, נתאר את השיטה של אדם אחד המשתמשת במכשיר ריסון.
ראשית, הניחו את החיה בצינור וכשהרגליים האחוריות בחוץ, משכו את הזנב כדי למקם את החיה. לאחר מכן, אחוז בעור האגף בחלק הגולגולתי של עצם הירך כדי להאריך את הרגל ולמנוע את כיפוף החנק. לאחר מכן, מקם את התקן הריסון כדי לאפשר הדמיה של אתר ההזרקה.
כדי לזהות את נקודת הציון של העכוז, אתר את מסת שריר העכוז האחורית לעצם הירך. ניתן למשש את העצם והשריר הגדול מורגש בקלות. שימו לב לקו האמצע שעובר מנקודת השוק לזנב. לעתים קרובות ניתן לראות את הרכס שבו השיער מהמשטחים הצדדיים והפנימיים מתאחד צומח בכיוונים מנוגדים. בדרך כלל, הזרקות נעשות לכיוון ההיבט הרוחבי מחוץ לקו האמצע. הגסטרוקנמיוס הוא שריר השוק והזרקה לשריר זה מבוצעת בצורה הטובה ביותר גם מההיבט האחורי.
עבור שריר העכוז, בציון הדרך הממוקם, הכנס את המחט לעומק מרבי של כ -5 מ"מ. הימנע ממיקום מחדש של המזרק במהלך ההזרקה כדי למנוע נזק לשרירים. לאחר מכן, שאפו כדי לוודא שהמיקום נמצא בתוך השריר, ולא כלי דם. ולבסוף, הזרקו את החומר בצורה איטית ויציבה, שכן הזרקה מהירה תגרום לטראומה ברקמות. הסר את המחט בניצב באותו מסלול כמו זה של ההחדרה. עבור שריר גסטרוקנמיוס, הכנס את המחט לעומק מקסימלי של 3 מ"מ ובצע את ההזרקה באותו אופן כמו לשריר העכוז.
לבסוף, בואו ללמוד כיצד לבצע הזרקת IV בוורידי הזנב של מכרסמים. אותה שיטה ישימה גם לעכברים וגם לחולדות.
הנח את החיה בצינור ריסון גלילי וחמם את כל גופה של החיה באמצעות כרית חימום חשמלית המוגדרת ל-MEDIUM למשך כ-2-5 דקות. המשיכו לחמם את החיה, עד שכלי הדם מתרחבים, כלומר גדולים יותר באופן ניכר. זכרו, ורידי הזנב הזנב הצדדיים ממוקמים בצידי הזנב. העורק שנמצא בקו האמצע הגחוני אינו מתאים למטרות הזרקה. סובב את התקן הריסון ומקם את הזנב כך שוורידי הזנב הצדדיים פונים כלפי מעלה ומוחזקים במתח. אין להפעיל מתח מוגזם או שניתן למתוח את הכלי ולהפחית את זרימת הדם.
הנח את שיפוע המחט ישירות מעל כלי הדם בצורה דיסטלית ככל האפשר, והפעל לחץ קל כדי להחליק את המחט לזנב במקביל לעמוד השדרה. הזרקו את החומר בתנועה איטית ונוזלית ושימו לב שכלי הדם מלבין כאשר הדם נדחף החוצה על ידי חומר ההזרקה. אם המחט אינה ממוקמת כראוי בכלי, תהיה התנגדות חזקה בעת ההזרקה, ואם תזריק בכוח החומר ימלא את החלל התת עורי והזנב יתנפח. עצור מיד מכיוון שהחומר - המיועד להזרקה תוך ורידית - עלול להיות קאוסטי לרקמות שמסביב. משוך את המחט ונסה זריקה נוספת בצורה גולגולתית יותר על הזנב. לאחר הזרקה מוצלחת, משוך את המחט והפעל לחץ על מקום ההזרקה כדי להבטיח המוסטזיס טוב לפני החזרת החיה לכלוב.
כעת, כשאתה מכיר את שיטות ההזרקה הנפוצות, בואו נסתכל על כמה יישומים של דרכי מתן אלה, מלבד מתן תרופות.
במספר ניסויים מוזרקים לעכברים פתוגן ספציפי כדי לחקור זיהום. כאן, החוקרים השתמשו בנתיב התת עורי כדי להכניס חיידקים עמידים לאנטיביוטיקה הגורמים לנגעים, וגודל הנגעים הללו שימש כקריאה לאלימות של הפתוגן. מדענים שונים מתעניינים בחקר התפוצה וההישרדות של תאי גזע לאחר אספקה מערכתית. במחקר זה, החוקרים ביצעו הזרקת וריד זנב של תאי גזע עצביים מתויגים גנטית במודל של בעלי חיים בטרשת נפוצה ואיתרו את התפלגות התאים המוזרקים לאזורי חוט השדרה והמוח.
בניסוי אחר, חוקרים הזריקו מיובלסטים מתויגים פלואורסצנטית תוך שרירית במודל של ניוון שרירים בבעלי חיים. לאחר מכן, בוצעה ביולומינסנציה כדי לנתח השתלה מוצלחת של תאי הגזע. לבסוף, ניתן להשתמש בזריקות גם ליצירת מודלים של בעלי חיים. מדענים אלה ביצעו הזרקה תוך-צפקית של דימתיל-ניטרוזאמין - רעלן כבד חזק - בחולדות וויסטאר זכרים כדי ליצור מודל חייתי של פיברוזיס בכבד, ששימש לאחר מכן לחקר התפתחות מחלת הכבד.
זה עתה צפיתם בפרק הראשון של JoVE על מתן תרכובות הדן בזריקות פרנטרליות נפוצות. זכור, מסלול האספקה האופטימלי מבוסס על מספר גורמים כולל ה-pH, הנפח והצמיגות של התמיסה המוזרקת. ולכל טכניקה יתרונות וחסרונות, אותם יש לקחת בחשבון ביחס לצרכי הניסוי. כמו תמיד, תודה שצפית!
View the full transcript and gain access to JoVE Science Education videos
Q1: What is the main difference between enteral and parenteral routes of compound administration?
Enteral administration delivers compounds via the digestive tract, where the substance undergoes hepatic metabolism before entering the bloodstream. Parenteral routes, such as intravenous or intramuscular injection, bypass the liver, resulting in higher bioavailability. This first-pass metabolism difference significantly affects how quickly and completely the compound reaches systemic circulation.
Q2: Why is sterility important when preparing injection solutions for animal studies?
Sterile preparation prevents introducing pathogens into the animal during injection. Both the injection material and the needles and syringes must be sterile to avoid infection. Contamination can compromise animal health and invalidate experimental results, making sterility a fundamental consideration before any compound administration procedure.
Q3: How does needle gauge selection relate to injection solution viscosity?
Solution viscosity determines needle selection because thicker solutions require larger gauge needles to pass through. For mice and rats, 20 to 30 gauge needles are typically used in parenteral administration. The solution should flow through at least one needle, and the smallest gauge feasible is chosen if the solution passes through multiple needle sizes.
Q4: What are the advantages of subcutaneous injection compared to other parenteral routes?
Subcutaneous injection allows safe administration of larger volumes by placing material between skin layers and muscle in a virtual space created by lifting the skin. Although absorption is slower than other routes, this provides a more sustained effect. The technique is relatively simple and carries lower risk of complications compared to intramuscular or intravenous injection.
Q5: Why must intravenous injections target the lateral caudal tail veins rather than the ventral midline?
The lateral caudal tail veins on the sides of the tail are suitable for injection because they deliver compounds directly into the circulatory system. The artery running along the ventral midline is not suitable for injection purposes. Proper vein selection ensures effective delivery and prevents tissue damage from injecting into arterial or subcutaneous spaces.
Q6: What precautions should be taken during intramuscular injection to prevent tissue damage?
Inject material slowly and steadily, as rapid injection causes tissue trauma. Avoid repositioning the syringe during injection to prevent muscle damage. For the gluteal muscle, insert the needle to a maximum depth of 5 mm; for the gastrocnemius, use 3 mm maximum. Improper or repeated injections can cause nerve damage resulting in paralysis or muscle necrosis.
Q7: How does intraperitoneal injection absorption compare to other parenteral routes?
Although intraperitoneal injection is classified as parenteral administration, its absorption mechanism is actually more similar to oral dosing. The compound is injected directly into the peritoneal cavity, allowing safe delivery of large volumes. This route provides intermediate absorption rates compared to subcutaneous and intravenous routes, making it useful for specific experimental applications.
Chapters in this video
0:00
Overview
1:30
Key Considerations for Compound Administration
3:43
Characteristics of Different Injection Techniques
5:15
Subcutaneous Injection
7:15
Intraperitoneal (IP) Injection
9:30
Intramuscular (IM) Injection
12:02
Intravenous (IV) Injection via the Tail Vein
13:36
Applications
14:34
Summary
Videos from this collection: