What factors determine which blood withdrawal method to use in mice and rats?

Blood withdrawal method selection depends on four key factors: the volume of blood needed, frequency of sampling, the animal's health status, and the technician's skill level. These considerations ensure the procedure is safe, effective, and appropriate for the specific research requirements. Different methods—retro-orbital, tail snip, and intracardiac—suit different experimental needs.

What is the difference between plasma and serum in blood samples?

Plasma is collected from whole blood with anticoagulant and contains fibrinogen and clotting factors. Serum is collected from whole blood without anticoagulant; after clotting, the top layer lacks fibrinogen and clotting factors. The choice depends on experimental requirements, as each sample type has distinct biochemical properties and applications.

Why is needle selection important for blood collection in rodents?

Needle selection depends on animal size and venipuncture site. Large bore needles cause less blood cell damage and enable rapid collection but risk vessel damage. Needle length matters too—if too long, blood may clot inside the needle. Appropriate sizes range from 18 to 29 gauge and 0.5 to 1.5 inches, with specific sizes recommended for each collection method.

How is the retro-orbital bleeding technique performed in mice?

After anesthetizing the animal with inhalation anesthetic, place it in lateral recumbency. Pull skin back along the jaw to induce eye protrusion. Insert a micro-hematocrit tube into the medial canthus at 30-45 degrees, rotating gently to rupture the ocular sinus. Blood flows by capillary action. Release skin to stop bleeding and allow minimum 10 days between repeated collections for tissue healing.

What are the main complications associated with retro-orbital bleeding?

Complications include excessive swelling causing eye protrusion and corneal drying, improper tube placement severing the optic nerve causing blindness, eyeball displacement, orbital bone fracturing, eye globe penetration, and hematoma formation. Despite these risks, when performed by a skilled technician on a fully anesthetized animal, retro-orbital bleeding remains an effective collection method.

How does tail snip collection differ from tail vessel nick collection?

Tail snip uses a sterile scalpel to cut the tail tip, allowing serial collections by disrupting the original scab. Tail vessel nick is less invasive, making a small cut over the lateral tail vein two-thirds from the rump. Both methods may contain tissue product contamination. Tail snips produce arterial and venous blood, while nicks target venous blood specifically.

What is the procedure for intracardiac blood collection and how much blood can be collected?

After euthanizing with carbon dioxide, hold the rodent by the scruff with body hanging vertically. Insert the needle bevel-up into the chest at the notch left of the xiphoid, parallel to the spine. Apply slight backpressure; blood flows if needle is in heart. Approximately half the total blood volume can be collected—about 1 mL from mice and 10 mL from rats using anesthesia induction and maintenance protocols.

נסיגת דם I

0 צפיות11:51 דק'

1. דימום רטרו-מסלולי

ציוד
1. הכן צנצנת פעמון, או תא אינדוקציה הרדמה, כדי לנהל גז הרדמה כגון איזופלוראן. בעת שימוש בצנצנת פעמון, זה הכרחי כי הרדמה נוזלית לא בא במגע עם החיה, כדי למנוע ספיגה דרך העור. פלטפורמה עם חורים קטנים ניתן להשתמש.
2. צינורות מיקרוהמטוקריט המכילים 50-75 מיקרוליטרים מועדפים. צינורות עטופים מיילר נוטים פחות לשבור בין האצבעות של המפעיל ויש לשקול כאמצעי בטיחות.
3. מספר עוביים של מגבת נייר, או חומרי בידוד אחרים, ממוקמים על משטח העבודה כדי לשמור על חום הגוף של החיה במהלך ההליך.
הכנה ומיצוב של החיה
1. החיה מורדמת עם הרדמה בשאיפה, כגון איזופלוראן, בצנצנת פעמון או תא אינדוקציה הרדמה גז, כדי להשפיע.
2. ברגע שהחיה היא מרדים לחלוטין, הוא מוסר ומושם recumbency לרוחב.
3. העין בולטת על ידי הנחת אצבע על החלק העליון של הראש ולאורך קו הלסת, ומשיכת העור אחורה ולמטה.
4. הימנע מהפעלת לחץ על קנה הנשימה, שכן זה עלול לקרוס או לאטום את דרכי הנשימה הגורמות למוות על ידי חנק.
נסיגת דם
1. המיקרוהמטוקריט ממוקם בקנותן המהודד של העין ומכוון בזווית של 30-45 מעלות ממישור האף.
2. יש להפעיל לחץ תוך כדי סיבוב עדין של צינור ההמטוקריט. זה יחתוך את הממברנות הלחמית ויקרע את מקלעת העין.
3. הדם יזרום לתוך צינור ההמטוקריט על ידי פעולה נימית.
4. הימנע דוחף כל כך עמוק שאתה מכה את העצם בחלק האחורי של חלל העין.
5. ברגע שהדם מתחיל לזרום, לשמור על לחץ כדי לשמור על העין בולטת.
6. כדי לאסוף צינורות מרובים של דם, אין צורך למקם את הצינור הבא לתוך מקלעת העין, כמו הדם ימשיך לזרום וניתן לאסוף כפי שהוא מגיע מן הקנתוס המתיווך.
7. כדי לעצור את הדימום, לשחרר את העור ולאפשר לעין לחזור למצב נורמלי. להפעיל לחץ על המסלול כדי להבטיח המוסטזיס.

איור 1. נסיגת דם מסלולית רטרו בעכברים.

2. הליכי דימום בזנב: חיתוך זנב וניק זנב

ציוד
1. להב אזמל סטרילי, רצוי להב מספר 11 או סכין גילוח חד צדדי, משמש כדי להפוך את הקטיעה הראשונית עבור שיטת חיתוך הזנב. מספריים לא צריך לשמש כי החתך שנעשה על ידי מספריים הוא מוחץ, ובכך קידום קרישה והפחתת זרימת הדם. עבור הליך ניק הזנב, מספר 11 או 15 להב אזמל משמש כדי להפוך את החתך.
2. צינור ריסון המאפשר גישה לזנב העכבר מוכן.
3. מגבות נייר סופגות או גזה משמשות כמצע לביצוע חיתוך הזנב.
4. צינורות איסוף או צינורות המטוקריט נדרשים גם כן.
5. אבקה סטייפטית צריכה להיות זמינה כדי לסייע בהמוסטזיס.
איפוק
1. החיה ממוקמת לתוך הצינור כך הזנב נגיש. עבור מרסנים מסוג ברום, החיה נמשכת תחילה לתוך הצינור. עבור צינורות אחרים, החיה ממוקמת ראש ראשון.
2. בעלי חיים מאובטחים לתוך הצינור כך שהם לא יכולים להסתובב או למשוך את הזנב.
3. עכברים מסוימים יאפשרו חיתוך זנב ואיסוף דם עם ריסון ידני מינימלי אם הם מורשים לתפוס משטח מחוספס.
4. חולדות מסוימות ידרשו הרדמה שאיפה לשיטה זו של איסוף דם.
נסיגת דם
1. הזנב מנגב במים חמים כדי להסיר פסולת ולגרום vasodilation קל. אין להשתמש במים חמים.
2. עבור חיתוך הזנב, הזנב הוא מורחב, ואת קצה הזנב (0.5-1 מ"מ עבור עכברים עד 2 מ"מ עבור חולדות) נחתך עם להב האזמל.
3. עבור ניק הזנב, הזנב הוא מורחב, וחתך נעשה עם להב האזמל כ 2/3 המרחק מן הישבן, ישירות מעל הווריד זנב לרוחב.
4. הזנב יכול להיות ליטף מן הישבן לקצה כדי לעודד את זרימת הדם; עם זאת, זה יקטין את איכות המדגם.
5. הדם נאסף מהקצה או ניק באמצעות צינורות המטוקריט או מותר לטפטף לתוך מקטורון אוסף.

3. איסוף דם לבבי

ציוד
1. עבור עכבר, מזרק 3 סמ"ק עם מחט 22-25 מד x 1" הוא המועדף. מזרקים קטנים יותר אין את אותו לחץ גב והוא יכול להפוך את גמילה בדם קשה יותר. מחטים קטנות מ 25 מד להגביל את זרימת הדם, המוביל קרישה מוגברת ונזק לתאי הדם. מחטים קצרות מ-1 אינץ' לא יגיעו לרמת הלב כשמתקרבים מהסרעפת.
2. עבור חולדה, מזרק 10-12 סמ"ק עם מחט 18 מד x 1.5 " הוא המועדף. בהתאם לגודל החולדה, מזרק קטן יותר לא יכול להחזיק את כל נפח הדם כדי לאסוף, ולכן המזרק היה צריך להיות שונה במהלך ההליך. מחטים קטנות מ 20 מד להגביל את זרימת הדם, המוביל קרישה מוגברת. מחטים קצרות מ-1.5 אינץ' עשויות שלא להגיע לרמת הלב כאשר מתקרבים מהסרעפת.
3. צינור איסוף דם בגודל מספיק משמש להחזיק את הדם שנאסף.
איפוק
1. איפוק נכון חיוני להצלחת שיטה זו. החיה מוחזקת על ידי הקשקוש עם הגוף תלוי אנכית. חשוב כי הגוף להיות ישר כדי למנוע הסטה של הלב או פיתול של החזה.
2. עמדה חלופית היא recumbency הגב בעת הצבת המחט בין הצלעות בצד שמאל של החיה. זה שימושי במיוחד עבור חולדות גדולות מאוד או כאשר בעלי חיים מרובים הם להיות דימם.

איור 2. נסיגת דם לב עם עכבר מוחזק אנכית.

נסיגת דם
1. הגישה מן ההיבט האחורי, ניקוב הסרעפת מושגת בקלות רבה יותר כאשר העכבר או החולדה מוחזקים אנכית על ידי הקשקוש.
  1. המחט מתקדמת בימין ממש משמאל לקסיפיד של החיה.
  2. המחט צריכה להיות מקבילה לעמוד השדרה ומונחת ממש מתחת לצלעות.
  3. הלב ממוקם בערך ברמה של המרפק.
  4. מניחים את המחט, משופעים, לתוך החזה, ולנקב את הלב.
  5. יש למרוח לחץ גב קל עם המזרק. אם המחט בלב, הדם יזרום למזרק.
  6. המתן עד שהדם ימלא את המזרק לפני הוספת לחץ גב נוסף על המזרק.
2. הגישה לרוחב מצד שמאל של החיה דורשת מיקום החיה בנסיגה הגבית.
  1. נקודת הכניסה נמדדת כנגד נקודת המרפק על דופן החזה. הלב ממוקם בערך ברמה של המרפק.
  2. המחט מוכנסת בניצב למישור השולחן בנקודה באמצע הדרך על דופן החזה כפי שנמדדה באופן דורסוונטרי.
  3. מניחים את המחט, משופעים, לתוך החזה, ולנקב את הלב.
  4. יש למרוח לחץ גב קל עם המזרק. אם המחט בלב, הדם יזרום למזרק.
  5. המתן עד שהדם ימלא את המזרק לפני הוספת לחץ גב נוסף על המזרק.

איור 3. נסיגת דם לבבית עם עכבר בתנוחת נסיגה הגבית.

טיפים טכניים
1. הלב הנורמלי ממוקם עם פסגת הצבעה שמאלה. במקרים נדירים, הלב עשוי להיות הפוך, וכתוצאה מכך קושי לנקב את הלב.
2. לחץ גב מוגזם על המזרק עלול למוטט את הלב, לחנוק את משופע המחט ולעצור את זרימת הדם למזרק.
3. הפעלת לחץ גב ושחרורו שוב ושוב יפעיל קרישה במזרק.
4. החלה עדינה של לחץ על הכבד יכולה לכפות נפח דם נוסף לתוך מערכת הדם, מה שהופך אותו זמין לגמילה.

4. נסיגת דם הוועד האחורית

ציוד
1. מזרק שחפים עם מחט 25-29 מד משמש לאיסוף דם בעכבר. עבור חולדות, מזרק 10-12 סמ"ק עם מחט 22-25 מד x 1" נדרש.
2. פלטפורמה כירורגית, מגש ניתוח או משטח אחר לאבטחת החיה נדרשים, יחד עם קשרים, סרט הדבקה או סיכות כדי להדביק את הגפיים בעמדה.
3. הרדמה להזרקה או הרדמה שאיפה יש צורך. אם משתמשים בהרדמה בשאיפה, רצוי שההרדמה תימסר באמצעות מאדה מדויק עם חרוט אף. אורך ההליך הוא כזה ששימוש בתא אינדוקציה ללא אספקת גז הרדמה נוספת לא יספק מספיק זמן כדי להשלים את נסיגת הדם לפני החיה מתעוררת לחיים.
4. מספריים איריס עבור העכבר, או מספריים חדים קהים חדר עבור החולדה, נדרשים, יחד עם מלקחיים אגודל אטראומטיים קטנים, וספוג גזה 2 "x 2".
איפוק
1. כאשר החיה היא מרדים לחלוטין, כפי שנקבע על ידי צביטת הבוהן או צביטת זנב, החיה ממוקמת recumbency הגב.
2. הגפיים מאובטחות לרציף עם סרט או סיכות. הגפיים צריכות להיות מורחבות הרחק מהגוף.
גמילה
1. העור מורם וחתך רוחבי קטן נעשה דרך העור ממש מעל האגן אצל הנקבות, או ממש מעל ההקדמה אצל הזכרים.
2. נקודת המספריים ממוקמת לתוך החתך, וחתך בקו האמצע נעשה דרך העור מהאגן / prepuce אל xiphoid.
3. העור משתקף לרוחב לכל צד. ניתוח קהה עשוי להיות נחוץ כדי לשחרר אותו מהשריר הבסיסי.
4. השריר מורם, וחתך רוחבי קטן נעשה דרך השריר ממש מעל העור לחתוך.
5. הנקודה של המספריים ממוקמת לתוך הבטן ו חנק קו האמצע נעשה דרך השריר כדי xiphoid. הקפד לכוון את נקודת המספריים כלפי מעלה כדי להימנע מחיתוך איברים כלשהם.
6. חותכים לרוחב לאורך עקומת הצלעות בכל צד. לנקוט זהירות נוספת לא לנקב את הכבד.
7. הזיזו בעדינות את המעיים לשמאל החיה כדי לחשוף את הוועד הנבי האחורי.
8. מניחים כרית גזה על הכבד, ומניחים את האינדקס והאצבע האמצעית על הכבד.
9. עם היד השנייה, להכניס את המחט, משופע כלפי מעלה, לתוך הווריד קאווה באמצע הדרך בין הצומת של כלי הכליה ואת bifurcation הכסל.
10. לאט למשוך את הדם תוך הפעלת לחץ על הכבד.

איור 4. נסיגת דם מוועד הוועד האחורי.

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מקור: קיי סטיוארט, RVT, RLATG, CMAR; ואלרי א. שרודר, אר.די.ג'י, אר-אל-ג'י. אוניברסיטת נוטרדאם, IN

איסוף דם הוא דרישה נפוצה למחקרים הכוללים עכברים וחול…