Name: זמן לשגות דימות פלואורסצנטי של צמיחה רוט ארבידופסיס עם מניפולציה מהירה של הסביבה רוט שימוש RootChip (וידאו) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-07-07T11:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 54 s
Description: למדו שיטת דימות פלואורסצנטי בזמן אמת לחקירת צמיחת שורשי Arabidopsis באמצעות RootChip. פלטפורמת המיקרופלואידיקה מאפשרת שליטה מדויקת בתנאי הגידול ומעקב מיקרוסקופי ממושך עד שלושה ימים.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

אנו מודים פיליפ Denninger לעזרה עם וידאו הכנה Bhavna צ&#39;אודהורי למתן קווי צמחים המבטאים מאיימות חיישנים. עבודה זו נתמכה על ידי מענקי הקרן הלאומית למדע (MCB 1021677), מחלקת האנרגיה (DE-FG02-04ER15542) כדי WBF, מכון הבריאות הלאומי, ואת הווארד יוז רפואי במכון כדי SRQGG נתמך על ידי רב EMBO טווח המילגה. MM נתמך על ידי אלכסנדר פון הומבולדט קרן.

הערה: בצע את כל השלבים הכנות בתנאים סטריליים. 1. הכנת קונוסים מפלסטיק נביטת הזרעים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלאו צלחת פטרי 10 ס&quot;מ עם מדיום גידול המכיל אגר 1% עד עובי של 5 מ&quot;מ. אנו משתמשים כוח 1/2 שונה הוגלנד בינוני 4, אבל הרכב בינוני יש לבחור כדי להתאים לדרישות ניסויים בודדים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אמנם המדיום הוא עדיין נוזלי, השתמש פיפטה רב ערוצי למלא 10 עצות פיפטה μl עם μl 5 של המדיום מצלחת פטרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחסן את הטיפים למלא תיבת עצה פיפטה עד בינוני הוא מוצק, חתוך אז עד 4 מ&quot;מ ארוכים גביעי פלסטיק במקום ישר לתוך צלחת פטרי שמכילה בינוני צמיחה איתנה. </li></ol> 2. נביטת הזרעים וגידול שתיל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פני השטח לעקר הזרעים NaOCl 5% עבור 5 דקות, שלוש פעמים לשטוף עם מים סטריליים, ואז לשים זרע אחד על גבי חרוט בינוני מלאs. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סוגרים את המנה עם קלטת micropore (3M) ולאחסן ב 4 ° C כדי לסנכרן את הנביטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחרי שלושה ימים, להעביר את הצלחות לארון גידול להתחיל נביטה. תנאי הגידול שלנו הם 23 מעלות צלזיוס בכל מחזור 16h light/8h גבוהה כהה (עוצמת האור: 100 μE מ -2 s -1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בין 5 ל -7 ימים לאחר הנביטה, את השתילים צריך להיות מוכן להעברה RootChip. בשלב זה, טיפים שורש צריך להיות ליד כלי התחתונה של גביעי פלסטיק. בדוק בריאות שתיל, אורך שורש, ואם יש צורך, ביטוי של פלורסנט סמן תחת מיקרוסקופ לנתח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סמן שתילים בודדים עבור העברת על גבי שבב. בחר עשרה בערך שתילים במקרה 1 ניזוק במהלך ההעברה. </li></ol> 3. העברת שתילים על RootChip <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר RootChip ארוך טווח ניסויים, לעטוףמכשיר בנייר משי, במקום בכלי זכוכית פטרי, ו החיטוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר RootChip מתקרר, מכסים את זה עם מדיום גידול נוזלי. RootChip צריך להיות שקוע לחלוטין, אבל את רמת הנוזל צריך להיות לא יותר מ 3 מ&quot;מ מעל פני השטח RootChip. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם פיפטה 20 μl, למשוך בינוני עד כניסת השורש מוצא תא כדי למלא את החדר עם תצפית בינוני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גביעי פלסטיק הכנס נבחרו בשלב 2.5 לתוך פתחי הכניסה RootChip. קונוסים צריכים להתאים בנוחות על פתחי הכניסה את. מאז RootChip הוא רכוב על שכבה דקה של זכוכית אופטית, לא להפעיל לחץ רב מדי על השבב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה RootChip לילה במדיום נוזלי. כדי למנוע הצפה, הצב שתי שקופיות זכוכית על גבי שבב. להוסיף פס מגנטי רעש ולסגור את המנה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעבירים את הרכבה stirrer מגנטי בעדינות להתסיס בינוני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתחי הכניסה של RootChip מצטלבים ערוצי בזווית של ° 30 למכשיר נורמלי facilitate גידול השורש לתוך תעלות (איור 1 א). כדי להמשיך לתמוך בצמיחה בכיוון הרצוי, להטות את הרכבה מעט על ידי הנחת שקופיות זכוכית מתחת לצלחת פטרי בצד השני של השבב של שקעים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לשמור על מחזור אור / חושך, להאיר את השתילים עם מנורה הטבעת (עוצמת האור: 100 μE מ -2 s -1) מחובר טיימר. </li></ol> 4. חיבור RootChip למוביל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למחרת, למלא בקבוקון רב סגר, pressurizable עם מדיום גידול נוזלי (1B איור). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך נושאת שבב ולמקם אותו על משטח יציב. הסר את RootChip ממדיום נוזלי להכניס אותו בצד PDMS לתוך הפתח התחתון של המוביל שבב. אוריינט שבב כך את הצד המכיל את שכבת פתחי הכניסה בקרה עומדת בפני צד של קו הלחץ מחברי צינורות בקיר הצד המוביל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יבש את הזכוכית המכסה עלהתחתון של השבב על ידי בעדינות עם נייר סופג רקמות. להבטיח את RootChip למוביל עם הקלטת הזכות ההרכבה כולה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחברים צינורות מבוצעים על ידי חיתוך צינור פלסטיק גמיש microbore (TYGON, 0.20 &quot;x 0.060 מזהה&quot; OD) לחתיכות 5 ס&quot;מ ולחבר אותם נירוסטה microbore צינורות (Tube ניו אינגלנד קטן, .025 &quot;OD x 0.013&quot; מזהה x 0.75 &quot; זמן). ממלאים את צינורות מחברים עם מים באמצעות מזרק וחבר כל מחבר צינורות לתוך כניסת שכבת המתאים שליטה על השבב. המים יהיה מאוחר יותר למלא את השכבה ערוצי שליטה ומשומשות להעביר את הלחץ על שסתומי micromechanical. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחבר את הקצוות של הקווים לתוך התקשורת / בקבוקון פתרון (ים). תפעילו לחץ על הבקבוקון פתרון בעזרת מזרק של אוויר. לחץ האוויר עלה בתוך בקבוקון פתרון יאלץ נוזל לתוך השורות. </li></ol> 5. הרכבה RootChip על מיקרוסקופ <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את הספק על microscבשלב אופ. כדי לצמצם את האפשרות של הרכבה משתנה במהלך הניסוי בשל תנודות בחדר, הספק צריך להתאים בדיוק לתוך החריצים של הכנס הבמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השסתומים שבב ואת זרימת בינוני באמצעות שבב נשלטים על ידי לחץ אוויר. שתי שורות עם הרגולטורים הם הסתעפו קו הלחץ העיקרי - 1 משמש לשליטה על זרימת אמצעי בין הערוצים, והשני מחובר האוויר שסתומים סולנואיד כי להניע את שכיבות סמיכה הגיעו שסתומים של השכבה שליטה. השסתומים סולנואיד מופעלים מהמחשב דרך שסתום בקר USB (שפותחה על ידי רפאל גומז-Sjöberg, הלאומית לורנס ברקלי מעבדה). לסגור את שני הרגולטורים לחץ לפני חיבור שבב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף כמה מ&quot;ל מים מאגרים של הספק לשמור על לחות גבוהה בתוך ההרכבה. שלב זה יש לחזור על מהלך הניסויים יותר כדי לשמור על הצמחים מהתייבשות. לשמור על נפח נמוך כדי למזער tהוא כמות הנוזלים שניתן נשפך על המיקרוסקופ. לטווח הארוך ניסויים, יצוא של כלי שבב יכול להיות מונחה לתוך מאגרים של הספק על ידי חיבור כלי שבב על מאגרי עם צינורות microbore (ראה שלב 4.4). לחלופין, יצוא שמצטבר על פני השבב ניתן לאסוף על ידי pipetting. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להכין יריעות פלסטיק שקוף בריבוע של מ מגינים גיליונות (C-Line). תקן פלסטיק שקוף המוביל של קלטת דו צדדית כדי לשמור על לחות גבוהה באסיפה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את טבעת אור על שבב ולקיים את מחזור אור / חושך. אור הטבעת צריך להיות כבוי לפני תחילת הניסוי כל העושה שימוש סמנים ניאון, כמו תאורה ישירה יפריע אוסף תמונה. </li></ol> 6. הפעלה RootChip באמצעות ממשק LabVIEW ממשק בקר RootChip עבור פלטפורמת התוכנה LabVIEW יכולניתן להוריד מאתר האינטרנט שלנו <a href="http://dpb.carnegiescience.edu/technology/rootchip" target="_blank">http://dpb.carnegiescience.edu/technology/rootchip</a> . <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השסתומים על שבב סגורים על ידי הפעלת לחץ על שכבת הבקרה, במקרה זה על ידי פתיחת שסתומי אוויר סולנואיד. ממשק בקר מאפשר actuation של השסתומים על ידי לחיצה על הכפתור למטה מספר שסתום. ירוק בהיר מציין הפעלת לחץ וסגירת השסתום השבב (איור 2 ב). להפעיל את כל שלושת פתרון כניסת שסתומים בממשק הבקר לפני פתיחת הרגולטורים לחץ. הערה: ממשק בקר כולל לולאת משוב, המאפשר ניטור של מצב המערכת. תכונה זו עשויה להיות מופעל על ידי לחיצה על כפתור &quot;Readback&quot; בממשק הבקר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את ווסת הלחץ על שכבת מלאה להגדיר תחילה ל -15 PSI, ולאחר מכן פתח את הרגולטור של השכבה זרימת ולהגדיר תחילה 5 psi. Depenדינג על קצב זרימת הרצוי, הלחצים יכול להיות מותאם מאוחר יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את שסתום היניקה של המדיום צמיחה של בחירה כדי לשטוף את חדרי עם המדיום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יש לבדוק את נתיבי הזרימה מתחת למיקרוסקופ. בדרך כלל, אוויר לכוד את ערוצי הזרימה ויש להסירו. בנוסף, הערוצים של שכבת הבקרה עדיין מכילים אוויר שיש נאלץ לצאת והוחלף מים מן המחברים צינורות (ללא מוצא מילוי). המשימות הן מושגות על ידי שטיפה כל אחת משמונה תאים מספר פעמים (5 psi) עד שכל האוויר נאלץ מן הערוצים לתוך PDMS (&quot;degassing&quot;). הערה: ממשק הבקר ניתן לתכנת כדי להפוך ניסויים. שגרות אלה עשויים לשמש גם שבב דגה. </li></ol> 7. נציג תוצאות מטרת ממשלת RootChip היא לשלב פלטפורמת הדמיה המערכת זלוף במכשיר אחד עם רמה גבוהה של אינטגרציה. כדי להדגים את המניפולציהשל microenvironment של שורשים לנו סמוקות לתאי עם צבע מאכל כהה (דילול 01:04 במדיום הידרופוני) ומדד החליפין של נוזל בתוך החדרים. בלחץ המומלצת של 5 psi מדדנו בתמורה מלאה תוך 10 שניות בקצב זרימת מחושב של כ μl 1.5 / דקה (איור 3). כמו כן, אנו נצפה גידול השורש של שתילים, במקרה זה גדל בחושך מסופק עם גלוקוז 10 mM כמקור אנרגיה חיצוני (איור 4). בהתאם לתנאי גידול, כגון אור הרכב החומר, צמחים ניתן לצפות RootChip לתקופה של עד שלושה ימים. RootChip נעשה שימוש כדי לפקח על רמת הסוכר תאיים ורמות גלקטוז בשורשים המבטאים nanosensors מקודדים גנטית, המבוססת על העברת אנרגיה פורסטר תהודה (סריג) 5-7. שורשים שבב היו perfused עם פולסים רבועים של גלוקוז או גלקטוז פתרון ( <strong&gt; איור 5). רמות תאיים של סוכרים נוטרו ומוצגים כאן כפי שבאה לידי ביטוי ביחס של עוצמת סיטרין fluorophore acceptor לעוצמת ECFP התורם. העלייה מצביעה על יחס הצטברות של סוכר. <img src="/files/ftp_upload/4290/4290fig1.jpg" alt="איור 1" /> באיור 1. RootChip העיקרון. <ol class="ualpha" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> RootChip כולל שמונה חדרי תצפית לצמיחה הדמיה של השורשים. הזרעים לנבוט 1 ב גביעי פלסטיק - מפוברק מ טיפים פיפטה פלסטיק - אשר מלאים בינוני מוצק. קצה השורש גדל דרך בינוני ומגיע לחדר שבו זרימה רציפה של המדיום נוזל שומר על תנאי מתמיד קאמרית. שסתומים micromechanical (אדום) לשלוט בזרימת. השבב הוא רכוב על הזכוכית המכסה אופטי. ציור לא להרחיב. (עיבוד באישור גרוסמן et al., 2011 תא הצמח.) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> SCHEME של הבקבוקון פתרון pressurizable עם הסרעפת (אדום). </li></ol><img src="/files/ftp_upload/4290/4290fig2.jpg" alt="איור 2" /> איור 2. חיבור גובר RootChip. <ol class="ualpha" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צפה לראש RootChip מחובר באופן מלא הספק מותקן על מיקרוסקופ הפוכה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תוכנית המדגימה את מערכת valving וממשק בקר. למשל עבור שסתום הגדרת להנחות את זרימת הנוזל אל חדר אחד מוצג. בעוד שסתומים 4 עד 8 מעשה כמו ברזים, שסתומים חד 0 עד 3 מעשה בקבוצות. עם מערכת זו תא בודד ניתן לטפל על ידי שילוב של הפעלת השסתומים. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/4290/4290fig3.jpg" alt="איור 3" /> איור 3. החלפת פתרונות CH תצפיתambers. ויזואליזציה של החלפת נוזל בתא השגחה באמצעות פתרון צבע. התמונה היא כיסוי של שדה בהיר שווא בצבע עוצמת אות הצבע. <img src="/files/ftp_upload/4290/4290fig4.jpg" alt="איור 4" /> באיור 4. על שבב גידול השורש. תצפית של שורש גדלה אחת להביע ניאון סריג nanosensor של גלוקוז / גלקטוז במשך 20h. פורמט זמן: hh: mm: בר בקנה מידה: 100 מיקרומטר. <img src="/files/ftp_upload/4290/4290fig5.jpg" alt="איור 5" /> איור 5. מדידת רמות סוכר תאיים באמצעות סריג nanosensors. <ol class="ualpha" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סכום של חיישן מוצג עוצמת סיטרין בתוך קצה השורש (משמאל). תגובת תאיים סריג nanosensor היישום של גלוקוז או גלקטוז הפתרון מוצג כתמונות ratiometric. (עיבוד באישור גרוסמן et al., 2011 Plaתא NT) בר סולם:. 100 מיקרומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעקב אחר שינויים סריג יחס כתגובה שלושה פולסים מרובעים חוזרות ונשנות של גלוקוז (ירוק) וגלקטוז (אדום). </li></ol>

<ol><li>Grossmann, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+RootChip%3A+An+Integrated+Microfluidic+Chip+for+Plant+Science%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">The RootChip: An Integrated Microfluidic Chip for Plant Science.</a> Plant Cell. 23, 4234-4240 (2011).</li>
<li>Unger, M. A., Chou, H. P., Thorsen, T., Scherer, A., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monolithic+microfabricated+valves+and+pumps+by+multilayer+soft+lithography%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Monolithic microfabricated valves and pumps by multilayer soft lithography.</a> Science. 288, 113-116 (2000).</li>
<li>Okumoto, S., Jones, A., Frommer, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+Imaging+with+Fluorescent+Biosensors%3A+Advanced+Tools+for+Spatiotemporal+Analysis+of+Biodynamics+in+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Plant+Biol%22%5BJournal%5D)">Quantitative Imaging with Fluorescent Biosensors: Advanced Tools for Spatiotemporal Analysis of Biodynamics in Cells.</a> Annu. Rev. Plant Biol. , (2012).</li>
<li>Loqué, D., Lalonde, S., Looger, L. L., von Wirén, N., Frommer, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+cytosolic+trans-activation+domain+essential+for+ammonium+uptake%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A cytosolic trans-activation domain essential for ammonium uptake.</a> Nature. 446, 195-198 (2007).</li>
<li>Okumoto, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+approach+for+monitoring+cellular+metabolites+and+ions+using+genetically+encoded+biosensors%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Imaging approach for monitoring cellular metabolites and ions using genetically encoded biosensors.</a> Curr. Opin. Biotechnol. 21, 45-54 (2010).</li>
<li>Fehr, M., Frommer, W. B., Lalonde, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualization+of+maltose+uptake+in+living+yeast+cells+by+fluorescent+nanosensors%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Visualization of maltose uptake in living yeast cells by fluorescent nanosensors.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 99, 9846-9851 (2002).</li>
<li>Takanaga, H., Chaudhuri, B., Frommer, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GLUT1+and+GLUT9+as+major+contributors+to+glucose+influx+in+HepG2+cells+identified+by+a+high+sensitivity+intramolecular+FRET+glucose+sensor%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim.+Biophys.+Acta%22%5BJournal%5D)">GLUT1 and GLUT9 as major contributors to glucose influx in HepG2 cells identified by a high sensitivity intramolecular FRET glucose sensor.</a> Biochim. Biophys. Acta. 1778, 1091-1099 (2008).</li>
<li>Chaudhuri, B., Hörmann, F., Frommer, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+imaging+of+glucose+flux+impedance+using+FRET+sensors+in+wild-type+Arabidopsis+plants%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Bot%22%5BJournal%5D)">Dynamic imaging of glucose flux impedance using FRET sensors in wild-type Arabidopsis plants.</a> J. Exp. Bot. 62, 2411-2417 (2011).</li>
<li>Meier, M., Lucchetta, E. M., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+stimulation+of+the+Arabidopsis+thaliana+root+using+multi-laminar+flow+on+a+microfluidic+chip%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Chemical stimulation of the Arabidopsis thaliana root using multi-laminar flow on a microfluidic chip.</a> Lab Chip. 10, 2147-2153 (2010).</li>
<li>Parashar, A., Pandey, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plant-in-chip%3A+Microfluidic+system+for+studying+root+growth+and+pathogenic+interactions+in+Arabidopsis%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Phys.+Lett%22%5BJournal%5D)">Plant-in-chip: Microfluidic system for studying root growth and pathogenic interactions in Arabidopsis.</a> Appl. Phys. Lett. 98, 263703-26 (2011).</li>
<li>Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+origins+and+the+future+of+microfluidics%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">The origins and the future of microfluidics.</a> Nature. 442, 368-373 (2006).</li>
<li>Lee, J. N., Park, C., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solvent+Compatibility+of+Poly%28dimethylsiloxane%29-Based+Microfluidic+Devices%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Solvent Compatibility of Poly(dimethylsiloxane)-Based Microfluidic Devices.</a> Anal. Chem. 75, 6544-6554 (2003).</li>
</ol>

אין ניגוד עניינים הצהיר.

היתרונות העיקריים של RootChip על פני שיטות גידול המקובלות הן הכנה פולשנית מיקרוסקופיה, היכולת הפיך שוב ושוב לשנות את סביבת השורש, ויכולת תצפית רציפה של רקמות מוסמכת מבחינה התפתחותית ובריא מבחינה פיזיולוגית על פני תקופה של מספר ימים. בעבר, שתילים גדלו בצורה אנכית על התקשורת תסרוקת והועברו מערכת טפטוף מיד לפני הניסוי, אשר אפשרה רק מדידה שורשים בודדים בכל פעם 8. כלים microfluidic שימשו במשך ארבידופסיס, אבל ברמה נמוכה אינטגרציה 9 או ללא שליטה זלוף 10. RootChip משלב רמה גבוהה של אינטגרציה עם היכולת להפוך ניסויים באמצעות הדרכה תזרים מדויק. יתרון נוסף של הפלטפורמה הזו, האופיינית כל התקנים microfluidic 11, הוא רק כמויות מזעריות של נוזל נדרשים לספק את השורש עם אגוז צורךrients, גם עבור ניסויים פורש מספר ימים. RootChip מיועד כיום כאמצעי יחיד לשימוש, אבל מאז עלויות הייצור של שבבי נמוכות, את כמויות קטנות של חומרים כימיים צרכו עושה את השבב עדיין מאוד חסכונית. ישנם מספר שלבים קריטיים כמה שיש לנקוט כדי להבטיח את בריאותם של שתילים את: נפח את גביעי פלסטיק רק μl 3-4, אשר יתחיל להתייבש כאשר נחשף לאוויר. לכן זה קריטי, כי את הקונוסים מועברים על גבי שבב במהירות והלחות נשמרת גבוהה עד השורשים הגיעו לתאי תצפית, אשר יספק להם מספיק מים. צעדים 4.2 ל 4.5 יש לבצע במהירות וללא הפסקה כדי למנוע התייבשות של השתילים. צעדים 3.5 - 3.8 לתאר את הדגירה של השבב בתקשורת נוזלי שבמהלכו השורשים לצמוח לתאי תצפית. שלב זה ניתן לדלג על ידי הרכבה שבב לתוך גarrier מיד החל טפטוף מתמיד עם צמיחה בינונית. עם זאת, אנו ממליצים על השריית במדיום הגידול בין לילה, שכן יש כמה יתרונות: 1) הוא יוצר סביבה לחה כל כך את השתילים נוטים פחות להיות מיובש כאשר הם גדלים לתוך חדר תצפיות, 2) שבב ספוגה בנוזל, כך degassing (שלב 6.4) יהיה מהיר יותר. חשוב להשתמש במדיה עם ריכוז המומס נמוך. תמיסות מרוכזות יותר עלולה לעורר ולסתום את הערוצים, במיוחד אם השבב משמש על פני כמה ימים. ברגע שהמכשיר מחובר לקו לחץ האוויר, זרם בינוני נשלטת על ידי שינוי הלחץ ההידראולי של השסתומים. כדי להבטיח את סגירת נכון של השסתומים micromechanical, חשוב לבחור שליטה בלחץ כי הוא בערך פי שלושה מאחוז לחץ הזרימה. לחץ זרימת לא יעלה על 15 psi כמו נוזל יהיה דחף מתוך פתחי הכניסה שורש. לחצים גבוהים יותר מאY גם לגרום delamination של השבב, אשר הופך לא שמיש שבב. הגבלה של RootChip היא PDMS הוא נקבובי הידרופובי. אמנם החומר הוא אינרטי מעשית תמיסות מימיות, הוא עלול לספוג תרכובות אורגניות 12. זה יכול להפריע חילופי מהירה של פתרונות כמו תרכובות אורגניות עלול לדלוף מן החומר גם כאשר האספקה ​​של מתחם זה כבר עצר כניסת. עקב נקבוביות, שימוש בממסים אורגניים עלולה לגרום לנפיחות של PDMS 12. אנו ממשיכים לייעל את RootChip ולהרחיב השירות שלה, למשל עם שורשים של צמחים הצומח. אנו מאמינים כי על ידי שיפור הגישה שורש עבור טיפולים תצפית, כלי microfluidic כמו RootChip תפתח מימדים חדשים של מחקר השורש.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> פריטים </td><td> מקור </td><td> מידע </td></tr><tr><td> הספק השבבים, התוכנה וכל מידע אחר. </td><td> מכון קרנגי - DPB </td><td> CAD ו CNC קבצים עבור ייצור המוביל, תוכנה בקר ומידע נוסף זמינים להורדה מאתר האינטרנט של <a href="http://dpb.carnegiescience.edu/technology/rootchip" target="_blank">http://dpb.carnegiescience.edu/technology/rootchip~~HEAD=NNS</a> מובילים יכול להיות גם הורה מאתר זה. </td></tr><tr><td> RootChip </td><td> סטנפורד יציקה </td><td> עיצובים מסכת ופרוטוקולים ייצור זמינים על פי דרישה. מוכן לשימוש RootChips ניתן להזמין <a href="http://www.stanford.edu/group/foundry/" target="_blank">http://www.stanford.edu/group/foundry/</a> </td></tr><tr><td> שבב בקר </td><td> ביתי מובנה</td><td> מערכת אוטומטית בקר שסתום פותחה במקור על ידי רפאל גומז-Sjöberg, המעבדה הלאומית לורנס ברקלי. הדרכה מפורטת כיצד לבנות בקר שסתום מופעלים שלך ניתן למצוא בכתובת <a href="https://sites.google.com/a/lbl.gov/microfluidics-lab/valve-controllers" target="_blank">https://sites.google.com/a/lbl.gov/microfluidics-lab/valve-controllers</a> </td></tr></tbody></table>

זמן לשגות דימות פלואורסצנטי של צמיחה רוט ארבידופסיס עם מניפולציה מהירה של הסביבה רוט שימוש rootchip

Time-lapse Fluorescence Imaging of Arabidopsis Root Growth with Rapid Manipulation of The Root Environment Using The RootChip

פונקציות שורש כעוגן הפיזי של המפעל הוא האיבר האחראי על ספיגת המזון בגוף מים מינרלים כגון אלמנטים, חנקן וזרחן, סולפט זכר שצמחים לרכוש מהקרקע. אם אנחנו רוצים לפתח גישות קיימא לייצור היבול גבוה, עלינו להבין טוב יותר כיצד השורש מפתחת, תופס קשת רחבה של חומרים מזינים, וכן אינטראקציה עם אורגניזמים פתוגניים ו סימביוטיים. כדי להשיג מטרות אלו, אנו צריכים להיות מסוגלים לחקור את השורשים בפירוט מיקרוסקופי על פני פרקי זמן הנעים בין דקות יום. פיתחנו RootChip, polydimethylsiloxane (PDMS) - מכשיר microfluidic מבוסס, אשר מאפשר לנו לגדול השורשים תמונה שתילים ארבידופסיס תוך הימנעות מכל מתח פיזי לשורשים במהלך הכנת הדמיה 1 (איור 1). המכשיר מכיל מבנה הערוץ מפוצלת הכוללת שסתומים micromechanical להנחות את זרימת הנוזלמתוך פתחי הכניסה פתרון לכל אחד משמונת החדרים תצפית 2. מערכת זו מאפשרת זלוף microenvironment שורש כדי להיות מבוקר שונה עם דיוק ומהירות. נפח החדרים הוא כ 400 NL, וכן הוא מחייב רק כמויות מזעריות של פתרון המבחן. כאן אנו מספקים פרוטוקול מפורט לחקר הביולוגיה שורש על RootChip באמצעות הדמיה מבוססי גישות עם רזולוציה בזמן אמת. השורשים ניתן לנתח על פני כמה ימים באמצעות מיקרוסקופיה זמן לשגות. השורשים ניתן perfused עם פתרונות או מעכבי תזונתיים, ועד 8 שתילים ניתן לנתח במקביל. במערכת זו יש פוטנציאל עבור מגוון רחב של יישומים, כולל ניתוח של צמיחה שורש בנוכחות או העדר של כימיקלים, הקרינה מבוסס ניתוח של ביטוי גנים, ועל ניתוח של biosensors, למשל סריג nanosensors 3.

מאמר זה מספק פרוטוקול לגידול שתילים של ארבידופסיס ב RootChip, פלטפורמת הדמיה microfluidic המשלבת שליטה אוטומטית של תנאי הגידול עם מעקב שורש מיקרוסקופי ו להתרגז על בסיס מדידת רמות מטבוליט תאיים.

זמן לשגות דימות פלואורסצנטי של צמיחה רוט ארבידופסיס עם מניפולציה מהירה של הסביבה רוט שימוש RootChip

השורש משמש כעוגן הפיזי של הצמח והוא האיבר האחראי על ספיגת מים וחומרי הזנה מינרליים כגון חנקן, ...

כדי להשיג יבולים מקסימליים, צמחים זקוקים למערך של רכיבים תזונתיים; חסרים תזונתיים, גורמי עקה כגון קור או חום קיצוני, בצורת או פתוגנים גורמים מדי שנה להפסדים מאסיביים ביבול הגידולים. המקור לרבים מבעיות אלו נמצא לעיתים קרובות מתחת לאדמה. השורש הוא העוגן הפיזי של הצמח, אך הוא גם האיבר האחראי על ספיגת מים ועל ספיגת רכיבים תזונתיים מינרליים כגון חנקן, פוספט, ורכיבים רבים אחרים בממגנזיום.אם ברצוננו לפתח גישות בנות-קיימא להשגת יבול גבוה, עלינו להבין טוב יותר כיצד השורשים מתפתחים, כיצד הם סופגים את קשת הרחבה של רכיבי התזונה וכיצד הם מקימים אינטראקציה עם אורגניזמים סימביוטיים ופתוגניים. כדי לעשות זאת, עלינו להיות מסוגלים לחקור את השורשים ברמה המיקרוסקופית, ומסיבות מובנות, חקר הביולוגיה של השורשים תמיד היה מאתגר יותר מחקר החלקים העילאיים של הצמח.מכיוון ששורשים נסתרים בדרך כלל מתחת לאדמה, הם אינם נגישים בקלות למחקרים מיקרוסקופיים. הסרה מהקרקע גורמת לנזק חמור למערכת השורשים, ולכן אינה מהווה דרך טובה לחקור את התנהגותם. פתרון אחד להנגשת השורשים הוא גידולם על גבי תווך, כפי שמוצג בדוגמה זו, במצע הידרופוני.גידול צמחים במצע ג'ל או במצע הידרופוני שימש בהצלחה רבה במחקרים רבים של שורשים, אך בשיטות אלו עדיין קשה מאוד לבחון שורשים בפירוט מיקרוסקופי ולאורך תקופות זמן ממושכות. כדי להתקרב ככל האפשר לשורש הצומח ולהימנע מכל לחץ פיזי הנובע מהכנה לדימות, בנינו פלטפורמה המאפשרת לנו לגדל ולדמות שורשים, ובמקביל מאפשרת לנו לשלוט ולשנות את המיקרו-סביבה של השורשים בדיוק ובמהירות גבוהים מאוד. פלטפורמה זו נקראת על ידינו "root chip". ה-root chip הוא התקן מיקרופלואידי המיוצר מ-PDMS, פולימר אורגני מבוסס סיליקון.השבב כולל תאי תצפית לצמיחה ולדימיג של שורשים מנבטי rabbit opsis. הגרעינים נבטחים תחילה במכסים פלסטיקיים המיוצרים מקצות של פפיטות פלסטיק, אותם אנו ממלאים במצע מוצק. קצה השורש צומח לאחר מכן דרך המצע ומגיע לתא, שבו הוא נחשף לזרימה רציפה של מצע נוזלי השומרת על התנאים בתא.שסתומים מיקרו-מכניים קבועים שפותחו במעבדה של Steve Quake באוניברסיטת סטנפורד מוצגים כאן בבקרת אדום. מכיוון שהשבב מורכב על זכוכית כיסוי שקופה המשמשת בדרך כלל למיקרוסקופיה, ניתן לנטר את כל התהליכים בתא התצפית באמצעות מיקרוסקופ הפוך. ניתן לראות תחת המיקרוסקופ את מבנה הערוצים המסועף המכוון את זרימת הנוזל.שבב השורש מורכב משתי שכבות: שכבת בקרה המכילה את השסתומים, ושכבת זרימה המכילה את התעלות שדרכן זורמים מצע גידול ותמיסות בדיקה אל תאי התצפית. נפחם של תאים אלו הוא כ-400 nanoliters. משמעות הדבר היא שנדרשות כמויות קטנות בלבד של תמיסות, וניתן לשנות את התנאים במהירות רבה.פרוטוקול זה מתאר כיצד מכינים שורשים חיים של שמונה נבטי Arabidopsis לצילום מיקרוסקופי מקבילי על שבב שורשים ותצפית למשך עד שלושה ימים. התחילו במילוי של צלחת פטרי בקוטר 10 מילימטר במצע גידול המכיל 1% agar, בעוד המצע עדיין נוזלי. מלאו טיפים של פיפטה של 10 מיקרוליטר ב-5 מיקרוליטר של מצע מתוך צלחת הפטרי באמצעות פיפטה רב-ערוצית. הטיפים המלאים יישמרו בקופסת הטיפים עד שהמצע יהפוך למוצק.לאחר מכן, חתכו קונוים פלסטיים באורך ארבעה מילימטרים והניחו אותם במצב אנכי בתוך צלחת פטרי המכילה מצע גידול מוצק. לאחר עיקור פני השטח, מניחים זרעים בודדים על גבי הקונוים המלאים במצע. את הצלחת אוטמים באמצעות סרט מיקרופור (micropore tape) ומאחסנים אותה בטמפרטורה של ארבע מעלות כדי לסנכרן את הנבטה.לאחר שלושה ימים, מעבירים את הפתחים לארון גידול כדי להתחיל את הנבטה. תנאי הגידול בניסוי זה הם 23 מעלות. במחזור של 16 שעות אור ושמונה שעות חושך, בין חמישה לשבעה ימים לאחר הנבטה, השתילים צריכים להיות מוכנים להעברה לשבב השורש; יש לבדוק את בריאות השתיל ואת אורך השורש, ובמידת הצורך, את הביטוי של סמן פלואורסצנטי תחת מיקרוסקופ סטריאוסקופי.ברגע שקצות השורשים של השתילים מגיעים לפתח היציאה התחתון של החרוט הפלסטי, מסמנים שתילים בודדים לצורך העברה אל השבב. יש לבחור כ-10 שתילים למקרה שאחד מהם ייפגע במהלך ההעברה לסטריליזציה של שבב השורש. עבור ניסויים ארוכי טווח, עוטפים את המכשיר בנייר ספיגה, מניחים אותו בכלי פטרי מזכוכית ומעקרים באוטוקלבה.שבב זה עבר acabado עיקור באוטוקלאב. לאחר קירור השבב, הניחו עליו מצע גידול נוזלי. השבב צריך להיות מכוסה לחלוטין, אך גובה הנוזל לא יעלה על שלושה מילימטרים מעל פני השבב.משתמשים בפיפט של 20 µL כדי למשוך את המצע דרך כניסת השורש (Root inlet) ויציאת התא. פעולה זו ממלאת את תא התצפית. לאחר מכן, חוסמים את שבב השורש באמצעות קונוסי פלסטיק טבולים במצע.הקונוס צריך להתאים באופן הדוק בפתחי הכניסה. מכיוון ששבב השורש מורכב על שכבה דקה של זכוכית אופטית, יש להיזהר שלא להפעיל לחץ רב מדי על השבב. בשלב זה, השבב מוכן כעת לדגירה לילה שלם בתוך המדיום הנוזלי כדי למנוע מהשבב לצוף.שתי שקופיות זכוכית, אחת מהן חתוכה לחצי, מונחות על השבב. מוסיפים מוט מגנטי לערבול וסוגרים את הכלי. כעת מעבירים את המכלול למערכת ערבול מגנטית, שתערבב בעדינות את המצע כדי להקל על צמיחת השורשים לכיוון פתחי היציאה.פתחי הכניסה של השבב לשורשים מנוקבים בזווית כדי לתמוך עוד יותר בצמיחה לכיוון הרצוי. הטה מעט את המכלול על ידי הרמת הצד של השבב שנמצא ממול לפתחי היציאה.השבב מואר באמצעות מנורת טבעת המחוברת למפסק טיימר כדי לשמור על מקצב אור-חושך. לאחר דגירה של לילה, מכינים מצע גידול נוזלי בתוך מבחנה לחיץ וניתנת לאטימה. את השלבים הבאים יש לבצע במהירות וללא הפרעה כדי למנוע את התייבשות השתילים.השבב מוצא כעת מהמדיום הנוזלי ומונח הפוך בתוך הפתח התחתון של נשא השבב, שגם הוא הפוך. יש להכווין את השבב כך שהצד המכיל את פתחי הכניסה לשכבת הבקרה פונה לצדו של קו הלחץ. שני מחברים גדולים בדופן הנשא.את זכוכית הכיסוי בתחתית השבב מייבשים על ידי ספיגה עדינה בעזרת נייר סופג, ולאחר מכן מקבעים אותה לנשא. בעזרת סרט דביק, הופכים את כל המכלול. ממלאים את מחברי הפיתול במים באמצעות מזרק, ומחברים כל מחבר פיתול לכניסה המתאימה.על השבב. הצינורות מחוברים למערכת המדיום והתמיסה. בקבוקונים ואוויר מוסרים לאחר מכן מהקוים על ידי הפעלת לחץ על בקבוקון התמיסה באמצעות מזרק אוויר, והנשא מכוסה ב пластиק שקוף.כדי לשמור על לחות גבוהה במערכת, מניחים את הנושא על שולחן המיקרוסקופ. עליו להתאים בדיוק למגרעות של השולחן. שסתומי השבב, כמו כן זרימת המצע דרך השבב, נשלטים באמצעות לחץ אוויר.שני קווים עם רגולטורים מסועפים מקו לחץ ראשי. אחד משמש לבקרת זרימת הנוזלים והשני מחובר לשסתומי אוויר סולנואידיים. שסתומים אלו מופעלים מהמחשב באמצעות בקר השסתומים ב-USB והם אחראים להפעלת השסתומים על השבב.על שני ווסתי הלחץ להיות סגורים לפני חיבור השבב. כעת מחברים את הצינורות, המחברים ובקבוקוני התמיסה לקווי הלחץ המתאימים. מוסיפים מספר מיליליטרים של מים למאגרי הנושאי.ייתכן שיהיה צורך לחזור על שלב זה במהלך ניסויים ארוכים יותר. כדי לשמור על לחות גבוהה, שמרו על נפח טעינה נמוך כדי למזער את כמות הנוזל שעלולה להישפך על המיקרוסקופ. תאורת הטבעת מונחת במיקומה מעל השבב כדי לשמר את מחזור האור והחושך עד לתחילת הניסוי.השסתומים על השבב נסגרים על ידי הפעלת לחץ, במקרה זה באמצעות פתיחת שסתומי האוויר הסולנואידיים. ממשק ה-LabVIEW מאפשר שליטה בשסתומים על ידי לחיצה על הכפתור שמתחת למספר השסתום. צבע ירוק בהיר מעיד על הפעלת לחץ וסגירה של שסתום בשבב.סכימה זו ממחישה את ארגון מערכת השסתומים; בעוד ששסתומים ארבע עד שמונה פועלים כשסתומים בודדים, שסתומים אפס עד שלוש פועלים בקבוצות. במערכת זו, ניתן לפנות לתא בודד על ידי הפעלה של שילוב שסתומים; לדוגמה, כדי לכוון את זרימת הנוזל באופן בלעדי לתא השלישי מלמעלה, שסתומים אפס, שלוש וארבע חייבים להיות סגורים. בנוסף, שסתומים שש, שבעה ושמונה שולטים באיזה תמיסה משמשת לשטיפת הכניסות A, B ו-C; כעת הפעילו את כל שלושת שסתומאות כניסת התמיסות כדי לסגור אותם.ממשק הבקר כולל לולאת משוב, המאפשרת ניטור של מצב המערכת. ניתן להפעיל תכונה זו על ידי לחיצה על כפתור ה-read back. תחילה נפתח וַווסת הלחץ עבור שכבת הבקרה ומכוון ל-15 PSI.לאחר מכן, פותחים את הווסת של שכבת הזרימה ומכוונים אותו ל-five PSI. פותחים את שסתום הכניסה עבור מדיום הגידול הנבחר ושוטפים את התאים; יש לבדוק את נתיבי זרימת המדיום תחת המיקרוסקופ. ברוב המקרים, אוויר נלכד בתעלות ויש להסירו.בנוסף, תעלות אוויר הבקרה עדיין מכילות אוויר שיש לדחוק החוצה ולהחליפו במים ממחברי הפדקים. תהליך זה נקרא מילוי מקצה סתום (dead end filling). שתי המשימות מושגות על ידי שטיפה של כל אחת משמונה התאים מספר פעמים, עד שכל האוויר נדחף מהתעלות אל ה-PDMS.ניתן לתכנת את המערכת כדי להפוך את הניסויים לאוטומטיים. ניתן להשתמש בשגרות אלו גם כדי לשחרר גזים מהשבב. המטרה העיקרית של שבב השורש היא לשלב פלטפורמת דימוי ומערכת פרפוזיה במכשיר אחד.כדי להדגים את המניפולציה של מיקרו-הסביבה של השורשים, שטפנו את התאים בצבע ומדדנו את חילוף הנוזלים בתוכם. בלחץ המומלץ של 5 PSI, מדדנו חילוף מלא בתוך 10 שניות, בקצב זרימה מחושב של כ-1.5 µL לדקה. כמו כן, עקבנו אחר צמיחת שורשים של נבטים שגודלו במקרה זה בחושך וסופקו ב-10 mM גלוקוז כמקור אנרגיה חיצוני.בהתאם לתנאי הגידול, כגון תאורה והרכב המצע, ניתן להביט בצמחים בתוך השבב לשורשים למשך עד שלושה ימים. מערכת זו שימשה לניטור רמות תוך-תאיות של גלוקוז וגלקטוז בשורשים המבטאים ננו-חיישנים מקודדי גנטית. חיישנים אלו, המבוססים על העברת אנרגיה להחמראה או FRET, פותחו במעבדתו של Fromer.בניסוי זה, שורשים בתוך השבב הועברו בהשקיה של פולסים מרובעים של תמיסת גלוקוז או גלקטוז. הרמות התוך-תאיות של סוכרים נוטרו ומוצגות כאן, מבוטאות כיחס בין עוצמת הפלואורופור המקבל citrine לבין עוצמת התורם ECFP בצד שמאל. אנו 관חלי את כמות חיישני ה-citrine בתמונה הרציומטרית של קצה השורש במרכז, ומצד ימין, אנו עוקבים אחר כמות הסוכר כתגובה לשלושה פולסים מרובעים חוזרים של גלוקוז בירוק וגלקטוז באדום.העלייה ביחס מעידה על הצטברות של סוכר. היתרונות העיקריים של שבב השורש (root chip) על פני שיטות גידול קונבנציונליות הם ההכנה הפולשנית המינימלית לצורך מיקרוסקופיה, היכולת לשנות את סביבת השורש באופן הפיך וחזרתי, והאפשרות למעקב רציף של רקמה בריאה פיזיולוגית ובעלת פוטנציאל התפתחותי לאורך מספר ימים. יתרון חשוב נוסף הוא הדרישה לכמות מינימלית של נוזלים בלבד כדי לספק לשורשים את כל הרכיבים התזונתיים הדרושים לאורך זמן.דבר זה הופך את ה-root chip למשתלם מאוד מבחינה כלכלית, במיוחד כאשר נעשה שימוש בריאגנטים יקרים. אנו ממשיכים לבצע אופטימיזציה ל-root chip ולהרחיב את אפשרויות השימוש בו, מכיוון שאנו מאמינים שעל ידי הפיכת האיבר החשוב הזה לנגיש יותר לטיפולים ותצפית, כלים מיקרופלואידיים כמו ה-root chip יפתחו פוטנציאלית ממדים חדשים למחקר צמחים. מידע נוסף על אופן בניית מערכת root chip ניתן למצוא באתר האינטרנט שלנו.ניתן להזמין שבבים מה-Stanford Foundry.

time-lapse-fluorescence-imaging-arabidopsis-root-growth-with-rapid

Research

JoVE Journal

Bioengineering

הנדסה ביולוגית

אנו מתארים פרוטוקול באמצעות שקופיות קאמריות ותקשורת כדי לשתק פסיגי צמחים עבור הדמית confocal של האפידרמיס על פני כמה ימים של פיתוח, המתעד את בידול הפיוניות. חלבוני fluorophore מתויג-ניתן לעקוב באופן דינמי על ידי ביטוי ולוקליזציה subcellular, להגביר את ההבנה של התפקידים האפשריים שלהם במהלך חלוקת תאים והתמיינות תאים מסוג.

לטווח ארוך הדמיה, ברזולוציה גבוהה Confocal זמן פקיעה של<em&gt; טבורית ארבידופסיס</em&gt; אפידרמיס במהלך הנביטה

פרוטוקול זה מתאר תהליך לאיסוף מהיר של תמונות של שתילי ארבידופסיס להגיב לגירוי הכבידה באמצעות סורקים שטוחים, זמינים מסחרי. השיטה מאפשרת לכידה של תמונות ברזולוציה גבוהה נוחות לניתוח אלגוריתמים במורד הזרם זול, בנפח גבוה.

שימוש במשטח סורקים לאיסוף תמונות-פקע זמן ברזולוציה גבוהה של ארבידופסיס רוט Gravitropic התגובה

איתות 2 + Ca מסדירה תהליכים ביולוגיים מגוונים בצמחים. כאן אנו מציגים גישות לניטור לחץ אביוטי המושרה Ca מרחב ובזמן 2 + אותות בתאי ארבידופסיס ורקמות באמצעות Ca 2 + אינדיקטורים מקודד גנטי Aequorin או Case12.

מדידת מרחב ובזמן Ca 2 + אותות בצמחים ארבידופסיס

פרוטוקול זה מציג שיטת הכנת דגימת צמחים למיקרוסקופיה של גיליון אור. ההתקנה מאופיינת בהרכבה אנכית של הצמח על פני ג'ל ומאפשרת לו לצמוח בתנאי אור מבוקרים. זה מאפשר תצפית ארוכת טווח על התפתחות איברי הצמח בתנאים סטנדרטיים.

מיקרוסקופ פלואורסצנטי גיליון אור של שורשי הצמח גדל על פני השטח של ג&#39;ל

מוצג כאן היא טכניקה פשוטה עבור ברזולוציה גבוהה confocal זמן לשגות הדמיה של פיתוח שורש היפוקוטיל עד 3 ימים באמצעות מטרות צמצם גבוהה מספריים ו perfluorodecalin כמו מדיום טבילה.

חדר פשוט עבור לטווח ארוך הדמיה confocal של שורש ו היפוקוטיל פיתוח

מאמר זה מדגים כיצד תרבות תודרנית לבנה השתילים בשטח פלטפורמה דו שכבתי microfluidic מגבילה את הבסיס העיקרי ואת שערות השורש למישור אופטי יחיד. פלטפורמה זו יכולה לשמש עבור הדמיה אופטית בזמן אמת מורפולוגיה שורש בסדר גם באשר דימות ברזולוציה של באמצעים אחרים.

הדמיה המורפולוגיה שורש השיער של תודרנית השתילים בשטח פלטפורמה Microfluidic דו שכבתי

אנחנו מדווחים על שיטה פשוטה רב-תכליתי לביצוע פלורסנט לחיות-הדמיה של עלים תודרנית לבנה על פני תקופה ארוכה של זמן. אנו משתמשים צמח תודרנית הטרנסגניים לבטא גן כתב פלורסנט תחת השליטה של יזם הקשורות חסינות כדוגמה להשגת הבנה ייתכן של תגובות חיסוניות הצמח.

שיטה רב-תכליתי עבור הרכבה תודרנית יוצא Intravital הדמיה בצילום מואץ

איתות סידן מערכתי המופעל על ידי גלוטמט חוץ-תאי הוא קריטי לגיוס תגובות הגנת הצמח לפצעים מכניים ולתקפת אוכלי עשב בצמחים. מאמר זה מתאר שיטה לדמיין את הדינמיקה המרחבית והטמפורלית של שני גורמים אלה באמצעות צמחי תאליאנה ערבידופסיס המבטאים ביוסנסורים פלואורסצנטיים רגישים לסידן וגלוטמט.

שדה רחב, הדמיה בזמן אמת של אותות פצע מקומיים ומערכתיים ב Arabidopsis

במאמר זה אנו מתארים כלי מתקדם המיועד לניטור ביוסינתזה של כלורופיל בשלבים המוקדמים של דה-אטיולציה של שתילי ארבידופסיס . המתודולוגיה החדשנית מספקת דימות פלואורסצנטי כלורופיל לא פולשני בזמן אמת ברזולוציה מרחבית וטמפורלית גבוהה.

בדיקה לא פולשנית לביוסינתזה של כלורופיל קביעת קינטיקה בשלבים מוקדמים של דה-אטיולציה של ארבידופסיס

תהליך זה עושה שימוש במיקרוסקופיה קונפוקלית בשילוב עם גרעין מסומן פלואורסצנטי וקו סמן כרומטין ב-Arabidopsis thaliana כדי לתעד בו-זמנית את דינמיקת הגרעין והכרומטין בשורשי הערבידופסיס ולחקור שינויים בדינמיקה אלו בתגובה לרמזים התפתחותיים וסביבתיים.

הדמיה כמותית של תאים חיים של צורת גרעין ודינמיקת כרומטין במהלך ההתפתחות ולחץ סביבתי בשורש Arabidopsis thaliana

למדו שיטת דימות פלואורסצנטי בזמן אמת לחקירת צמיחת שורשי Arabidopsis באמצעות RootChip. פלטפורמת המיקרופלואידיקה מאפשרת שליטה מדויקת בתנאי הגידול ומעקב מיקרוסקופי ממושך עד שלושה ימים.

זמן לשגות דימות פלואורסצנטי של צמיחה רוט ארבידופסיס עם מניפולציה מהירה של הסביבה רוט שימוש RootChip

גלה סרטונים נוספים