Name: השרשה של משדרי Radiotelemetry מניבים נתוני אקג, קצב הלב, טמפרטורת הגוף Core ו פעילות חינם נעים עכברי מעבדה (וידאו) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-11-21T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 11 s
Description: למד השתלת משדרי טלמטריה בעכברים לניטור קצב לב, טמפרטורת גוף ופעילות תנועה בזמן אמת. שיטה זו מאפשרת מדידות פיזיולוגיות מדויקות במחקר ביורפואי ללא הגבלת התנהגותם הטבעית של בעלי החיים.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

המחברים מבקשים להודות צ&#39;ארלס ריבר גרמניה למתן CD-1 בעכברים. אנו מודים גם רובין שניידר וצוות המעבדה הביולוגית מרכזי תמיכה בעכברים דיור. אנו מבקשים להודות ניקולס פלורה לקבלת סיוע טכני מעולה פרופסור קורט Burki עבור בנדיבות מתן מתקני מחקר ומשאבים.

<ol><li>Cesarovic, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+and+sevoflurane+provide+equally+effective+anesthesia+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anesthesia in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 44, 329-336 (2010).</li>
<li>Gross, V., Luft, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exercising+restraint+in+measuring+blood+pressure+in+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Exercising restraint in measuring blood pressure in conscious mice.</a> Hypertension. 41, 879-881 (2003).</li>
<li>Kramer, K., Kinter, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+and+applications+of+radiotelemetry+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Genomics%22%5BJournal%5D)">Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals.</a> Physiol. Genomics. 13, 197-205 (2003).</li>
<li>Kramer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+telemetry+to+record+electrocardiogram+and+heart+rate+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Toxicol.+Methods%22%5BJournal%5D)">Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 30, 209-215 (1993).</li>
<li>Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+post-laparotomy+pain+in+laboratory+mice+by+telemetric+recording+of+heart+rate+and+heart+rate+variability%5BTitle%5D)+AND+%22BMC.+Vet.+Res%22%5BJournal%5D)">Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability.</a> BMC. Vet. Res. 3, 16-16 (2007).</li>
<li>Schuler, B., Rettich, A., Vogel, J., Gassmann,, Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimized+surgical+techniques+and+postoperative+care+improve+survival+rates+and+permit+accurate+telemetric+recording+in+exercising+mice%5BTitle%5D)+AND+%22BMC.+Vet.+Res%22%5BJournal%5D)">Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice.</a> BMC. Vet. Res. 5, 28-28 (2009).</li>
<li>Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+Rodent+Surgery+for+the+New+Surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.</a> J. Vis. Exp. (47), e2586-e2586 (2011).</li>
<li>Rettich, A., Kasermann, H. P., Pelczar, P., Burki, K., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+physiological+and+behavioral+impact+of+sensory+contact+among+unfamiliar+adult+mice+in+the+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Anim.+Welf.+Sci%22%5BJournal%5D)">The physiological and behavioral impact of sensory contact among unfamiliar adult mice in the laboratory.</a> J. Appl. Anim. Welf. Sci. 9, 277-288 (2006).</li>
<li>Spani, D., Arras, M., Konig, B., Rulicke, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Higher+heart+rate+of+laboratory+mice+housed+individually+vs+in+pairs%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Higher heart rate of laboratory mice housed individually vs in pairs.</a> Lab. Anim. 37, 54-62 (2003).</li>
<li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+the+contribution+of+beta3-containing+GABAA+receptors+to+volatile+and+intravenous+general+anesthetic+actions%5BTitle%5D)+AND+%22BMC.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Mapping the contribution of beta3-containing GABAA receptors to volatile and intravenous general anesthetic actions.</a> BMC. Pharmacol. 7, 2-2 (2007).</li>
<li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+a+molecular+target+mediating+the+general+anesthetic+actions+of+pentobarbital%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Identification of a molecular target mediating the general anesthetic actions of pentobarbital.</a> Mol. Pharmacol. 71, 852-859 (2007).</li>
<li>Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+of+pain+therapy+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Altex%22%5BJournal%5D)">Improvement of pain therapy in laboratory mice.</a> Altex. 24, 6-8 (2007).</li>
</ol>

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

Radiotelemetry היא אלטרנטיבה רבת עוצמה לשיטות קונבנציונליות של מדידה של פרמטרים פיזיולוגיים במחקר ביו. באיכות גבוהה של מערכות טלמטריה בהיקף של מושתלת משדרים, מקלטים ורכישת נתונים ניתוח חומרה ותוכנה זמינים כעת מסחרית, גם לבעלי חיים קטנים כמו עכברים. טלמטריה מייצג את הטכניקה היחידה העומדת כיום על איסוף נתונים מתוך מעצורים, נע בחופשיות עכברים. באמצעות שיטה זו, ניתן כיום לאסוף נתונים באופן רציף ו / או עבור תקופות זמן ארוכות יותר מבעלי חיים המתגוררים בסביבה המוכרת שלהם, ובכך לצמצם את הלחץ על בעלי חיים עקב ממצאים ניסיוניים. הצורה ואת המיקום של מוביל את עבר אופטימיזציה כדי לקבל אותות גם במהלך תנועות מהירות (לדוגמה, נאבקים, ריצה, לחימה), או בתנוחה זקופה 9. לכן, מדידות מדויקות ניתן לקבל במהלך הניסויים, למשל במצבי לחץ הרדמה, בduction, תוך כדי ריצה על הליכון, במהלך ניסויים התנהגותיים, במהלך הניסויים זיהום, ורבים אחרים במצבים ניסיוני. עם זאת, על מנת לקבל נתונים אמינים, לשעתקו חפץ נטול, חשוב לשלול השפעות סביבתיות, ואנחנו למשוך תשומת לב מיוחדת לחשיבות של תנאים סטנדרטיים. מומלץ לחדר מבודד מרעש אלקטרונית ואקוסטית, כולל צליל קולי, אשר עכברים רגישים במיוחד. בנוסף, אין הפרעות, כגון מבקרים או הפרוצדורות שאינן קשורות, יש לאפשר בעת ביצוע המדידות. כדי למנוע הפרעה משפיעה (במיוחד במקרה של מדידות כלוב בבית), את כל ההליכים הדרושים בעלי אמור להסתיים בחדר לפני תחילת כל מדידה. בנוסף, הדיור של עכברים זכרים, במיוחד אם נמצאים בשימוש, בקבוצות או באופן פרטני יכול להשפיע על המדידות והוא חייב להילקח בחשבון כאשר PLAניסויים nning 9. כמו כן, העכברים חייב להיות בריא חופשי של פתוגנים Murine, שכן דלקות סמויה או גלויה, כמו גם מחלות או ליקויים בריאותיים אחרים, יכולה להיות השפעה ניכרת על פרמטרים פיזיולוגיים והתנהגות פעילות. לפיכך, עכברים צריך להתאושש באופן מלא לאחר ההשתלה להינתן מספיק זמן להסתגל הנושאת את המשדר לפני תחילת כל הניסויים. איסוף הנתונים על ידי radiotelemetry בעכברים דורש השתלה כירורגית ראשונית של משדר טלמטריה. זה צריך להתבצע רק על ידי צוות מיומן עם כישורים כירורגית על מנת למזער טראומה רקמות כאב ומצוקה עתידיים. עבור הנסיינים מחזיק מיומנויות כירורגיות בסיסיות או מתקדמות אפילו (מיקרו), מומלץ לבצע את הניסויים הראשונים גופות עכבר טריים באמצעות שתלים הכשרה (כלומר, בובות, שסופקו על ידי היצרן) כדי לקבוע את הנהלים להכיר את הפרטים של זה סוגהניתוח. אחרי אימון כזה, רוב הנסיינים יהיה מסוגל להשתיל זה סוג של משדרי עם ההצלחה יגיעו מיומנות מועילה לאחר implantations מעטים. התנאים אספטי יש לשמור במהלך הניתוח כדי לשמור את הנטל מיקרוביולוגית ואת הסיכון לזיהומים נמוך. עם זאת, סטריליות מוחלטת לא ניתן לספק בגלל כמה תנאים ספציפיים בעכברים עקרות סותרות (למשל, אפקט הקירור של גזירת שיער חיטוי מקיף, המעשיות של תחבושות כדי להגן על הפצעים). לפיכך, טיפול מונע אנטי זיהומיות מנוהל במהלך ההשתלה. ובכן המותאמים לטיפול משכך כאבים ותוכנית ניטור ברורים, כמו גם טיפול הולם שלאחר הניתוח לשחק תפקיד מכריע בתוצאות משביעות רצון הניסוי. בסך הכל, ניתוחי ההשתלה של משדר telemetric בעכברים יהיה מלחיץ עבור החיה. בפרט, אם שינוי גנטי ב specקווי עכבר ific משפיע על הפנוטיפ ופוגע בגוף של החיות בתנאי, סיבוכים בתוך מסגרת פרי הניתוח את הזמן ואת שיעור מקרי המוות עלה לאחר ההשתלה עשוי להיות סיכון. כדי למנוע סבל מיותר, אנשים המציגים התאוששות משביעת רצון או הבראה ממושך צריך להשתחרר הניסוי והקריב לפני שהגיע לשלב הגוססת. לענין זה, גיליון נתונים (טבלה 1: מצב כללי ניטור בריאות גיליון נתונים) להקל על ניטור שיטתי של סימפטומים קריטי במתן ייעוץ על הקצה אנושי כבר נקבעה. לפיכך, שחזור מתועד בסגנון של רשומה רפואית או יומן מעבדה, מה שהופך את ניהול של מתודולוגיה זו (כלומר, הליך ההשתלה שלאחר הניתוח החלמה) שקוף הרשויות הרלוונטיות ואת רווחתם של בעלי חיים גופים האחראים ניסויים בבעלי חיים (למשל, IACUC).

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Step 1.2 in the Protocol has been updated from:
1.2 Hair clipping at one day prior to surgery
The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
to:
After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
Step 2.3 in the Protocol has been updated from:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).
to:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swab. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).

Step 3 in the Protocol has been updated from:
3. Post-operative care
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
to:
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
to:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

השרשה של משדרי radiotelemetry מניבים נתוני אק&quot;ג, קצב הלב, טמפרטורת הגוף core ו פעילות חינם נעים עכברי מעבדה

Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

עכבר מעבדה הוא מיני בעלי חיים של בחירה עבור מחקר ביו ביותר, הן בתחום האקדמי לבין תעשיית התרופות. עכברים הם בגודל לניהול קל יחסית בבית. גורמים אלה, יחד עם הזמינות של שפע של מוטציות ספונטניות המושרה בניסוי, לעשות עכברי מעבדה אידיאלי למגוון רחב של תחומי מחקר. במחקר לב וכלי דם, תרופתי ו toxicological, מדידה מדויקת של פרמטרים הנוגעים מערכת הדם של חיות מעבדה נדרש לעתים קרובות. קביעת קצב הלב, קצב השתנות הלב, ומשך PQ ומרווחי QT מבוססים על (אק&quot;ג) הקלטות רל. עם זאת, קבלת אמין עקומות א.ק.ג., כמו גם נתונים פיזיולוגיים כגון טמפרטורת הגוף בעכברים יכול להיות קשה תוך שימוש בטכניקות מדידה קונבנציונאלי, הדורשות חיבור חיישנים וחוטים להוביל מאופקת, קשור, או אפילוaesthetized בעלי חיים. נתונים המתקבלים באופן זה יש לפרש בזהירות, שכן ידוע כי מניעה וחומרי הרדמה השפעה רבה על artifactual פיזיולוגיים 1, 2. Radiotelemetry מאפשר לקבל נתונים שנאספו חיות בהכרה ומשוחררת. המדידות ניתן לבצע גם נע בחופשיות בעלי חיים, ללא צורך החוקר להיות בקרבתו של החיה. לפיכך, המקורות הידועים של חפצים נמנעים, מדידות מדויקות ואמינות מובטחים. מתודולוגיה זו גם מפחיתה את השתנות interanimal, ובכך להקטין את מספר בעלי החיים המשמשים, טיוח טכנולוגיה זו השיטה ההומנית ביותר של ניטור פרמטרים פיסיולוגיים בחיות מעבדה 3, 4. התקדמות מתמדת בטכנולוגיות רכישת נתונים המזעור השתל אומר כי ניתן כיום לרשום פרמטרים פיזיולוגיים פעילות של תנועה רציפה בזמן אמת על p עודeriods כגון שעות, ימים או אפילו שבועות 3, 5. כאן, אנו מתארים טכניקה כירורגית להשתלה של משדר טלמטריה זמינים מסחרית המשמש למדידות רציפה של טמפרטורת הליבה הגוף, פעילות של תנועה ו biopotential (כלומר onelead ECG), שממנה קצב הלב, קצב השתנות הלב, PQ ו מרווחי QT ניתן הוקמה בשנת, עכברים freeroaming ומשוחררת. אנו מציגים גם טרום ניתוחית נהלים ופרוטוקולים לטיפול שלאחר הניתוח נמרץ וטיפול בכאב המשפרים התאוששות, רווחה שיעורי ההישרדות של עכברים מושתלים 5, 6.

טכניקה כירורגית להשתלה של משדרי טלמטריה זמינים מסחרית המשמש למדידה רציפה של biopotential (חד להוביל ECG), קצב הלב, טמפרטורת הגוף הליבה בפעילות של תנועה בעכברים נע בחופשיות מוצג. המלצות פרוטוקולים לטיפול שלאחר הניתוח לבין הקלה על כאב, שיפור התאוששות, הרווחה שיעור ההישרדות מוצגים גם.

השרשה של משדרי Radiotelemetry מניבים נתוני אק&quot;ג, קצב הלב, טמפרטורת הגוף Core ו פעילות חינם נעים עכברי מעבדה

עכבר המעבדה הוא מין החיה המועדף עבור רוב המחקרים הביו-רפואיים, הן בתחום האקדמי והן בתעשיית התרופות. עכברים הם...

המטרה הכללית של פרוצדורה זו היא להשתיל משדר טלמטרי המשמש למדידות רציפות של טמפרטורת הליבה של הגוף, פעילות מוטורית ופוטנציאל ביולוגי, שבאמצעותם ניתן להגדיר את קצב הלב, השונות של קצב הלב ומרווחי PQ ו-QT בעכברים חופשיים שאינם מחוברים לכבלים. דבר זה מושג תחילה על ידי הכנת העכבר להשתלה מספר ימים לפני הניתוח. לאחר מכן, מוכנים מכשירי סביבת הניתוח והמשדר הטלמטרי.לאחר מכן, המשדר הטלמטרי מושתל בניתוח בתוך העכבר. לבסוף, ניתן טיפול לאחר הניתוח לבעל החיים כדי להבטיח את החלמתו והישרדותו. בסופו של דבר, התוצאות מראות את ההשפעה של ניסויים ביו-רפואיים מגוונים ושינויים גנטיים על קצב הלב בטווח הקצר ובטווח הארוך, שונות קצב הלב, מרווחי PQ ו-QT, טמפרטורת הגוף המרכזית ופעילות מוטורית, וכן על המקצב היממי של פרמטרים אלו באמצעות מדידות טלמטריות בעכברים הנעים בחופשיות.היתרון המרכזי של טלמטריה על פני שיטות קיימות, כגון מדידות בעכבים תחת ריסון, עם כבלים, או אף בעכבים מקובעים, הוא היכולת להשיג נתונים מדויקים לאורך פרקי זמן קצרים או ארוכים בעכברים שאינם תחת ריסון ונעים בחופשיות. ביום ההשתלה, המשדר הטלמטרי מוכן תחת מাবেন זרימה למינרית על משטח מחוטר בתנאים אספטיים, תוך שימוש במכשירים שעברו עיקור באוטוקלאב ובחומרים סטריליים. ראשית, הוציאו את המשדרים מהאריזה הסטרילית והקצצרו בעזרת מספריים את המוליכים לאורך המתאים לגודל העכבר. עבור רוב העכברים הבוגרים, ניתן לקצר את האלקטרודה האדומה לאורך של כ-42 מילימטרים ואת האלקטרודה הלבנה או חסרת הצבע לאורך של כ-55 מילימטרים.הסיר כ-20 מילימטרים של צינור בידוד מהחלק הדיסטלי של האלקטרודה האדומה ו-10 מילימטרים מהאלקטרודה הלבנה או חסרת הצבע. צור לולאה מהחלקים הדיסטליים של כל אלקטרודה על ידי קיבוע הקצוות בעזרת תפרי משי דקים. הנח את המשדר בתוך תמיסת סליין סטרילית חמה, כשהוא מוכן להשתלה, ביום שלפני ההשתלה.הכינו את העכבר על ידי הרדמתו בתא פרספקס עם 8%cevo fluorine. לאחר שאיבד את רפלקס הכתיבה, חברו קונו אף עם 3% עד 4%cevo fluorine. גלחו את הפרווה בחלק הקדמי של הצוואר ובבטן.אפשרו לבעל החיים להתעורר והחזירו אותו לכלוב הבית שלו למחרת. לאחר מתן משככי כאבים והרדמת העכבר, העבירו אותו למשטח חימום רטוב באזור הניתוח. מרחו משחה על עיני העכבר ושמרו על ההרדמה באמצעות מסכת אף ו-3 עד 4% sevoflurane. לפרטים נוספים, עיינו בפרוטוקול הכתוב.חטאו את העור שגולח בעקשירות באזור הצוואר הקדמי ואזור הבטן של העכבר. לאחר מכן, בצעו חתך באורך של 1 עד 1.5 סנטימטר בעור, החל מהבית התחתון לאורך קו האמצע של הבטן. בצעו חתך קטן בכיוון האורכי בצוואר הקדמי, והעבירו את המוליד השלילי של המשדר תת-עורית מהבית אל הצוואר.הכינו את העור ואת הרקמה התת-עורית כדי לפנות מקום לקיבוע לולאת התיל של האלקטרודה. קבעו את לולאת התיל בין השרירים הממוקמים מימין לקנה הנשימה באמצעות שתי תפרי סיल्क דקות. לאחר מכן, סגרו את הפצע בצוואר בשכבות באמצעות שש תפרי Vicryl 0.פתחו את דופן הבטן ב-linea alba והניחו את המשדר הטלמטרי בתוך חלל הבטן. תפרו את לולאת התיל של האלקטרודה החיובית לתהליך החרב (xiphoid process) באמצעות תפרים מסיल्क, כך שתמוקם בין הכבד לסרעפת באזור הבטן השמאלי העליון. כדי למנוע זיהום ולספק נוזלים, מזריקו לחלל הבטן תערובת של sulfadoxine ו-trimethoprim עם תמיסת סליין, וסגרו את עור הבטן. לטיפול בכאב, מזריקו תרופה באופן תת-עורי.יש להניח 0.1 מיליגרם לקילוגרם bup, ine, ולאפשר לבעל החיים להתאושש על פני השטח החמים של שולחן העבודה למשך שעתיים. בעלי החיים נמצאים תחת ניטור צמוד ומסופקת תמיכה בהתאוששות למשך ארבעה עד 10 ימים לאחר הניתוח, כפי שפורט בפרוטוקול הכתוב. 10 ימים לאחר הניתוח, יש להחזיר את בעלי החיים למושבת העכברים למשך ארבעה שבועות לפחות של אינטראקציה חברתית רגילה.כדי להתחיל באיסוף הנתונים, גע בבעל החיים באמצעות מגנט. פעולה זו תפעיל את המשדר. מטריצת חליפין נתונים אוספת ושולחת אותות נתונים למחשב, במרווחי זמן קבועים למשך זמן מוגדר או באופן רציף, ושומרת את הנתונים בכונן הקשיח של המחשב, מכיוון שהטווח ואיכות האות הנפלט תלויים במידה רבה בהרכב החומרים של הכלוב והציוד הסובב אותו.מקמו את לוח הקליטה קרוב ככל האפשר לבעל החיים, לדוגמה, מתחת לכלוב של בעל החיים. השתמשו ב-data quest, תוכנת RT לתיאום הגילוי, האיסוף, הניתוח וההצגה הגרפית של אותות מאחד או יותר מבעלי החיים. ודאו כי תצורת מערכת ההקלטה וההעברת הנתונים תקינה על ידי ביצוע מדידות בזמן אמת במצב דגימה רציף.לאחר שהנתונים נאספו ואוחסנו, הפיקו רשימות גרפיות ונתחו אותם עבור מגוון פרמטרים שונים כגון קצב לב, שונות בקצב הלב, טמפרטורת גוף ופעילות מוטורית באמצעות תוכנת הניתוח. מוצגת כאן הדפסה גולמית של עקומות ECG בערוץ אחד מעכבר ערני, ומאותו בעל חיים תחת הרדמה בשאיפה של cevo fluorine. קצב הלב מחושב באופן אוטומטי על ידי מערכת הטלמטריה. רצף של שלושה שניות שהוקלט תחת הרדמה מעיד על קצב לב של 440 פעימות לדקה.העקומה שנרשמה בעכבר בהרהורי意识 (conscious) מראה קצב לב של 660 פעימות לדקה, שנמצא בטווח המצופה לקצב הלב. במהלך פעילויות פיזיות מתונות כגון טיפוח עצמי או אכילה, נמדדו קצב הלב, טמפרטורת הגוף הליבתית ופעילות מוטורית של שלושה עכברים במצבים גופניים שונים, בעודם שוהים בנפרד בכלובי הבית שלהם ללא הפרעות. קצב הלב נרשם למשך 30 שניות בכל חמש דקות.טמפרטורת הגוף הפנימית נדגמה למשך 10 שניות בכל חמש דקות, ופעילות מוטורית תועדה ברציפות ונשמרה במרווחים של חמש דקות. העכבר הבריא מראה מקצב צירקדי ברור עם עליות נורמליות בערכים הפיזיולוגיים ובהתנהגות של פעילות מוטורית במהלך שלב החשיכה. בניגוד לכך, לאחר ניתוח נרחב, קצב הלב עלה, במיוחד בשלב האור, והפעילות המוטורית הייתה מופחתת.העכבר השלישי סבל ממחלת גידול כרונית. נראה כי המקצב הסירוקדי של קצב הלב וטמפרטורת הגוף הפנימית שלו שטוח, והפעילות המוטורית שלו מופחתת. בניסוי זה, 16 עכברים הוכשבו למשך 50 דקות להרדמה באמצעות isof fluorine או cevo fluorine, והשפעתם ארוכת הטווח של חומרי ההרדמה על קצב הלב, טמפרטורת הגוף הפנימית והפעילות המוטורית הושוות באמצעות ערכים טלמטריים. עבור כל חיה, חושבו הממוצעים בנפרד עבור שלבי הלילה והיום.ערכים נורמליים חושבו כממוצעים של שלושת הימים שקדמו להרדמה. ערכי הדלתא הם השוואות של ערכי החושך והאור אל מול הערכים הנורמליים. לאחר רכישת מיומנות, ניתן לבצע את הניתוח בתוך 35 עד 45 דקות. בעת ביצוע פרוצדורה זו, חשוב לזכור לשמור על הרדמה נאותה, לה administering משככי כאבים יעילים, למנוע זיהומים ולספק נוזלים.לאחר צפייה בסרטון זה, תגמרו עם הבנה טובה של אופן השתלת משדר טלומטרי זה וכיצד להשיג מדידות מהימנות של ערכים פיזיולוגיים, כגון קצב לב או טמפרטורת גוף קרה, בעכברים במעבדה.

implantation-radiotelemetry-transmitters-yielding-data-on-ecg-heart

Research

JoVE Journal

Medicine

רפואה

Telemetric א.ק.ג. התפתחה ככלי חיוני להערכת במודלים של בעלי חיים על הפרעות בקצב הלב או מוות קרדיאלי פתאומי. כאן, אנו מציגים מדריך בשלבים להקלטות telemetric א.ק.ג. עבור היישום לניטור ארוך טווח א.ק.ג. אמבולטורי בעכברים.

רישום א.ק.ג. אמבולטורי ב עכברים

בסרטון זה, אנו מתארים הליך כירורגי להשתלת התקן טלמטרי טמפרטורה במודל עכבר כדי למדוד ברציפות את טמפרטורת הגוף הליבה שלו.

השתלה כירורגית של מערכת ניטור טמפרטורה טלמטרית במודל עכבר: הליך כירורגי להשתלת מכשיר טלמטרי טמפרטורה למדידת טמפרטורת גוף ליבת העכבר

מטרת פרוטוקול זה היא להעריך את לחץ הדם המערכתי בעכברים הנעים בחופשיות באמצעות מכשירי רדיו-טלמטריה מושתלים.

מדידת לחץ דם לטווח ארוך בעכברים לנוע בחופשיות באמצעות טלמטריה

Radiotelemetry EEG ללא הרחקה הוא גישה מתודולוגית יקר להקליט in vivo פעילות המוח לזמן ארוך מתאגידים מכרסמים לנוע בחופשיות. פרוטוקול מפורט זה מתאר אפידורל stereotaxic ואת מיקום האלקטרודה תוך-מוחי עמוק באזורי מוח שונים על מנת להשיג הקלטות אמינות של מקצב CNS ושלבי התנהגותיות הקשורות במערכת עצבים המרכזית.

ללא הרחקה EEG Radiotelemetry: אפידורל ודיפ תוך-מוחי Stereotaxic EEG אלקטרודה מיקום

כתב יד זה מתאר שיטה של גרימת סטטוס אפילפטיקוס בזריקה פילוקרפין מערכתית ואת הפיקוח התקפים חוזרים ונשנים ספונטנית בבעלי חיים באמצעות וידאו אלחוטית טלמטריה העוויתיים המערכת. פרוטוקול זה יכול להיות מנוצל ללמוד את המנגנונים pathophysiologic של אפילפסיה כרונית, epileptogenesis התקפים חריפה.

המודל פילוקרפין של אפילפסיה של אונה רקתית EEG ניטור באמצעות מערכת Radiotelemetry בעכברים

מאמר זה מתאר פרוטוקול עבור הערכות קוגניטיביות של דגמים גנטיים של אלצהיימר באמצעות מערכת IntelliCage, אשר הוא מערכת התנהגותית תפוקה גבוהה אוטומטית ניטור עם התניה אופרנטית.

אוטומטית, וזמינותו התנהגות לטווח ארוך עבור פונקציות קוגניטיביות במודלים גנטיות מרובות של מחלת אלצהיימר, באמצעות IntelliCage

הברופלקס הוא מנגנון ויסות קצב הלב על ידי מערכת העצבים האוטונומית בתגובה לשינויים בלחץ הדם. אנו מתארים טכניקה כירורגית להשתלת משדרי טלמטריה למדידה רציפה וסימולטנית של אלקטרוקרדיוגרמה ולחץ דם בעכברים. זה יכול לקבוע רגישות ספונטנית baroreflex, סמן פרוגנוסטי חשוב למחלות לב וכלי דם.

השתלת משדרי אק"ג ולחץ דם טלמטריים משולבים לקביעת רגישות ספונטנית לברפלקס בעכברים מודעים

כאן אנו מציגים פרוטוקול שלב אחר שלב לגישה חצי אוטומטית לניתוח נתוני אלקטרוקרדיוגרפיה ארוכת טווח (ECG) עבור פרמטרים בסיסיים של א.ק.ג. והפרעות קצב נפוצות. הנתונים מתקבלים על ידי משדרי טלמטריה מושתלים בעכברים חיים וערים ומנותחים באמצעות פונמה ומודולי הניתוח שלה.

ניתוח הקלטות אלקטרוקרדיוגרפיה ארוכות טווח לאיתור הפרעות קצב בעכברים

אלקטרוקרדיוגרמה (ECG) היא משתנה המפתח להבנת אלקטרופיזיולוגיה של הלב. לפעילות גופנית יש השפעות מועילות, אך היא עלולה גם להזיק בהקשר של מחלות לב וכלי דם. כתב יד זה מספק שיטה לרישום אק"ג בזמן אמת במהלך פעילות גופנית, אשר יכול לשמש לחקר השפעותיו על אלקטרופיזיולוגיה של הלב בעכברים.

ניטור אק"ג בזמן אמת במהלך אימון הליכון בעכברים

רישום סימולטני של פעילות אוטונומית והתנהגות אימהית מפורטת של עכברים אמהות מההריון ועד ההנקה הושג באמצעות מערכת טלמטריה. שיטה זו מסייעת להבין את הדינמיקה של המאפיינים הפיזיולוגיים וההתנהגותיים אצל אמהות מההריון ועד הגמילה.

ניתוח אלקטרוקרדיוגרמות והתנהגות בעכברים מתקופת ההריון ועד ההנקה

למד השתלת משדרי טלמטריה בעכברים לניטור קצב לב, טמפרטורת גוף ופעילות תנועה בזמן אמת. שיטה זו מאפשרת מדידות פיזיולוגיות מדויקות במחקר ביורפואי ללא הגבלת התנהגותם הטבעית של בעלי החיים.

השרשה של משדרי Radiotelemetry מניבים נתוני אק"ג, קצב הלב, טמפרטורת הגוף Core ו פעילות חינם נעים עכברי מעבדה

גלה סרטונים נוספים