Name: דיסקציה תצפית של כלי דבש דבורים הגבי ללימודים של תפקוד הלב (וידאו) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 52 s
Description: חקור שינויים בקצב הלב של דבורים באמצעות חיתוך תצפיתי של כלי הדם הגבי והוספת סוכנים קרדיו-מודולטוריים. שיטה זו פשוטה, זולה ומאפשרת מחקר פיזיולוגי של מזמינים ובריאותם.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

המחברים מודים לד"ר ג'פרי בלומקוויסט ודניאל סוואל על ההערות וההצעות הטכניות שלהם. פרויקט זה מומן בחלקו על ידי המחלקה לאנטומולוגיה והמכללה לחקלאות ומדעי החיים בווירג'יניה טק.

איסוף 1. הכנת הנבדקים מבחן <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אסוף את המספר המתאים של דבורים מהמושבה. הערה: המספר הדרוש תלוי לא רק את הגודל וההיקף של הניסוי, אלא גם את המיומנות של החוקר. לדוגמא, אם יש 2 קבוצות טיפול עם גודל מדגם רצוי של 10 דבורים לכל קבוצה, חוקר מיומן סביר עשוי לאסוף לפחות 30 דבורים לתת דין וחשבון על וניתוחים מוצלחים בסופו של דבר עם 20 קטעי וידאו שימושיים להבקיע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יקטין את כמות הזמן שעובר בין איסוף לנתיחה. הערה: למרות דבורים ניתן שוכן במעבדה במשך ימים לפני לנתיחה, שיעור ההצלחה של וניתוחים (כלומר, הסיכוי של שמירה על קצב לב יציב בתוך כלי הגבה גזור) נצפה ירידה ביחס לכמות זמן דבורים שוכנות במרחק מהמושבה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספק דבורים עם מקור מים ומזון תוך שוכן במעבדה. עבור EXAmple, לכל הפחות, לספק גישה 50% (w / v) של סוכרוז במים (זה מספיק עבור משכי זמן של פחות מ -6 שעות). לפרקי זמן ארוכים יותר, לספק דבורים לגשת לדבש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דבורי הבית למשך הלילה במעבדה בטמפרטורה של כ -32 מעלות צלזיוס, 60-80% לחות יחסית כדי להפחית את הלחץ ולמנוע התייבשות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני לנתיחה, להרדים דבורים בקצרה כדי לסייע בטיפול. הערה: זה יכול להפחית את שיעור ההצלחה של וניתוחים ולצמצם תפוקה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צ&#39;יל הדבורים או על ידי הצבת אותם על הקרח או לתוך מקרר ובמשך מספיק זמן כדי להפחית התנועה על מנת לסייע בטיפול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחלופין, לחשוף דבורים בקצרה CO 2 על מנת לסייע בטיפול. הערה: חשיפה ממושכת לקור יכולה להפחית את השיעור וניתוחי ההצלחה. Extended או חשיפה חוזרת כדי CO 2 יכול גם להפחית את שיעור ההצלחה של וניתוחים. </li></ol></li></ol> 2. Dissectionהגבה בטן קיר הערה: דבורים צריכים להיות בחיים בזמן הניתוח. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מלקחיים ו / או מספרי microdissection, להסיר רגליים וכנפיים כדי להקל דיסקציה של הבטן. שמור מבחנה קטנה או מכל דומה מלא מים מזוקקים הסמוכים לצורך שטיפת מכשירים בין וניתוחים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעוד הרחקת הדבורה עם מלקחיים, לנצל את מספרי microdissection לחתוך רוחבי לאורך דופן הבטן מגבה בין tergites הראשון והשני (ראה איור 1). </li></ol><img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig1.jpg" /> איור 1: תצוגת הגבי של בטן דבורה. החתך הראשוני צריך להתבצע בין tergites הראשון והשני, כמו כונה על ידי הקו האדום. סרגל קנה מידה = 1 מ&quot;מ. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ אותה</a>דואר כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו. <ol start="3" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעוד בקלילות ונאחזת בזיז האחורי של tergite השני עם מלקחיים, לחתוך longitudinally לאורך כל צד של הדבורה מן החתך הראשוני על העוקץ (ראה איור 2). היזהר בעת החיתוך כדי למנוע ניקוב מערכת העיכול. </li></ol><img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig2.jpg" /> איור 2: נוף צדדי של בטן דבורה. החתכים השניים ושלישיים צריכים להיעשות משני צדי הבטן, כמו כונו על ידי הקו האדום. סרגל קנה מידה = 1 מ&quot;מ. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <ol start="4" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להחליף את המספריים עבור סט שני של מלקחיים בסדר לנצל אותם כדי להפריד את דופן הבטן הגב בזהירות משאר of הבטן. הוצא בעדינות את העוקץ וכל חלק של מערכת העיכול כי נשאר מחוברת דופן בטן הגב. הימנע פקיעת במעיים, כמו תוכן יכול לצפות את דופן הבטן ואת לעכב הדמיה של כלי הגבי. </li></ol><img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig3.jpg" /> איור 3: מראה כללי של כלי הגבה. לאחר במעיים העוקצים הוסרו, הכלי הגבה גלוי לאורך קו האמצע של דופן הבטן מגבה הגזורה. סרגל קנה מידה = 1 מ&quot;מ. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <ol start="5" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מסדר את דופן הבטן גב בכיוון הרצוי מתחת המצלמה כך הכלי הגבה גלוי (ראה איור 3). לנצל את מספרי microdissection לקצץ משם כל עודף abקיר dominal כי מעכב להדמיה של הכלי הגבה. הצורה של דופן בטן הגב צריכה להיות דומה כוס או קערה רדודה כאשר ממוקם כראוי. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מאז הכלי הגבה לא להאריך לתוך קטע הבטן האחורי ביותר של הדבורה, להסיר את tergite הסופי על מנת לשפר להדמיה של הכלי הגבה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניצול micropipette נפח מתכווננת, לכסות כלי הגבה עם 10 μl של פתרון איזוטוני כדי לשמור על תנאים פיסיולוגיים להקל דופק יציב. הערה: הפתרון המומלץ הוא רבע כוח בתמיסת רינגר (0.120 g / L סידן כלורי, 0.105 g / L אשלגן כלורי, 0.050 g / L סודיום ביקרבונט, ו 2.250 g / L נתרן כלורי), אשר כבר נמצא כדי להקל על יציבות, דופק רציף. </li></ol> תצפית אפנון 3. Heart Rate <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר הכלי מגבה לשבת באין מפריע עד פעימה יציבה ורציפה מושגת(בדרך כלל תוך 300 שניות). הערה: Heartbeat היא דמיינה כמו התכווצויות קצובות של הכלי הגבה. בתחילה, ייתכנו נראה כי אין דופק, במיוחד אם הדבורה מורדמת, אבל הלב בדרך כלל יתחדש מכות אחרי מנוחה בתמיסה איזוטונית במשך כמה דקות והוא יכול להמשיך לפעום למשך שעות, בתנאי שהוא נשאר שטוף פתרון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מדדו את קצב הלב במונחים של מספר פעימות לדקה (BPM). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את מספר הצירים שנצפו במהלך תקופה של 60 שניות. השתמש מונה נקודות יד טיימר כדי להקל על תהליך. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מודדים את השתנות קצב הלב על ידי הקלטה והנצפה BPM לפני ואחרי הטיפול עם תרכובת cardiomodulatory. הערה: למרות הזמן נדרש במציאת השפעה על קצב לב עשוי להשתנות בהתאם למתחם נבדק, שינויים בקצב לב ניתן לבצע בדרך כלל נצפו בתוך דקות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבוע את קצב לב הבסיס ערבהתוספת של כל מתחם בדיקה. הערה: קצב הלב לאחר הטיפול ניתן בדרך כלל ייקבע לאחר 90 עד 120 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כן cardiomodulators פוטנציאל (למשל, octopamine) על ידי המסה במתחם באותו הפתרון איזוטוני נהג להתרחץ כלי הגבה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוסיף את תרכובות בדיקה לפתרון המקיף הכלי הגבה על ידי ניצול micropipetter. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבלת דיוק רב יותר ותפוקה גבוהה יותר, לבצע הקלטת וידאו של כל נושא בדיקה ולאחר מכן להשתמש קטעי הווידאו כדי לצבור קצב לב במועד מאוחר יותר. הערה: פעולה זו מאפשרת חוקר יחיד מתנודד וניתוחים על מנת להקל כמעט לייצור רציף של קטעי וידאו. בעת הקלטת סרטוני וידאו, אורך המינימום המומלץ הוא כ 240 שניות עם כל תרכובת מבחן להתווסף ב סימן 60 שניות. הדבר מבטיח כי החוקר יש חלון 60 שניות בקיע קצב לב מחקר ולאחר מכן עוד 60 חלון שניות בקיע קצב לב שלאחר טיפול 120 שניותאחרי טיפול. </li></ol>

<ol><li>Klowden, M. J. Circulatory Systems. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKlowden%2C+MJ+%22Physiological+Systems+in+Insects%2C+3rd+Edition%22">Physiological Systems in Insects, 3rd Edition</a>. , 3rd, 365-413 (2013).</li>
<li>League, G. P., Onuh, O. C., Hillyer, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+structural+and+functional+analysis+of+the+larval+and+adult+dorsal+vessel+and+its+role+in+hemolymph+circulation+in+the+mosquito+Anopheles+gambiae%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Biol%22%5BJournal%5D)">Comparative structural and functional analysis of the larval and adult dorsal vessel and its role in hemolymph circulation in the mosquito Anopheles gambiae.</a> J Exp Biol. 218 (Pt 3), 370-380 (2015).</li>
<li>Wasserthal, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oscillating+Hemolymph+Circulation+in+the+Butterfly+Papilio-Machaon+L+Revealed+by+Contact+Thermography+and+Photocell+Measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Oscillating Hemolymph Circulation in the Butterfly Papilio-Machaon L Revealed by Contact Thermography and Photocell Measurements.</a> J Comp Physiol. 139 (2), 145-163 (1980).</li>
<li>Wasserthal, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+of+circulation+and+tracheal+ventilation+in+holometabolous+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Interaction of circulation and tracheal ventilation in holometabolous insects.</a> Adv Insect Physiol. 26, 297-351 (1996).</li>
<li>Schwab, E. R., Chilson, R. A., Eddleman, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heartbeat+Rate+Modulation+Mediated+by+the+Ventral+Nerve+Cord+in+the+Honey-Bee%2C+Apis-Mellifera%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol+B-Biochem+Syst+Environ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Heartbeat Rate Modulation Mediated by the Ventral Nerve Cord in the Honey-Bee, Apis-Mellifera.</a> J Comp Physiol B-Biochem Syst Environ Physiol. 161 (6), 602-610 (1991).</li>
<li>Kaiser, W., Weber, T., Otto, D., Miroschnikow, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen+supply+of+the+heart+and+electrocardiogram+potentials+with+reversed+polarity+in+sleeping+and+resting+honey+bees%5BTitle%5D)+AND+%22Apidologie%22%5BJournal%5D)">Oxygen supply of the heart and electrocardiogram potentials with reversed polarity in sleeping and resting honey bees.</a> Apidologie. 45 (1), 73-87 (2014).</li>
<li>Papaefthimiou, C., Theophilidis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Octopamine--a+single+modulator+with+double+action+on+the+heart+of+two+insect+species+%28Apis+mellifera+macedonica+and+Bactrocera+oleae%29%3A+Acceleration+vs.+inhibition%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Octopamine--a single modulator with double action on the heart of two insect species (Apis mellifera macedonica and Bactrocera oleae): Acceleration vs. inhibition.</a> J Insect Physiol. 57 (2), 316-325 (2011).</li>
<li>Castro, C. A., Hogan, J. B., Benson, K. A., Shehata, C. W., Landauer, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral-Effects+of+Vehicles+-+Dmso%2C+Ethanol%2C+Tween-20%2C+Tween-80%2C+and+Emulphor-620%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Biochem+Behav%22%5BJournal%5D)">Behavioral-Effects of Vehicles - Dmso, Ethanol, Tween-20, Tween-80, and Emulphor-620.</a> Pharmacol Biochem Behav. 50 (4), 521-526 (1995).</li>
<li>Papaefthimiou, C., Papachristoforou, A., Theophilidis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biphasic+responses+of+the+honeybee+heart+to+nanomolar+concentrations+of+amitraz%5BTitle%5D)+AND+%22Pestic+Biochem+Phys%22%5BJournal%5D)">Biphasic responses of the honeybee heart to nanomolar concentrations of amitraz.</a> Pestic Biochem Phys. 107 (1), 132-137 (2013).</li>
<li>Roeder, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Octopamine+in+invertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Octopamine in invertebrates.</a> Prog Neurobiol. 59 (5), 533-561 (1999).</li>
<li>Johnson, E., Ringo, J., Dowse, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+Drosophila+heartbeat+by+neurotransmitters%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol+B%22%5BJournal%5D)">Modulation of Drosophila heartbeat by neurotransmitters.</a> J Comp Physiol B. 167 (2), 89-97 (1997).</li>
</ol>

למחברים אין מה לחשוף.

הפרוטוקול המוצג כאן מספק גישה פשוטה ויעילה לבדיקת תרכובות פרמקולוגיות להשפעותיהן על קצב הלב של דבורי הדבש. כפי שנצפה בניסויים קודמים שחוצים את חוט העצב הגחוני של חרקחי 5 או מנתחים את חוט העצב הגחוני בעת חשיפת כלי הגב7, אובדן ויסות מערכת העצבים המרכזית מביא לפעימות לב יציבות בתדר נמוך. תדירות הפעימות הנמוכה מאפשרת לחוקר להעריך חזותית את קצב הלב מבלי להסתמך על מכשור עדין או יקר. כפי שהוכח, ניתן להשתמש בממס DMSO בריכוזים נמוכים כדי להמיס חומרים פרמקולוגיים לאספקה דרך התמיסה האיזוטונית המשמשת לרחצה בכלי...

<html> המטרה הכללית של מתודולוגיה זו היא לאפשר לחוקר במהירות ובקלות להתבונן לכמת את ההשפעה כי סוכן תרופתי יש על קצב הלב של דבורי דבש. דבורים, כמו חרקים אחרים, יש מערכת דם פתוחה מפיצת hemolymph, מקבילת החרק של דם, בכל חלל הגוף, המכונה hemocoel. תפוצתו של hemolymph חיוני להובלת חומרים מזינים, גורמי החיסון, פסולת, כמו גם neurohormones ומולקולות איתות אחרות 1. מחזור הוא הקל על ידי כלי הגבי, המשתרע לאורך קו האמצע הגבי של חרקים, כמו גם איברים pulsatile אביזר. הכלי הגבה מחולק לשני חלקים נפרדים מבחינה תפקודית, המיועד בלב בבטן ואת אבי העורקים בבית החזה והראש. התכווצויות מופצות ב hemolymph משאבת הלב לכיוון החזה והראש, בעוד איברים pulsatile אביזר להבטיח זרימת hemolymph בגפיים. ניתן לצפות class = &quot;jove_content&quot;&gt; תפקוד לב חרקים באמצעות מגוון של שיטות, בהתאם לשלב הגודל, פיזיולוגיה, או חיים של החרק. גישה משותפת התבוננות קצב לב זחלים או חרקים קטנים היא השימוש הדמית intravital 2. שיטה זו היא פחות שימושית דבורים בוגרים, אולם, כפי שהוא יכול להיות קשה כדי להציג כלי הגבה בבירור דרך דופן הבטן. גישה הוקמה להקלטת קצב לב במגוון חרקים, דבורים כלל, היא השימוש של תרמוגרפיה קשר, אשר מנצלת תרמיסטורים להחיל את החלק החיצוני של החרקים כדי לזהות פעימות לב 3,4. קצב לב דבורים בוגרות גם נרשם באמצעות טכניקה אלקטרו למדוד 4,5 אות עכבה חשמלית. טכניקה זו דורשת החדרה של אלקטרודות לתוך החיה ליד הלב ושימוש ממיר עכבה להקליט פעימות 4. באופן דומה, אק&quot;ג שמש detect אותות חשמליים המיוצרים על ידי הלב בשילוב עם הקלטת וידאו של הדבורה לצפות לשינויים בפעילות הלב 6. יתרון בולט לגישות אלה הוא כי קצב לב נבחן דבורה שלמה, חייה, ולא בתוך דגימה גזורה, אשר מסייעת להבטיח את הזמינות של המגוון הרחב של תגובות פיסיולוגיות בנושא. האתגרים של גישות אלה כוללים חשבונאי קיבוע או הרדמה של הנושא, את הצורך להגביל משתנה גירויים חיצוניים שעשויים לשנות את קצב לב, כמו גם קביעת שיטת הצגה מתאימה כאשר בודקים סוכנים תרופתיים. גישה נוספת, שבו נעשה שימוש ללימוד פעילות דבורת לב היא לנתח את החרק חלקית כדי לחשוף את הלב, אז למדוד התכווצויות כלי הגבו באמצעות מתמר עקירה בכוח 7. בפרוטוקול זה, בלב טובל הרף עם תמיסת מלח פיזיולוגית ריצה ושיתוף מבחןmpounds יכול להיות מומס פתרון זה עבור יישום לנושא 7. הבדל משמעותי בין שיטה זו לבין אלה שתוארו לעיל הוא כי חוט עצב הגחון מוסר, ומבטל את התפקיד שמערכת העצבים המרכזית הוכחה לשחק ויסות קצב לב 5. התוצאה היא כי דופק הבסיס, שהיא בדרך כלל די יציבה, מייצב בתדר נמוך בהרבה משרעת מ הוא ציין בדרך כלל חרק חי 5,7. מה כל אחת מהשיטות הללו יש מכנה משותף הוא שהם דורשים ציוד מיוחד מאוד ולעתים קרובות יקר, בנוסף לרמה מסוימת של מומחיות, כדי להתנהל. אולי החסרון הגדול הוא שאף אחד גישות אלו גם מתאימים במיוחד לניסויים כרוכים בדיקה של מספר רב של נושאים, כגון הקרנת ספרייה של תרכובות cardiomodulatory הפוטנציאלי. נקודת הכח החזק ביותר של הגישה המתוארת כאןהפשטות היא שלה. הפרוטוקול הוא יחסית קל לשלוט, ההתקנה דורשת שטח קטן, ורק קלט פיננסי מינימלי הכרחי. השיטה מחייבת קצת יותר דבורים כמה, כמה מכשירי ניתוח, פתרון איזוטוני, ואו מיקרוסקופ דיגיטלי או מיקרוסקופ מסורתי עם מצלמה דיגיטלית. דבורים הם גזורים לדמיין כלי הגבה וסרטי וידאו דיגיטלי משמשים כדי להקליט קצב לב לפני ואחרי טיפול עם סוכנים תרופתיים. למרות הקלטת וידאו הוא לא באמת הכרחי כדי לצפות לשינויים בקצב הלב, זה יגביר את התפוקה באופן משמעותי (כלומר, מספר הנבדקים כי ניתן לעבד כמות של זמן נתון). החוקר יכול למקסם את היעילות על ידי הקלטת מספר רב של קטעי וידאו בו-זמנית ולאחר מכן מאוחר יותר הבקיע את סרטי הווידאו האלה בזמן שנוח יותר. יתרון נוסף של גישה זו הוא כי קטעי וידאו לאפשר החוקר להתחיל מחדש, צריך תהליך הניקוד יופרע, ולהקל על נiewer לדעת מה הם מקבלים את הטיפול על מנת לצמצם הטיה.

<table><tbody><tr><td>Dino-Lite Edge מיקרוסקופ USB דיגיטלי</td><td>Dino-Lite</td><td>AM4815ZT</td><td>כל מיקרוסקופ דיגיטלי או הגדרה דומה יספיקו</td></tr><tr><td>מעמד מיקרוסקופ</td><td>Dino-Lite</td><td>RK-10</td><td>כל מעמד המתאים למיקרוסקופ הדיגיטלי</td></tr><tr><td>מחשב נייד או מחשב</td><td></td><td></td><td>הכרחי למיקרוסקופ דיגיטלי</td></tr><tr><td>מספריים מיקרודיסקציה (Vannas, 8 ס"מ, ישר, 5 מ"מ להבים)</td> <td>מכשירי דיוק עולמיים</td><td>14003</td><td>כל מספריים דומים המתאימים למיקרו-דיסקציה יספיקו</td></tr><tr><td>למלקחיים מיקרו-חיתוך, 10.2 ס"מ, זוויתי (2 זוגות)</td><td>World Precision Instruments</td><td>504482</td><td>כל מלקחיים דומים המתאימים למיקרודיסקציה יספיקו</td></tr><tr><td>תמיסת רינגרס 1/4 טבליות חוזק&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>96724-100TAB</td><td></td></tr><tr><td>מגש</td><td></td><td></td> חיתוך <td>כל משטח המתאים למיקרודיסקציה</td></tr><tr><td>ערוץ יחיד 10 ומיקרו; l פיפטה</td><td></td><td></td><td>כל מכשיר המסוגל לספק במדויק 10 ומיקרו; l נפח</td></tr><tr><td>קצות</td><td></td><td></td><td></td>פיפטה</tr><tr><td>קטנה או מיכל מים</td><td></td><td></td><td>המשמש לשטיפת מכשירים בין נבדקים</td></tr><tr><td>דלפק ספירת ידיים</td><td>אופיס דיפו</td><td>295033</td><td>כל מוצר דומה יספיק</td></tr><tr><td>טיימר</td><td>אופיס דיפו</td><td>644219</td><td>כל מוצר דומה יספיק</td></tr> מים <tr><td>נטולי</td><td></td><td></td> <td>יוניםהכנת תמיסת רינגרים ומכשירי שטיפה</td></tr></tbody></table>

דיסקציה תצפית של כלי דבש דבורים הגבי ללימודים של תפקוד הלב

Dissection and Observation of Honey Bee Dorsal Vessel for Studies of Cardiac Function

דבורת הדבש האירופית, Apis mellifera L., היא משאב חקלאי ומסחרי יקר ערך הידוע בייצור דבש ומתן שירותי האבקת יבולים, כמו גם מודל חשוב של חרק חברתי המשמש לחקר זיכרון ולמידה, הזדקנות ועוד. כאן אנו מתארים פרוטוקול מפורט לדיסקציה של דופן הבטן הגבית של דבורה על מנת לדמיין את כלי הגב שלה, הממלא את תפקיד הלב בחרק. דיסקציה מוצלחת תחשוף לב תפקודי שבתנאים המתאימים יכול לשמור על פעימות לב יציבות לפרק זמן ממושך. זה מאפשר לחוקר לתפעל את קצב הלב באמצעות יישום תרכובות קרדיומודולטוריות על כלי הגב. על ידי שימוש במיקרוסקופ דיגיטלי או במיקרוסקופ המצויד במצלמה דיגיטלית, החוקר יכול לבצע הקלטות וידאו של כלי הגב לפני ואחרי הטיפול בתרכובות בדיקה. לאחר מכן ניתן לקלוע את הסרטונים בזמן שנוח למשתמש על מנת לקבוע שינויים בקצב הלב, כמו גם שינויים בדפוס פעימות הלב, לאחר הטיפול. היתרונות של פרוטוקול זה הם שהוא זול יחסית להתקנה, קל ללמידה, דורש מעט מקום או ציוד, ולוקח מעט מאוד זמן לביצוע.

מאחר ורבים מן הרכיבים פעילים מהבחינה פרמקולוגית שעשויים להיבדק באמצעות פרוטוקול זה אינם מסיסים במים, זה הכרחי כדי לקבל ממס אמין שיאפשר תרכובות בדיקה תועברנה באמצעות הפתרון איזוטוני נהג להתרחץ כלי הגבה. Sulfoxide דימתיל (DMSO) הוא חומר ממיס כי הוא נפוץ כמו רכב להובלת תרופות ניסיוניות ותרכובות אחרות חיות 8, וזה נוצל בהצלחה למטרה זו במחקרים הבודקים את השפעת חומרי הדברה על פעילות הלב דבורת הדבש 9. כתוצאה מכך, DMSO נבחרה כרכב פוטנצ...

כלי הגב הבטני של דבורת הדבש וחרקים אחרים משמש כמקבילה התפקודית של לב היונקים וממלא תפקיד חשוב בהובלת חומרים מזינים, פינוי פסולת, תפקוד מערכת החיסון ועוד. כאן אנו מתארים פרוטוקול להדמיה ומניפולציה פרמקולוגית של קצב הלב של הדבורים.

The European honey bee, Apis mellifera L., is a valuable agricultural and commercial resource noted for producing honey and providing crop pollination ...

המטרה הכוללת של פרוטוקול זה היא לצפות בשינויים בקצב הלב של הדבורים, הנובעים מיישום ישיר של חומרים קרדיומודולטוריים על כלי הגב. שיטה זו יכולה לענות על שאלות מפתח לגבי פיזיולוגיה של חרקים, במיוחד אלה הנוגעות לבריאות המאביקים. היתרון העיקרי של טכניקה זו הוא הפשטות שלה, מה שהופך אותה לחסכונית וקלה לביצוע.אוספים את המספר המתאים של דבורים מהמושבה. צעד זהיר יהיה לכלול עודף של 50 אחוז כדי להסביר נתיחות כושלות, שאפילו חוקרים מיומנים חייבים להתכונן אליו. ספק לדבורים מקור מים ומזון בזמן שהן שוכנות במעבדה.עבור משכי דיור של פחות משש שעות, לכל הפחות ספק גישה לפתרון סוכרוז של 50 אחוז. לתקופות ארוכות יותר, ספק גם גישה לדבש. מאכלסים את הדבורים למשך הלילה בטמפרטורה של כ-32 מעלות צלזיוס עם 60 עד 80 אחוזי לחות יחסית.קל יותר לנתח דבורים טריות שנאספו, לכן המשך בניתוח בהקדם האפשרי. לפני הנתיחות, הרדמו את הדבורים מספיק כדי להפחית את תנועתן על ידי חשיפתן לזמן קצר לפחמן דו חמצני. עומק ההרדמה יכול להקשות על הדיסקציה, לכן השתמש בכמה שפחות גז.הדבורים חייבות להיות בחיים בזמן הנתיחה. כדי להתחיל, השתמש במלקחיים או במספריים מיקרו-דיסקציה כדי להסיר את הרגליים והכנפיים. לאחר כל מניפולציה יש לשטוף את הכלים במים מזוקקים.לאחר מכן, רסנו את הדבורה בעזרת מלקחיים והשתמשו במספריים כדי לחתוך לרוחב לאורך דופן הבטן הגבית, בין

dissection-observation-honey-bee-dorsal-vessel-for-studies-cardiac

Research

JoVE Journal

Biology

ביולוגיה

טכניקה נדרש לדמיין את הלב הפועם של הזחל...

לדמיין את הלב הפועם תסיסנית</em

אנו מציגים דרכים שונות כדי לפקח על תפקוד הלב של...

ניטור הלב לתפקד הזחל תסיסנית melanogaster ללימודים פיזיולוגיים

סרטון זה מתאר את ליבו הבוגר של הזבוב, או נקרא אחרת הכלי הגבי דרוזופילה. הפרוטוקול המוצג מדגים הליך דיסקציה לתכשירי לב חי.

הכנת לב דרוזופילה: טכניקה לחקר פיזיולוגיה של הלב בזבוב הבוגר

סרטון זה מתאר טכניקה של בידוד הלב מדגי זברה בשלבים התפתחותיים מרובים כדי לחקור התפתחות לבבית, התבגרות והזדקנות.

דיסקציה של הלב: שיטה להתבוננות בהתפתחות הלב של דגי זברה

ניתן להשתמש במודלים מבודדים של לב עובד כדי למדוד את ההשפעה של תנאי העמסה, קצב לב ותרופות על ביצועי שריר הלב וצריכת החמצן. אנו מתארים שיטות להכנת מודל עבודה של לב שמאל של מכרסמים המאפשר מחקר של ביצועים סיסטוליים ודיאסטוליים וצריכת חמצן בתנאים שונים.

מכרסם עבודת לב דגם לחקר ביצועי שריר לב ואת צריכת חמצן

אנו מציגים פרוטוקול לניתוח הכליליים כולן לבבות בעכברים עובריים עד E15.5, בשיטות מכתימות אימונולוגיים תקן ואחריו אישור אופטי מיקרוסקופיה confocal. טכניקה זו מאפשרת הדמיה של כלי דם בכל הלב השלם ללא הצורך בניתוח רב-פעמי של סעיפי סדרתי.

ניתוח של כלי דם כליליים ב הותרו עוברי לבבות

כאן, מתוארים פרוטוקולי הניסוי להכנת דרוזופילה בשלבי התפתחות שונים וביצוע הדמיה אופטית אורכית של פעימות הלב של דרוזופילה באמצעות מערכת מיקרוסקופיה קוהרנטית אופטית מותאמת אישית (OCM). ניתן לאפיין את השינויים המורפולוגיים והדינמיים הלבביים באופן כמותי על ידי ניתוח הפרמטרים המבניים והתפקודיים של הלב מתמונות OCM.

הכנת תסיסנית והדמיה אורכית תפקוד הלב in vivo באמצעות מיקרוסקופית קוהרנטיות אופטית (OCM)

בדיקה echocardiographic משמש לעתים קרובות בעכברים. מכשירי אולטרסאונד ברזולוציה גבוהה יקר פותחו למטרה זו. פרוטוקול זה מתאר הליך echocardiographic סבירים בשילוב עם morphometric היסטולוגית ניתוחים כדי לקבוע מורפולוגיה לב.

בבדיקה היסטולוגית ו echocardiographic של מורפולוגיה לב העכבר

מוצג כאן הוא פרוטוקול לחקור את microcirculation כלילית ברקמת לב מורין חי על ידי ניטור ex vivo של לחץ זלוף העורקים וזרימה השומרת על הלחץ, כמו גם רכיבי עץ כלי דם כולל מיטות נימי pericytes, כמו עורק הספל הוא משומר ולחץ.

מדידה והדמיה דינמיות של נימים, עורקים ופריציטים בלב העכבר

בשל האנטומיה המורכבת, פרוטוקול דיסקציה וקציר הניתן לשחזור עקבי עבור דגימות לב יכול להיות מאתגר ליישום. כתב יד זה מציג את המרכיבים המרכזיים של כמה פרוטוקולים סטנדרטיים של דיסקציה לבבית, המדגישים הן את גישות הבדיקה הגסה והן את אתרי הדגימה המשמשים בדרך כלל לבדיקה היסטופתולוגית.

טכניקות דיסקציה ודגימה היסטולוגית של הלב במודלים של בעלי חיים גדולים למחלות לב וכלי דם

פרוטוקול חתך הלב וההדמיה הקרינה של דרוזופילה מפשט את חקר מבנה הלב והפתולוגיות. גישה זו כוללת חתך, צביעה והדמיה פשוטים, תוך עקיפת המומחיות הטכנית הדרושה לנתיחה מסורתית. זה משפר את הנגישות, מה שהופך את הדרוזופילה למודל שמיש יותר למחקר הקשור ללב בקרב הקהילה המדעית הרחבה יותר.

שיטה חדשנית ויעילה לצביעה פלואורסצנטית של לב דרוזופילה עם הקפאה

חקור שינויים בקצב הלב של דבורים באמצעות חיתוך תצפיתי של כלי הדם הגבי והוספת סוכנים קרדיו-מודולטוריים. שיטה זו פשוטה, זולה ומאפשרת מחקר פיזיולוגי של מזמינים ובריאותם.

דיסקציה תצפית של כלי דבש דבורים הגבי ללימודים של תפקוד הלב

גלה סרטונים נוספים