Name: הליך השתלת מערכים מאורגנים של Microwires להקלטות יחידה אחת בAwake, מתנהגת בעלי חיים (וידאו) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-14T14:15:00.000+00:00
Duration: 10 min 58 s
Description: למד את הליך השתלת מערכי microwires מאורגנים להקלטות יחידה בבעלי חיים ערים ומתנהגים. שיטה זו מאפשרת הקלטות אלקטרופיזיולוגיות מדויקות מאזורים מוחיים ספציפיים לאורך זמן.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

מחקר זה נתמך על ידי המכון הלאומי לשימוש בסמים מעניק DA 006,886 (MOW) והתובע 032,270 (DJB).

יש לנקוט בזהירות רבה כדי לשמור על תנאים אספטיים (כפי שמתוארת במדריך לטיפול והשימוש בחי מעבדה 9) בזמן הכנות ולביצוע ההליך הבא. הפרוטוקול הבא עומד במדריך לטיפול והשימוש בחי מעבדה ואושר על ידי הטיפול בבעלי חיים ועדת שימוש המוסדי, אוניברסיטת רטגרס. הערכה היא כי ההליכים שלאחר מכן ידרשו 3-6 שעות כדי להשלים. השתלת מערך Microwire: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעלי חיים מקום בהרדמה באמצעות 50 מ&quot;ג / נתרן pentobarbital קילוגרם (IP) ולנהל 10 מ&quot;ג / קילוגרם של ניטראט מתיל אטרופין (IP; glycopyrrolate ניתן להחליף) ופניצילין 0.25 מ&quot;ג (300,000 U / ml im) כדי לשמור על תפקוד מערכת הנשימה ולמנוע זיהום , בהתאמה. שים לב: עם אורך 3-6 שעות של ניתוח השתלה זו, נתרן pentobarbital משמש כי זה חסכוני ומגביל את החשיפה אנושיתהרדמה (כפי שעלול להתרחש בשימוש ממושך של חומרי הרדמה בגז) תוך מתן הרדמה לטווח ארוך. החלפה של חומרי הרדמה אחרות היא מקובלת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שההרדמה נקטה השפעת שימוש במבחן קמצוץ זנב לפני שתמשיך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במידת צורך, לתת לסירוגין זריקות של קטמין הידרוכלוריד (60 מ&quot;ג / קילוגרם IP) ונתרן pentobarbital (5-10 מ&quot;ג / קילוגרם IP) כדי לשמור על הרדמה במהלך הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגלח את הקרקפת בעזרת להב סכין מנתחים # 22. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחטא את הקרקפת המגולחת עם יוד povidone. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תן זריקות תת עורית של bupivacaine (~ 1 מ&quot;ג / קילוגרם SC משתרע על פני 4 אתרי הזרקה) למקומיים להרדים את הקרקפת. לאפשר 5-10 דקות להרדמה המקומית ייכנס לתוקף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם סיכה עיניים על העיניים כדי לשמור על לחות במהלך הרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אבטח את בעל החיים לתוך סורגי האוזן ומהדק האף של מנגנון stereotaxic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> (לדוגמא: פס אופקי להשתמש בציוני דרך חזותיות על sterמסגרת eotaxic) לרמת הראש של החיה כ. צעד זה נועד רק לכ רמת הגולגולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עושה חתך לאורך קו האמצע של הקרקפת בעזרת להב סכין מנתחים # 11 רכוב על בעל אזמל. החתך חייב להאריך מ ממש מאחורי האוזניים לחלק האחורי של עצם האף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מרית לנתיחה, נקה את הגולגולת של כל הרקמות שנותרו עד שני רכסי גולגולת לרוחב ורכס הגולגולת האחורי כבר הגיעו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למשוך בחזרה את העור סביב החתך באמצעות מספר hemostats (6x). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה את הגולגולת של כל דם ולאפשר לו להתייבש. אם דימום מתרחש שנותר, לסיים את דימום שיורי עם כלי צריבה קטנים. הבטחה כי הגולגולת נשארת נקייה ויבשה מאפשרת אקריליק השיניים השתמש בשלבים הבאים כדי לאגד את הגולגולת באופן קבוע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מארק גבחת ומבדה (איור 2 ד) על ידי ביון הצומת של תפרי הגולגולת. מיקרופון לנתחroscope יש צורך לסמן במדויק את העמדות הללו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף פריט קטן ומחודד (למשל סיכה או מקדח שיניים) לזרוע stereotaxic ומוריד אותה על מנת לקבוע את הגב / הגחון (DV) לתאם של גבחת ולמבדה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם את מהדק האף עד DV קואורדינטות עבור גבחת ומבדה נמצאים ב100 מיקרומטר (מ&quot;מ 0.1) של כל אחד אחר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מפולס פעם, להקליט הקדמי / אחורי (AP), המדיאלי / רוחב (ML) וDV קואורדינטות של גבחת יחד עם העמדה של מהדק האף. בדוק את הקואורדינטות לדיוק, כמו את היתר של הניתוח תלוי במידת הדיוק של קואורדינטות אלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בקואורדינטות שנמדדו כדי לחשב את ML ו AP קואורדינטות של ארבע כנפות היחסית &quot;חלון גולגולת&quot; לגבחת (כלומר פתיחת גולגולת; איור 1). חלון הגולגולת הוא מלבן ממוקם בדיוק דרכו מערך Microwire יעבור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בקואורדינטות מחושבת לציוןחלון גולגולת קואורדינטות בגולגולת באמצעות קובץ מצורף stereotaxic מחודד ודיו עט נובע. כדי לקבל סימנים מדויקים, חלים רק כמות קטנה של דיו ועד לקצה של כלי הסימון באמצעות מטוש צמר גפן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקדחה מחלון הגולגולת על ידי הסרת העצם בסדרה של שכבות קטנות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התחל על ידי קידוח הפינות המסומנות של החלון שבו הסימנים הוצבו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב הבא, לחבר את הפינות ולהתוות את החלון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבסוף, לנקות את האזור בתוך המתווה יורד לעומק של מאטר הדורה. החור חייב להיות רחב יותר (כלומר משופעים) מתחת לשכבות השטחיות של הגולגולת כדי לוודא שהחלון שומר על רוחב מתאים מלמעלה עד למטה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש microforceps כדי להסיר בזהירות שבבים כל עצם שנותר, פסולת, או מאטר הדורה בתוך חלון הגולגולת. שלב זה חשוב מאוד, כמו פיסות של חומר אלה יכולים לסכן את היושרה של המערך במהלך הורדה. פינו פעם אחת, צריך לשמור על החלון דואר לח עם מי מלח bacteriostatic לשארית הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח סימונים על הגולגולת למשך 5 ברגים בגולגולת וחוט קרקע 1 (איור 1). עמדות אלה ישתנו בהתאם לאזור המוחי הממוקד. Headstage תהיה מאובטחת ביותר, אם בורג אחד ממוקם על כל אחד 5 עצמות הגולגולת. הנח את שני ברגים בגולגולת וחוט קרקע במקומות שלא יפריעו למיקום מערך Microwire ב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקדוח חורים לברגים בגולגולת ובלאבטח את הברגים במקום. ברגים חייבים להיות מושפלים עד שרק 3-4 אשכולות מראים (או, אם להשתמש בברגים אחרים מאלה מומלצים, עמוקים מספיק כדי לעבור את העובי של הגולגולת כדי לקדם את יציבות מערך, אבל לא עמוק מדי כדי לפגוע בקליפת המוח). נקה את האשכולות של הברגים לאחר ההשמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקדוח חור עבור חוט הקרקע. מנמיכים את החוט לאט (מעל 1-2 דק &#39;) לDV היעד לתאם ולתקן את החוט במקום באמצעות אקריליק שיניים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוסיף אקריליק סביב האשכולותשל הברגים בגולגולת. לפני מתייבש אקריליק, להסיר כל בטון עודף שזורם מחוט הקרקע או הברגים בגולגולת. לאפשר 15 דקות לאקריליק השיניים לייבוש / להקשיח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף את המערך לזרוע stereotaxic. רמת המערך ולכוון אותו כך שהוא ישר יעבור דרך הגבולות של חלון הגולגולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח מלוח בחלון הגולגולת, כך שהוא ברמה עם הגולגולת. מנמיכים את המערך עד שהיא יוצרת גומה בתמיסת מלח. זה לתאם משמש כרמת גולגולת למערך. השתמש בערך זה כדי לחשב את DV הסופי לתאם של המערך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מנמיכים את המערך לאט עד שהוא מגיע DV הסופי שלה לתאם. עצור כל 1 מ&quot;מ של הורדה ולחכות כמה דקות על מנת לאפשר לרקמת המוח להתאושש ממנקדת ולפרק את החלק התחתון של פוליאתילן גליקול (PEG) במערך (PEG משמש כדי לשמור את החוטים באופן זמני בקונפורמציה שלהם תוך הפחתה , ומתמוסס באיטיות במלח). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר המערך הוא 1 מ&quot;מהרחק מהיעד, מוריד אותו באיטיות רבה יותר עד שיגיע ליעד הסופי. הפחתה ב0.1-0.2 מ&quot;מ בכל פעם לפני שהוא מאפשר לרקמות לנוח לתקופה של 5 דק &#39;נועדה לשמר את הרקמה באתר היעד, כמו גם קשרים סינפטיים הפרוקסימלי. אם הציוד זמין, דיוק ההפחתה של המערך יכול להסתייע באמצעות מניפולטור ממונע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ממיסים את PEG שנותר ולהשתמש אקריליק שיניים כדי למלט microwires במקום. הוספת שכבות רבות של בטון כדי להבטיח את החוטים מאובטחים ולאחר מכן לאפשר 15-20 דקות לבטון להתקשות לפני שימשיך. הדבר מבטיח כי החוטים לא נדחקו מהמיקום הסופי שלהם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבנות את שארית headstage של בעלי החיים באמצעות אקריליק שיניים. השתמש באקריליק כדי לשים בארגז ברגי גולגולת, חוט קרקע, ומחבר לmicrowires. לאפשר את כובע אקריליק להתקשות במידה מספקת לפני שתמשיך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפר את החתך בקרקפת באמצעות תפרים נספגים ולנהל 2 מיליליטר of מלוחה bacteriostatic (sc) כדי לשחזר את הלחות מהניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את החיה מברי האוזן ולמקם את הנושא באזור נקי. שים לב לבעלי החיים לעתים קרובות במהלך ההחלמה שלאחר הניתוח עד ויסות חום והתנועה התאוששו. בעקבות התאוששות מהרדמה, להזיז את בעל החיים לתוך יחיד דיור לשארית של התאוששות לאחר ניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תן חיות ניטור לאחר ניתוח יומי וטיפול בימים שלאחר ההליך. התאוששות מהליך זה היא אופטימלי כאשר שבעה ימים או יותר מותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תן חיות זריקות של Carprofen (5mg/kg) וEnrofloxacin (5-10 מ&quot;ג / קילוגרם) או מקביליהם במהלך התאוששות ללוח הזמנים מומלצים על ידי הווטרינר המטפל. </li></ol>

<ol><li>Carter, M., Shieh, J. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCarter%2C+M+%22Electrophysiology+In%3A+Guide+to+research+techniques+in+neuroscience%22">Electrophysiology In: Guide to research techniques in neuroscience</a>. , Academic Press. (2009).</li>
<li>Aston-Jones, G., Siggins, G. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAston-Jones%2C+G+%22Electrophysiology.+In%3A+Psychopharmacology%3A+The+Fourth+Generation+of+Progress%22">Electrophysiology. In: Psychopharmacology: The Fourth Generation of Progress</a>. Kupfer, D., Bloom, F. E. , Raven Press. (1995).</li>
<li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+roles+of+ventral+pallidum+subregions+during+cocaine+self-administration+behaviors%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Differential roles of ventral pallidum subregions during cocaine self-administration behaviors.</a> J. Comp. Neurol. 521 (3), 558-588 (2013).</li>
<li>Cardin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissecting+local+circuits+in+vivo%3A+integrated+optogenetic+and+electrophysiology+approaches+for+exploring+inhibitory+regulation+of+cortical+activity%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Dissecting local circuits in vivo: integrated optogenetic and electrophysiology approaches for exploring inhibitory regulation of cortical activity.</a> (3-4), 106-103 (2012).</li>
<li>Ma, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amphetamine%27s+dose-dependent+effects+on+dorsolateral+striatum+sensorimotor+neuron+firing%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Amphetamine's dose-dependent effects on dorsolateral striatum sensorimotor neuron firing.</a> Behav. Brain Res. , (2013).</li>
<li>Ghitza, U. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistent+cue-evoked+activity+of+accumbens+neurons+after+prolonged+abstinence+from+self-administered+cocaine%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Persistent cue-evoked activity of accumbens neurons after prolonged abstinence from self-administered cocaine.</a> J. Neurosci. 23 (19), 7239-7245 (2003).</li>
<li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+activity+of+the+striatum+during+formation+of+a+motor+habit%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Changes in activity of the striatum during formation of a motor habit.</a> Eur. J. Neurosci. 25 (4), 1212-1227 (2007).</li>
<li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dose+and+rate-dependent+effects+of+cocaine+on+striatal+firing+related+to+licking%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">Dose and rate-dependent effects of cocaine on striatal firing related to licking.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 324 (2), 701-713 (2008).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((National+Research+Council%5BTitle%5D)+AND+%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%3A+Eighth+Edition%22%5BJournal%5D)">National Research Council.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , The National Academies Press. Washington, DC. (2011).</li>
<li>Fabbricatore, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+evidence+of+mediolateral+functional+dichotomy+in+the+rat+accumbens+during+cocaine+self-administration%3A+tonic+firing+patterns%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological evidence of mediolateral functional dichotomy in the rat accumbens during cocaine self-administration: tonic firing patterns.</a> Eur. J. Neurosci. 30 (12), 2387-2400 (2009).</li>
<li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Slow+phasic+and+tonic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration%5BTitle%5D)+AND+%22Synapse%22%5BJournal%5D)">Slow phasic and tonic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 66 (2), 106-127 (2012).</li>
<li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid-phasic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration%5BTitle%5D)+AND+%22Synapse%22%5BJournal%5D)">Rapid-phasic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 64 (9), 704-713 (2010).</li>
<li>Tang, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decreased+firing+of+striatal+neurons+related+to+licking+during+acquisition+and+overtraining+of+a+licking+task%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Decreased firing of striatal neurons related to licking during acquisition and overtraining of a licking task.</a> J. Neurosci. 29 (44), 12952-12961 Forthcoming.</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Rat+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , Academic Press/Elsevier. (1997).</li>
</ol>

יש המחברים אין אינטרסים כלכליים מתחרים לחשוף.

הקלטות תאיים מייצגות טכניקה ניסויית רבת עוצמה שניתן לשלב כמעט כל הכנה ניסיונית במדעי המוח. חוטים שכבר מושתלים במערכים מאורגנים יכולים להיות במעקב כפירים שלהם עוברים דרך המוח ולאזור היעד שלהם (איור 5 א). כאשר נגע קטן, שלאחר ניסוי נוצר בקצה Microwire noninsulated ליצור הפקדת ברזל קטנה מחוט הנירוסטה, אפשר דווקא לסמן את המיקום של קצה Microwire מבודד (שבו היחידה אחת נרשמה) באמצעות פתרון 5% של ברזל אשלגן ו10% HCl (5A דמויות ו5B; נקודות כחולות). לכן, אפש...

קלטות אלקטרו לאפשר למדענים לבחון את התכונות חשמליות של תאים ביולוגיים. במערכת העצבים המרכזית, שבו דחפים חשמליים לשמש כמנגנון איתות, ההקלטות הללו הן בעלי חשיבות מיוחדת להבנת תפקוד עצבי 1-2. במהלך הקלטות יחידה אחת במתנהג בעלי חיים, microelectrode שהוכנסה לתוך המוח היא מסוגלת להקליט את השינויים בדור של נוירון של פוטנציאל פעולה לאורך זמן. בעוד טכניקות רבות מאפשרות אחד כדי להקליט את פעילות המוח, אלקטרופיזיולוגיה יחידה אחת היא אחת השיטות מדויקות ביותר על ידי המאפשר רזולוציה ברמת תא העצב היחיד. כאשר רמה גבוהה של ייחוד המרחבי היא רצויה, ניתן להשתמש microwires למקד תת גרעינים או הרכבים של תאים בתוך brain3 בדידים. הקלטות יחידה אחת גם ליהנות מרזולוציה גבוהה זמנית כמו הקלטות מדויקות ברמת המיקרו. ו, in vivoהקלטות בעקבות לאפשר אינטראקציות מעגל שלמות, עם הסביבה הטבעית של תחזיות מביא וefferent, כימי מערכתיות והשפעות הורמונליות, ופרמטרים פיסיולוגיים. אותות עצביים נגזרים מקלט חושי, התנהגויות מוטוריות, עיבוד הקוגניטיבי, כימיה של המוח / פרמקולוגיה, או שילוב כלשהו. בהתאם לכך, ההפרדה של השפעות חושיות, מוטורית, קוגניטיביים, וכימיות מחייבת ניסויים היטב הגה עם מקרים יעילים ובקרות שעשויות לאפשר הערכה של כל אחת מההשפעות האמורות. בסך הכל, הקלטות במתנהגים בעלי חיים מאפשרים הנסיינים להתבונן האינטגרציה של מספר רב של מקורות מידע בתוך מעגל תפקוד ולגזור מודל מקיף יותר של תפקוד במעגל. הקלטות יחידה אחת סובלות גם ממספר החסרונות שלה כל ניסוי צריך להיות מודע. בראש ובראשונה, הקלטות יכולות להיות קשות לנהל. ואכן, מאפיינים של המגברי headstage דואר וmicrowires המושתלים המאפשרים לסגולית מרחב ובזמן בהקלטות אלה גם עושה הקלטות רגישות להשפעתם של אותות חשמליים חיצוניים (כלומר &quot;רעש&quot; חשמלי). בהתאם לכך, היכולת לפתור בעיות במערכת אלקטרו מחייבת הבנה טכנית מפותחת של עקרונות ומכשירי אלקטרו. כמו כן, חשוב לציין כי, בנסיבות מסוימות, אותות חשמליים שנרשמו בהקלטות תאית יכולים לייצג את הסיכום של אותות עצביים מרובים. יתר על כן, ההכללה של פעילות יחידה אחת לפעילות אוכלוסייה בתוך אזור יעד יכולה לעתים קרובות להיות מוגבלת על ידי מידת ההטרוגניות סלולרית בתוך אזור היעד (אך ראה 4 קרדן). לדוגמא, אלקטרודות עשויות להיות מוטות לכיוון הקלטת נוירונים פלט משרעת גבוהה במקום תאים אחרים. Interpretability של הקלטות יחידה אחת הוא גדלעל ידי שילוב הקלטות עם טכניקות אחרות, כולל, אך לא מוגבל ל, חשמל (orthodromic או antidromic), כימי גירוי (למשל iontophoretic או קולט מעצב) או optogenetic 4, inactivations העצבי זמני, בדיקות הסנסורית 5, נהלי ניתוק, או אימונוהיסטוכימיה 3. בפרוטוקול שלהלן אנו למנות את החומרים וצעדים הדרושים כדי להשתיל מערך Microwire מאורגן בחולדה (למרות שהפרוטוקול יכול להיות מותאמים לשימוש במינים אחרים). ההליך והסגנון של מערכים קבועים המשמשים במעבדה שלנו הוכיחו אמינים להקלטות אורכי ויכולים לקיים את הקלטות מאותו תא העצב ללאורך הזמן של חודש אחד 6-8. זה עושה את זה הליך אידיאלי לבחינת תגובות phasic לגירויים ניסיוניים, שינויים פלסטיים בתגובות עצביות, או מנגנונים של למידה ומוטיבציה.

<table><tbody><tr><td><חזק>טבלה 1. רשימת חומרים כירורגיים.</חזק></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>גזה</td><td>פישר (MooreBrand)</td><td>19-898-144</td><td></td></tr><tr><td>צמר גפן</td><td>פישר (פוריטן)</td><td>S304659</td><td></td></tr><tr><td>נמבוטל (פנטוברביטל)</td><td>סיגמא אולדריץ'</td><td>P3761</td><td></td></tr><tr><td>אטרופין מתיל חנקתי</td><td>סיגמא אולדריץ'</td><td>A0382</td><td></td></tr><tr><td>ביטריל (אנרופלוקסצין)</td><td>באטלר שיין ( באייר)</td><td>1040007</td><td></td></tr><tr><td>קטמין הידרוכלוריד</td><td>באטלר שיין</td><td>מק"ט# 023061</td><td></td></tr><tr><td>בטדין (פובידון-יוד)</td><td>פישר (פרדו)</td><td>19-066452</td><td></td></tr><tr><td>סטריאוטקס</td><td>קופף</td><td>דגם 900</td><td></td></tr><tr><td>כלי צריבה</td><td>סטולטינג</td><td>59017</td><td></td></tr><tr><td>מיקרוסקופ ניתוח</td><td>ניקון</td><td>SMZ445</td><td></td></tr><tr><td>מקדחה דנטלית</td><td>באפלו</td><td>37800</td><td></td></tr><tr><td>בקטריוסטטי מלח</td><td>בולטר שיין</td><td>8973</td><td></td></tr><tr><td>ברגי תכשיטים</td><td>סטולינג</td><td>51457</td><td></td></tr><tr><td>מערך מיקרו-חוטים</td><td>Microprobes</td><td>מותאם אישית (גמיש)</td><td></td></tr> <tr><td>חוט קרקע</td><td>Omnetics</td><td>תקע</td><td></td>מותאם אישית</tr><tr><td>אקריליק</td><td>שיניים פישר (BAS)</td><td>50-854-402</td><td></td></tr><tr><td>תפרים נספגים</td><td>פישר (אתיקון)</td><td>NC0258473</td><td></td></tr><tr><td>Puralube (משחה אופטלמית/חומר סיכה)פישר</td> <td>(הנרי שיין)</td><td>008897</td><td></td></tr><tr><td><חזק>טבלה 2. רשימת מכשירים כירורגיים.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2x מיקרו-מלקחיים</td><td>ג'ורג' טימן ושות'</td><td>#160-57</td><td>רב שימושי (למשל פינוי פסולת בחלון הגולגולת)</td></tr> <tr><td>2x מלקחיים</td><td>ג'ורג' טימן ושות'</td><td>#160-93</td><td>רב שימושי (למשל קשירת תפרים)</td></tr><tr><td>6x המוסטטים</td><td>ג'ורג' טימן ושות'.</td><td>#105-1125</td><td>מהדק וחתך פתוח</td></tr><tr><td>1x מספריים קטנים</td><td>ג'ורג 'טימן ושות'</td><td>#105-411</td><td>חתך תפרים לאחר קשירת</td></tr><tr><td>1x מלקחיים רקמות</td><td>ג'ורג' טימן ושות'.</td><td>#105-222</td><td>החזקת רקמה תוך כדי תפירת</td></tr><tr><td>מחזיק מחט 1x</td><td>ג'ורג' טימן ושות'.</td><td>#105-1259</td><td>מחזיק מחט תפר</td></tr><tr><td>1x מחזיק אזמל (עם להב #11)</td><td>ג'ורג' טימן ושות'</td><td>#105-80 (עם להב #105-71)</td><td>ביצוע חתך בגולגולת</td></tr><tr><td>1x #22 להב אזמל</td><td>ג'ורג' טימן ושות'.</td><td>#160-381</td><td>גילוח קרקפת</td></tr><tr><td>1x מרית כירורגית</td><td>ג'ורג' טימן ושות'</td><td>#160-718</td><td>גירוד גולגולת לניקוי רקמות על מכונת גולגולת</td></tr><tr><td>/ ברגי תכשיטנים</td><td>שונים</td><td>N/</td><td>A 0/80 x 1/8 אינץ'</td></tr><tr><td><חזק>טבלה 3. רשימת ציוד להקלטת אותות אלקטרופיזיולוגיים.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microwire Array & Connector</td><td>Micro Probe, Inc. (Gaithersburg, MD)</td> <td>N/A (חלק מס' מבוסס על מאפייני מערך)</td> <td>מושתל גולגולת באזור הקלטת היעד. מערכים מותאמים אישית על סמך מרווח החוטים הרצוי, אורך, etc.</td></tr><tr><td>אחדות-רווח רתמה/Headstage</td><td>M.B. Turnkey Designs (הילסבורו, ניו ג'רזי)</td><td>Proj 1200</td><td>הגברה ראשונית של אות עצבי; מאפשר התפשטות של אותות עצביים קטנים.</td></tr><tr><td>קומוטטור (ומסתובב נוזל אופציונלי)</td><td>Plastics One, Inc. (רואנוק, וירג'יניה)</td><td>SL18C</td><td>מאפשר לבעלי חיים להסתובב בחופשיות תוך הפצת אות חשמלי למגבר</td></tr><tr><td>מקדים מגבר</td><td>M.B. Turnkey Designs (הילסבורו, ניו ג'רזי)</td><td>Proj 1198</td><td>מגביר באופן דיפרנציאלי אותות עצביים כנגד אלקטרודת ייחוס.</td></tr><tr><td>מסנן ומגבר</td><td>M.B. Turnkey Designs (הילסבורו, ניו ג'רזי)</td><td>Proj 1199</td><td>מסנני מעבר פס ומגביר עוד יותר את האות המוגבר באופן דיפרנציאלי.</td></tr><tr><td>מחשב רכישה</td><td>EnGen (פיניקס, אריזונה)</td><td>N/A (בנייה מותאמת אישית)</td><td>מפעיל תוכנה וחומרה לרכישת נתונים התנהגותיים ועצביים.</td></tr><tr><td>כרטיס A/D&nbsp;</td><td>תרגום נתונים (מרלבורו, MA)</td><td>DT-3010</td><td>מבצע דיגיטציה של אותות עצביים לדגימה ממוחשבת.</td></tr><tr>מחשוב מדידת <td>כרטיסי קלט/פלט דיגיטליים</td><td>(Norton, MA)</td><td>PCI CTR-05</td><td>רוכש כניסות ויציאות התנהגותיות</td></tr></tbody></table>

הליך השתלת מערכים מאורגנים של microwires להקלטות יחידה אחת בawake, מתנהגת בעלי חיים

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

בקלטות אלקטרו vivo בערים, חיה מתנהגת לספק שיטה רבת עוצמה להבנת איתות עצבית ברמת התא הבודד. הטכניקה מאפשרת הנסיינים לבחון temporally ואזורי דפוסי ירי ספציפיים על מנת לתאם פוטנציאל פעולה מוקלט עם התנהגות מתמשכת. יתר על כן, ניתן לשלב הקלטות יחידה אחת עם שפע של טכניקות אחרות על מנת לייצר הסברים מקיפים של תפקוד עצבי. במאמר זה, אנו מתארים את ההרדמה והכנה להשתלת Microwire. בהמשך לכך, אנו למנות את הציוד הנדרש וצעדים כירורגיים להוספת מערך Microwire למבנה יעד מדויק. לבסוף, נתאר בקצרה את הציוד המשמש להקלטה מכל אלקטרודה בודדת במערך. מערכי Microwire הקבועים שתוארו מתאימים היטב להשתלה כרונית ולאפשר להקלטות אורך של נתונים עצביים בכמעט כל preparati התנהגותייםהלאה. אנחנו דנים בהתחקות מסלולי אלקטרודה לtriangulate עמדות Microwire כמו גם דרכים לשלב השתלת Microwire עם טכניקות immunohistochemical על מנת להגדיל את הספציפיות האנטומי של תוצאות שנרשמו.

ניתן למצוא רשימה של ציוד המשמשת את מעבדה זו להקלטת אותות אלקטרו בטבלה 3. בעקבות התאוששות מניתוח, אחת יחידות שנרשמו על ידי חיבור headstage אחדות רווח למחבר המושתל. headstage זה מחוברת באמצעות כבל למחלף, אשר מסוגל סיבוב חופשי ללא הפסקות בהקלטת אלקטרו באמצעות השימוש בטבעות חשמליות. מחלף מאפשר נושאים לנוע בחופשיות בזמן ההקלטה במהלך התנהגות, שהוא אחד מיתרונות העיקרון של הכנה זו. אז אותות מוזנים דרך מגבר (10x רווח) המשמש כדי להגביר את האות באופן דיפרנציאלי על כל אלקטרוד...

השתלת מערכים מאורגנים של microwires לשימוש בקלטות אלקטרו יחידה אחת מציגה מספר האתגרים טכניים. שיטות לביצוע טכניקה זו ואת הציוד הדרוש מתוארות. כמו כן, השימוש מועיל של מערכי Microwire מאורגנים להקליט מאזורי משנה עצביים שונים עם סלקטיביות מרחבית גבוהה נדון.

הליך השתלת מערכים מאורגנים של Microwires להקלטות יחידה אחת בAwake, מתנהגת בעלי חיים

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

המטרה הכוללת של פרוצדורה זו היא השתלה מדויקת של מערכי מיקרו-חוטים (microwire arrays) באזורי מטרה במוח. דבר זה מושג תחילה על ידי מדידה וסימון מדויקים של קואורדינטות על הגולגולת לצורך ביצוע קרניוטומיה (craniotomy). השלב השני של הפרוצדורה הוא הסרה איטית של שכבות מהגולגולת באמצעות מקדחה דנטלית כדי לבצע את הקרניוטומיה באופן מדויק.השלב השלישי הוא מיקום מערך המיקרו-חוטים כך שיעבור בניצב את גבולות הגולגולת ויהיה במקביל לה. השלב האחרון הוא הורדה איטית של המערך עד שיגיע ליעד שלו. בסופו של דבר, התוצאות יכולות להראות כי מערכי המיקרו-חוטים הושתלו.שימוש בפרוצדורה זו מאפשר מיקוד בתתי-אזורים נפרדים של המוח והשגת תנובה עצבית גבוהה, שניתן לשמר לאורך הקלטות אורך. מערכי מיקרו-חוטים מאפשרים למדעני עצבים לבחון דפוסי פריקה של נוירונים בודדים ברזולוציה מרחבית וזמנית גבוהה, בין אם הם משמשים ככלי יחיד ובין אם בשילוב עם טכניקות אחרות. הקלטות של יחידות בודדות ממערכי מיקרו-חוטים מספקות תובנות לגבי עיבוד המידע במוח.הקלטה של אותות עצביים במהלך התנהגות היא קריטית להבנת תפקודי המוח. המעבדה שלי השתמשה באלקטרופיזיולוגיה של יחידה אחת (single unit electrophysiology) כדי לחקור תהליכים נורמליים כגון מיפוי סומטוטופי, למידה מוטורית, וכן תהליכי מחלה כגון מחלת פרקינסון והתמכרות לסמים. אלקטרופיזיולוגיה in vivo היא מיומנות מקצועית ביותר הדורשת שנים של תרגול להשגת מיומנות מלאה.הדגמה חזותית של טכניקה זו מקצרת את הזמן הדרוש לביצוע הניתוח באופן הולם. לאחר הרדמת בעל החיים באמצעות פנטוברביטול, ניתן אטרופין, מתיל ניטראט ופניצילין כדי לשמור על תפקוד נשימתי ולמנוע זיהום. יש לוודא את מצב ההרדמה באמצעות בדיקת צביטה בזנב לפני ההמשך במידת הצורך.יש להזריק לסירוגין ketamine hydrochloride ו-sodium pentobarbital כדי לשמור על ההרדמה לאורך כל הניתוח. לאחר מכן, גלחו את הקרקפת באמצעות להב סקאלפל מספר 22, ולאחר מכן חטאו באמצעות povidone iodine. השתמשו בארבע הזרקות תת-עוריות של bupivacaine כדי להרדימ באופן מקומי את הקרקפת.המתינו בין חמש ל-10 דקות עד שהאלחוש המקומי יחול. לאחר מכן, מרחו חומר סיכוך אופתלמי על העיניים וקבעו את בעל החיים במוטות האוזניים ובתפס התאף של מכשיר סטראאוטקסי באמצעות תצפית על העיניים. הגבירו את ראשו של בעל החיים למצב מאוזן בקירוב.לאחר מכן, השתמש בסכין מנתחים כדי לבצע חתך לאורך קו האמצע של קרקפת הראש. החתך חייב להתרחב מהחלק האחורי של עצם האף ועד לאזור שמאחורי האוזניים. בעזרת מרית דיסקציה, נקה את הגולגולת מכל רקמה שנותרה עד להגעה לשני רכסי הגולגולת הצדיים ולרכס הגולגולת האחורי.משכו לאחור את העור מסביב לחתך באמצעות כשישה המוסטטים. לאחר מכן, נקו דם מהגולגולת והמתינו לייבושה כדי שניתן יהיה להדביק אליה אקריליק דנטלי בהמשך. בשלב הבא, באמצעות מיקרוסקופ דיסקציה, סמנו את ה-BMA ואת ה-lambda על ידי אינטרפולציה של נקודת המפגש של תשרי הגולגולת.חברו פריט קטן ומחודד, כגון מקדח שיניים, לזרוע הסטריאוטקסית והורידו אותו כדי לקבוע את הקואורדינטה הדורסלית-ונטרלית של bgma ו-lambda. לאחר מכן, כווננו את תפס האף עד שקואורדינטות ה-DV עבור bgma ו-lambda יהיו במרחק של עד 100 microns זו מזו. לאחר הפשרה, רשמו את הקואורדינטות עבור bgma יחד עם מיקום תפס האף.בדקו שוב את הקואורדינטות הללו, שכן הניתוח תלוי בהן. כעת השתמשו בקואורדינטות שנמדדו כדי לחשב את הקואורדינטות המדיאליות-לטרליות והאנטריוריות-פוסטריוריות עבור ארבעת הפינות של הקרניוטומיה ביחס ל-brema. על בסיס החישובים, סמנו את הפינות על הגולגולת באמצעות אביזר סטריאוטקסי מחוד שצופה בדיו שחור.כעת, קדחו את חלון הגולגולת על ידי הסרת העצם בסדרה של שכבות דקות. התחילו בקידוח בפינות המסומנות של החלון שבהן הוצבו הסימנים. לאחר מכן, חברו את הפינות וסמנו את קווי המתאר של החלון.לבסוף, נקו את האזור בתוך קו המתאר עד לעומק של ה-dura mater. החור חייב להיות מסולס (beveled), כך שירחב מתחת לשכבות השטחיות של הגולגולת. בעזרת פינצטה מיקרוסקופית, הסירו בזהירות שאריות עצם, פסולת או dura mater בתוך חלון הגולגולת.זהו שלב חשוב ביותר, שכן שיירי רקמה עלולים לפגוע בשלמות המערך במהלך ההשתלה. לאחר הניקוי, יש לשמור על החלון לחות באמצעות סליין סטטי לבקטריות. בהמשך הניתוח, התחילו את ההשתלה על ידי סימון המיקומים להצבת חמישה ברגי גולגולת וחוט הארקה.באופן אידיאלי, כל בורג צריך להיות בעצם גולגולת שונה. עם זאת, המיקומים לא יכולים להפריע להנחת המערך. לאחר מכן, קדחו את החורים עבור ברגי הגולגולת ואבטחו את הברגים במקומם.הורידו את הברגים עד ששלושה או ארבעה הברגות יבלטו מספיק כדי לחצות את עובי הגולגולת. לאחר ההנחה, נקו את הברגות הברגים. כעת קדחו חור עבור תיל ההארקה והורידו את התיל באיטיות במשך דקה עד שתיים אל תוך קואורדינטת ה-DV המיועדת. קבעו את התיל במקומו באמצעות אקריליק דנטלי.בשלב הבא, יש להוסיף אקריליק סביב ההברגות של ברגי הגולגולת לפני התייבשותו. יש להסיר עודפי אקריליק מחוט ההארקה או מברגי הגולגולת. יש להמתין 15 דקות לייבוש האקריליק הדנטלי.בינתיים, חברו את המערך לזרוע הסטריאוטקסית. פנאו את המערך וכוונו אותו כך שיעבור בדיוק דרך גבולות חלון הגולגולת. כאשר האקריליל יתייבש, מלאו לחלוטין את חלון הגולגולת בתמיסת סלין ביולוגית.לאחר מכן, הורד את המערך עד שייוצר שקע בתמיסת המלח. קואורדינטה זו תשמש כגובה הגולגולת עבור המערך. השתמש בערך זה כדי לחשב את קואורדינטת ה-DV הסופית של המערך.הורידו את המערך באיטיות עד ל-dv הסופי. תאמו את העצירה והמתינו מספר דקות. עם כל מילימטר של תנועה, הסליין הסטרילי ימיס את הפוליאתילן גליקול שעל המערך, אשר שומר באופן זמני על תצורת החוטים.כאשר המערך נמצא במרחק של מילימטר אחד בלבד מהמטרה, הורד אותו באיטיות רבה יותר אל היעד הסופי במרווחים של 0.1 מילימטר. כאשר המערך במקומו, אפשר לרקמה לנוח במשך חמש דקות. לאחר המנוחה, המיס את שארית הפין על ידי הוספת תמיסת סליין.לאחר מכן, השתמש באקריליק דנטלי כדי לקבע את המיקרו-חוטים במקומם. הוסף מספר שכבות של אקריליק והמתן 15 עד 20 דקות להתקשחותן. לאחר מכן, בנה את שאר שלב הראש של בעל החיים באמצעות אקריליק דנטלי, כולל ברגי הגולגולת, חוט ההארקה ומחבר עבור המיקרו-חוטים.ראו את הפרוטוקול הכתוב להליכים לאחר הניתוח. לאחר מכן, הוציאו את בעל החיים ממוטות הקשירה של האוזניים והניחו אותו באזור נקי. עקבו אחר בעל החיים בתדירות גבוהה עד להשבתה של הוויסות התרמי והתנועתיות.לאחר ההתאוששות מההרדמה, העבירו את החיה לדיור בודד. עקבו אחר התאוששות החיה במשך שבעה ימים או יותר וספקו זריקות של carprofen ו-enrofloxacin בהתאם להמלדתו של הווטרינר המטפל; פריקה עצבית שנמדדה ממערך מיקרו-חוטים מושתל נמצאה במתאם עם אירועים התנהגותיים.לדוגמה, נמדדה פריקה טונית של תא זה בגרעין האקומבנס (nucleus accumbens) המוצגת בבני 32, בעוד בעל החיים נתן לעצמו קוקאין. שימו לב שהתא הופך למעוכב ככל שרמת הקוקאין בגופו של בעל החיים עולה. עם זאת, התא חוזר לקצב הפריקה המקורי שלו.כאשר הקוקאין יורד לאחר סיום תנאי ההגשה העצמית. בעת ביצוע פרוצדורה זו, חשוב לזכור לבדוק את דיוק חלון הגולגולת ולאמת את יישור המערך כדי להבטיח דיוק ביעד. אין לשכוח שמערכי micro I עדינים במיוחד וכי שלמות המערך היא קריטית להשתלה תקינה.יש לנקוט משנה זהירות בטיפול ביחידה הבודדת למחיקה. ניתן לשלב את ההקלטה עם טכניקות רבות אחרות, כגון אימונוהיסטוכימיה או אופטוגנטיקה. כאשר שילובים אלו מלווים בפרדיגמה התנהגותית מתאימה, הם יכולים לחשוף תובנות עמוקות לגבי המורכבויות של תפקוד המוח.

a-procedure-for-implanting-organized-arrays-microwires-for-single

Research

JoVE Journal

Neuroscience

מדעי המוח

בפרוטוקול זה אנו מדגימים כיצד לפברק מערך כונן מיקרו להקלטות אלקטרו כרונית בחולדות.

Micro-Drive Array עבור כרונית In vivo</emהקלטה>: כונן ייצור

סרטון זה מדגים את ההליך המפורט להכנת חולדה מורדמת להקלטות אלקטרופיזיולוגיות של פעילות מוחית מאתרים מרובים. הקרקפת מנותחת כדי לגשת לגולגולת, וחורים נקדחים במקומות מדויקים כדי להתקין ולאבטח אלקטרודות. אלקטרודות מיקרו-חוט טונגסטן מוכנסות לאחר מכן למיקום היעד כדי להקליט את הנתונים.

In Vivo רישומים אלקטרופיזיולוגיים של פעילויות מוחיות מאתרים מרובים בחולדות

הסרטון מדגים הליך להשתלת יחידת אלקטרודה רב-ערוצית דו-ערוצית אלחוטית במוח חולדה כדי להקליט ולעורר רשתות עצביות רב-ערוציות.

השתלת מערכת מיקרואלקטרודות דו-כיוונית אלחוטית במוח של חולדה

סרטון זה מתאר פרוטוקול להשתלת גשושית סיליקון ליניארית מרובת שוקיים במוח העכבר כדי למדוד פוטנציאלי שדה מקומיים. ההליך כולל אבטחת הגשושית ליחידה סטריאוטקסית, מיקומה המדויק מעל אזור המטרה במוח, החדרתה למוח ואבטחתה באמצעות מלט דנטלי. לאחר ההשתלה, הרכבה מוגנת עם מעטפת. לאחר ההתאוששות, המערך מאפשר רישום פוטנציאלי שדה מקומיים, ומספק תובנות לגבי הפעילות העצבית.

רישום פעילות חשמלית מוחית בעכברים מתנהגים באמצעות גשושיות סיליקון ליניאריות מרובות שוקיים

הסרטון מדגים הקלטה אלקטרופיזיולוגית סימולטנית מאזורי מוח מרובים בחולדה באמצעות מערך מיקרו-כונן אינטגרטיבי. אלקטרודות הקלטה ממוקמות בנורת הריח, אלקטרודות ייחוס בקליפת המוח המצחית, ואלקטרודות מערך מיקרו-כונן בהיפוקמפוס. החולדה מורשית לחפש מזון באופן חופשי, והקלטה סימולטנית מכל האלקטרודות המושתלות נרשמת באמצעות המערך.

שיטת מערך מיקרו-כוננים להקלטה אלקטרופיזיולוגית מאזורי מוח מרובים

סרטון זה מדגים טכניקה להשתלת מכלול אלקטרודות במוח עכבר. ההרכבה מכילה אלקטרודות דו-קוטביות לרישום פעילות מההיפוקמפוס ואלקטרודת ייחוס לקבלת פעילות בסיסית מהמוח הקטן. עכבר מורדם מונח על מסגרת סטריאוטקסית, ומכלול האלקטרודות מושתל באזור מוח המטרה. לאחר מכן מאפשרים לבעל החיים להתאושש לפני ביצוע הקלטה אלקטרופיזיולוגית.

השתלת מכלול אלקטרודות במוח עכבר לצורך רישום אלקטרופיזיולוגי

התכנון וההרכבה של microdrives בקלטות אלקטרו vivo של אותות מוח של העכבר מתואר. על ידי הצמדת צרורות microelectrode לספקי driveable חסונים, טכניקות אלה יאפשרו להקלטות עצביות ארוכת טווח ויציבים. העיצוב קל משקל מאפשר ביצועי התנהגות בלתי מוגבל על ידי השתלת הדיסק הבאה של בעלי החיים.

בנייה של מערכי Microdrive להקלטות עצביות כרוניות בעכברים מתנהגים ערים

חיבור אלחוטי, מערכת דו-כיווני הקלטות עצבית רב ערוצית גירוי ב להתנהג בחופשיות חולדות הוא הציג. המערכת היא קל וקומפקטי, וכך יש השפעה מינימלית על הרפרטואר ההתנהגותי animal´s. יתר על כן, מערכת דו-כיוונית זו מספקת כלי מתוחכם כדי להעריך את קשרי הגומלין סיבתי בין תבניות ההפעלה מוח והתנהגות.

חיבור אלחוטי, ממשק דו-כיווני ההקלטה In Vivo גירוי של פעילות עצבית להתנהג בחופשיות חולדות

עבודה זו מהווה פרוטוקול לביצוע השרנית, השתלת נוירו-ניתוחית של מערכים מיקרואלקטרודה במרסט המשותף. שיטה זו מאפשרת באופן מפורש הקלטות אלקטרופיזיולוגיות בבעלי חיים מתנהגים בחופשיות, אך ניתן להתאים בקלות לכל התערבות נוירולוגית דומה אחרת במין זה (למשל, צינורית עבור מינהל התרופות או אלקטרודות לגירוי מוחי).

כירורגיה סטריאוטקאית עבור השרשה של מערכים מיקרואלקטרודה ב מרמוסטמצוי

אנו מתארים כאן שיטה עבור בדיית Ti3C2 mxene מערכים מיקרואלקטרודה וניצול אותם עבור בהקלטה vivo עצבית.

הייצור של Ti3C2 Mxene מערכים מיקרואלקטרודה בVivo הקלטה עצבית

פרוטוקול זה מציג תיבה התנהגותית מבוססת מיקרו-בקר להערכת עיכוב קדם-דחף (PPI) על ידי איסוף נתוני תאוצה מחיישן מתחת לקופסה. נתונים אלה מעריכים ליקויים בשער חושי בחולדות מבודדות חברתית, עם שיטה נוספת לסנכרון נתונים עם פעילות עצבית כדי לקדם מחקרים נוירופיזיולוגיים על הפרעות התנהגות.

פיתוח קופסה התנהגותית להערכת עיכוב קדם-דופק ופעילות עצבית במודלים של בעלי חיים פסיכיאטריים

למד את הליך השתלת מערכי microwires מאורגנים להקלטות יחידה בבעלי חיים ערים ומתנהגים. שיטה זו מאפשרת הקלטות אלקטרופיזיולוגיות מדויקות מאזורים מוחיים ספציפיים לאורך זמן.

הליך השתלת מערכים מאורגנים של Microwires להקלטות יחידה אחת בAwake, מתנהגת בעלי חיים

גלה סרטונים נוספים