Name: הכנה והשתלה של אלקטרודות להצתה חשמלית של עכברי VGAT-Cre ליצירת מודל לאפילפסיה של האונה הרקתית (וידאו) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-08-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 29 s
Description: למד כיצד ליצור מודל אפילפסיה של האונה הרקתית בעכברי VGAT-Cre באמצעות השתלת אלקטרודות והצתה חשמלית. שיטה זו מאפשרת חקר מנגנוני התפתחות האפילפסיה והערכת טיפולים חדשניים תוך שמירה על שלמות ההיפוקמפוס.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

המחברים מודים לג'ון ויליאמסון על דיונים מועילים על פרוטוקול זה. עבודה זו נתמכה על ידי מענק NIH/NINDS NS112549.

השימוש בבעלי חיים פעל בהתאם להנחיות ARRIVE12 ואושר על ידי הוועדה לטיפול ושימוש בבעלי חיים של אוניברסיטת וירג'יניה.
1. יצירת אוזניות עם שתי אלקטרודות דו-קוטביות (איור 1)
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62929/62929fig01.jpg"> איור 1: שלבי מפתח בייצור אוזניות EEG. (A) הופעת האלקטרודות בשלבים השונים בפרוטוקול (מספרים בשלב ההתאמה השמאלי). (B) תמונה של המוצר הסופי המורכבת במחזיק תוצרת בית המתאים למסגרת הסטריאוטקסית. שימו לב, המחזיק מסתיים במכלול סיכות צווארון שמתאים למעמד האוזניות. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62929/62929fig01large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.</a>
<ol><li>חותכים 3.5 ס"מ של חוט נירוסטה מצופה פוליטטרה-פלואוראתילן.</li>
	<li>הפשיטו כ-1 מ"מ ממעטפת הבידוד מהחוט משני קצותיו. אין להפשיט יותר מדי מהחוט.</li>
	<li>הניחו שני פינים על מחזיק ויזה כאשר החלק התחתון של הסיכה בעל חריץ ארוך יותר פונה כלפי מטה.</li>
	<li>יש למרוח את השטף על הקצוות המופשטים של החוט ועל החלק העליון של הפינים.</li>
	<li>פח את החלק המופשט של החוט עם מספיק הלחמה כדי לצפות אותו.</li>
	<li>הוסיפו כמות מינימלית של הלחמה לחלק העליון של הסיכה מבלי לגלוש לצדדים.</li>
	<li>הכניסו קצה אחד של הקצה המופשט של החוט לתוך הסיכה עמוק ככל שיאפשר בזמן שההלחמה נמסה. הערה: יש חור צדדי שבו החוט יכול לצאת - אל תתנו לחוט לצאת מהסיכה. כל החוט שהופשט חייב להישאר בתוך הסיכה.</li>
	<li>חזור על שלבים 1.6-1.7 עבור הסיכה השנייה, כעת עם הקצוות המופשטים האחרים של החוט.</li>
	<li>הניחו לפינים לשבת במשך 30 שניות, הוציאו אותם ממחזיק הוויזה ולאחר מכן משכו אותם כדי לוודא שהחיבור בין החוט לפינים חזק ומחזיק מעמד.</li>
	<li>יש לשטוף את הפינים במים קרים ולאחר מכן לייבש.</li>
	<li>ודא את המוליכות בין פין 1 לפין 2 באמצעות אוהממטר.</li>
	<li>הביאו את הפינים בקצות החוט יחד; החזיקו אותם במקביל ובקרוב. מהדקים המוסטאט למרכז החוט. לאחר מכן, סובב את hemostat, כך חוט מסתובב סביב עצמו די חזק. הסר את ההמוסטט.</li>
	<li>הדקו מלקחיים על החוט המעוות 2 מ"מ מתחת לפינים וכופפו את החוט ב-90°.</li>
	<li>דחפו את אותו חוט שוב 90° אחורה מעל המלקחיים וצרו כיפוף נוסף 1 מ"מ מהראשון.</li>
	<li>חתכו את החוט המעוות בזווית של 45° מתחת לכיפוף של 3.5 מ"מ בעזרת מספריים קטנים וחדים.</li>
	<li>הכינו שתיים מהאלקטרודות הדו-קוטביות הללו (פין כפול מעוות) לכל אוזנייה (אופציונלי, השנייה היא גיבוי במקרה של בעיות חשמל עם הראשונה).</li>
	<li>הכינו אלקטרודת ייחוס אחת על-ידי חיתוך חוט עם פינים מולחמים משני קצותיו לשניים (שלבים 1.1-1.17, איור 1A).</li>
	<li>חותכים את החוט ב 7 מ"מ.</li>
	<li>כופפו את הקצה 1 מ"מ מתחת לקצה.</li>
	<li>לאחר מכן, כסו את קצה החוט המכופף בקוטר 1 מ"מ במלקחיים וסובבו את החוט בחוזקה סביב המלקחיים ליצירת לולאה קטנה (קוטר 1 מ"מ).</li>
	<li>כופפו את הלולאה בניצב לחלק הישר של החוט כדי לגרום לקצה החוט להצביע שוב כלפי חוץ.</li>
	<li>הרכיבו את שתי האלקטרודות הדו-קוטביות ואת אלקטרודת הייחוס היחידה לתוך הכן בעל ששת הפינים באופן שהאלקטרודות הדו-קוטביות נמצאות זו לצד זו עם מרחק של 6 מ"מ ביניהן, ושאלקטרודת הייחוס ממוקמת בחור החיצוני האמצעי (איור 1B). הערה: שיטה חלופית היא להשתיל את האלקטרודות, לקבע אותן במקומן ולאחר מכן להכניס את הפינים שלהן לתוך הדום.</li>
</ol>2. השתלת אלקטרודה סטריאוטקסית
<ol><li>לעקר את כל כלי הניתוח ואת הרכבת אלקטרודות שישה פינים על ידי autoclaving לפני הניתוח. יש לשמור על שדה כירורגי סטרילי במהלך הניתוח, ולהשתמש בכפפות כירורגיות סטריליות. וילונות סטריליים (למשל, Press n' Seal) מומלצים לכיסוי בעל החיים למעט אזור הניתוח.</li>
	<li>השתמש בעכברי VGAT-Cre בני 8 שבועות (תואמי גיל, זכר ונקבה כאחד) לניתוחים 4 שבועות לאחר הגמילה. רשום את משקל החיה לפני הניתוח כדי לאפשר מדידה של ירידה במשקל לאחר הניתוח.</li>
	<li>יש להשתמש במכשיר אידוי איזופלורן מוסמך או במערכת הרדמה בזרימה נמוכה המצוידת במשאבת מזרקים מדויקת, וופורייזר דיגיטלי משולב ומשטח חום משוב. הערה: מערכות זרימה נמוכה מסוגלות לספק הרדמה בקצבי זרימה נמוכים ביחס לגודל בעל החיים לתוך תא אינדוקציה או דרך חרוט אף על המסגרת הסטריאוטקסית (70 מ"ל/דקה, ריכוז איזופלורן באוויר הוא 4% לאינדוקציה ו-2% לניתוח). שימוש בפחות הרדמה לא רק מועיל לבעל החיים במהלך ניתוחים, אלא גם מפחית את הסיכון לחשיפה של צוות המעבדה לאיזופלורן.</li>
	<li>הניחו את בעל החיים המרדים על פד מחומם המחומם ל-37°C כדי לשמור על חום גופו במהלך הניתוח. אם אתם משתמשים במערכת טמפרטורה מבוקרת משוב, הכניסו את בדיקת הטמפרטורה המשומנת קלות לפי הטבעת של בעל החיים לצורך ניטור טמפרטורה במהלך הניתוח.</li>
	<li>הרכיבו את בעל החיים על המסגרת הסטריאוטקסית על ידי הצבת מוטות אוזניים עדינים לתוך האוזניים ואת השיניים העליונות הקדמיות לתוך מוט החותכת. הניחו את חרוט האף מעל האף לצורך הרדמה נכונה. יש לוודא שהראש מפולס וממורכז ולא ניתן להזיז אותו כאשר בוחנים אותו מעט.</li>
	<li>תת עורית להזריק 0.5 מ"ל של נורמוזול עבור הידרציה.</li>
	<li>יש למרוח חומר סיכה עיני למניעת התייבשות הקרנית.</li>
	<li>יש לעקוב אחר עומק ההרדמה על ידי היעדר רפלקס הנסיגה לאחר צביטת בוהן בגפה האחורית, ולאחר מכן להקטין את האיזופלורן ל 1.5%-2.0% במהלך הניתוח.</li>
	<li>הסר שיער באזור הניתוח ובסביבתו על ידי מריטה או שימוש בקוצץ (גילוח) או קרם דפילטורי, וחטא את העור בשלושה מחזורים של יישום לסירוגין של יוד ואתנול, תוך גימור יוד. הסרת שיער מאתר הניתוח מומלצת רק אם יש אמצעים לשמור על הרדמה באותו מקום. במידת הצורך, השתמשו באפליקטורים עם קצה כותנה טבולים באלכוהול כדי להסיר שיער מהאזור הקרוב סביב הראש. להזריק 0.05 מ"ל של משכך כאבים מקומי bupivacaine (0.25%) תת עורית.</li>
	<li>בצע חתך על הגולגולת באמצעות אזמל, ולאחר מכן לחתוך חלק של העור עם מספריים כירורגיים חדים, לחשוף את הגולגולת. דוחפים את העור הצידה, באמצעות צמר גפן, מנקים את הגולגולת מכל השרירים והרקמות שמתחתיה וחוסמים את הראייה. הערה: כדי לעצור דימום בשוגג, יש להפעיל לחץ על אתר הדימום עם צמר גפן סטרילי עד להפסקתו.</li>
	<li>נקו את הגולגולת במי חמצן באמצעות צמר גפן סטרילי כדי להפוך את תפרי הגולגולת ואת הברגמה והלמבדה לגלויים.</li>
	<li>יבשו היטב את הגולגולת, ולאחר מכן מרחו טיפה אחת של דבק דנטלי לחריטה עצמית באמצעות המוליך שלו. יש להבריש אותו לתוך הגולגולת, להמתין 60 שניות ולרפא עם אור UV דנטלי למשך 40 שניות. משטח מבריק מצביע על כך שהדבק הוצלב ביעילות עם הגולגולת. הערה: שלב זה קריטי לחיבור מאובטח של האוזנייה.</li>
	<li>השתמש במקדח בקוטר 0.031 אינץ' (0.79 מ"מ) כדי לקדוח שני חורי בור דו-צדדיים להשתלת אלקטרודות עומק בהיפוקמפוס (כ-5,000 סל"ד). קדח חור בור אחד נוסף עבור אלקטרודת הייחוס מעל המוח הקטן מאחורי הלמדא. הערה: בעת הקידוח, יש להקפיד להוריד את המקדחה לאט ולהימנע מקידוח לתוך המוח.</li>
	<li>הקואורדינטות עבור האלקטרודות הן כדלקמן (מברגמה במ"מ): אלקטרודות היפוקמפוס בעומק 3 מ"מ אחורי, 3 מ"מ רוחבי ועומק 3 מ"מ; ואלקטרודת ייחוס צרבלרית בעומק 6 מ"מ אחורי, 0 מ"מ רוחבי ו-0 מ"מ עומק (סובדורלי).</li>
	<li>כדי להגדיל את הדיוק, השתמש מקדחה רכוב סטריאוטקסית, אפס את ציר מניפולטור סטריאוטקסי X / Y כאשר נוגעים bregma - זוהי נקודת ההתייחסות עבור הקואורדינטות.</li>
	<li>הרכיבו אוזניות על ידי הכנסת כל האלקטרודות למעמד של שישה פינים, וודאו שהפינים נדחפים כל הדרך אל הדום. הרכיבו את הכן לתוך מחזיק האלקטרודות על מסגרת סטריאוטקסית (איור 1B).</li>
	<li>יישר אלקטרודות מעל חורי הבור המתאימים. השתלה סטריאוטקסית של אלקטרודות תיל דו-קוטביות מעוותות מפלדת אל-חלד בהיפוקמפוס הימני והשמאלי ואלקטרודת ייחוס לתוך המוח הקטן על ידי הנמכה איטית של האוזניות והנחיית האלקטרודות לתוך חורי הבור.</li>
	<li>כאשר אלקטרודת פיתול ההיפוקמפוס נמצאת ממש מעל החור, אפסו את ציר Z והורידו לאט לאט ל-3.0 מ"מ.</li>
	<li>מכסים את משטח הגולגולת והאלקטרודות במלט דנטלי וממלאים את החלל שבין משטח הגולגולת לתחתית הדום. קצוות העור יהיו צמודים לצמנט הדנטלי כך שאף רקמה תחתיו לא תישאר חשופה. מחכים שהמלט יתייבש ויתקשה. לאחר מכן נתק את מחזיק האלקטרודה מהזרוע הסטריאוטקסית והסר את המחזיק מהכן.</li>
	<li>להזריק 0.1 מ"ל של ketoprofen (1 מ"ג / מ"ל, SC) עבור שיכוך כאבים ומנה שנייה של 0.5 מ"ל של normosol (SC) עבור הידרציה ולהסיר את החיה מן המסגרת סטריאוטקסית.</li>
	<li>הניחו פד איזותרמי שחומם מראש ל-37°C בתוך כלוב ויבריום ריק מכוסה במגבת נייר. ברגע שהוא ער לחלוטין, הניחו את בעל החיים בכלוב נקי עם מצעים ומזון רך, והחזירו אותו לוויבריום. בעלי חיים שוכנים בנפרד מנקודה זו ואילך כדי למנוע לעיסה זה של אוזניות של זה. לא משתמשים במוטות תיל כדי למנוע מהאוזניות להיתקע, ובמקום זאת, בקבוקי מים קשורים לחלק התחתון של צמרות הכלוב, וצ'או נמצא במצעים.</li>
	<li>האכילו את בעל החיים במזון רך במשך 72 שעות לאחר הניתוח, ועקבו אחר ירידה במשקל וציון מצב הגוף. בעלי חיים מיובשים עשויים להיות מנוהלים 0.5 מ"ל של נורמוסול תת עורית אם מיובשים (ירידה במשקל, טורגור עור מוגבר, עיניים שקועות). Ketoprofen ניתן לתת תת עורית פעם ביום במשך 2 ימים נוספים לאחר הניתוח (בצע את משטר שיכוך כאבים על פי הנחיות IACUC המקומי). לאפשר לבעלי חיים להתאושש באופן מלא בכלובים שלהם במשך 4-7 ימים לפני העברתם למערכת רישום EEG.</li>
</ol>3. פרוטוקול הדלקה חשמלית
<ol><li>חבר את העכברים למערכת הקלטת EEG באמצעות כבל גמיש המתאים לשקעים בראש העכבר ובקומוטטור (ראה רשימת חומרים ). אפשרו לבעלי החיים להתאקלם במשך יום אחד לפני שהמשיכו בפרוטוקול הגירוי החשמלי להלן. לעקוב אחר בריאותם הכללית והתאקלמותם על בסיס יומי, ולהוציאם מהמערכת כאשר ישנם סימני מחלה, מצוקה ו/או ירידה מתמשכת במשקל הגוף העולה על 25%</li>
	<li>חבר את שני המובילים מהאלקטרודה המגרה לפלט של מגרה זרם קבוע. הערה: מועיל מאוד שיהיה לוח מעגלים שמעביר את האלקטרודות האלה ממקליט ה-EEG ומהמגרה.</li>
	<li>הגדר את הממריץ לספק פולסים של 1ms ב- 50 Hz למשך רכבת של 2 שניות.</li>
	<li>הגדר את הפלט של הממריץ על 20 מיקרואמפר (μA) וספק את הדופקהראשון st .</li>
	<li>עקוב אחר ה- EEG עבור פריקה אופיינית לאחר פריקה של קוצים בתדר גבוה המחזיקים מעמד מעבר לדופק הגירוי החשמלי.</li>
	<li>אם לא נצפתה פריקה, הגדל את כמות הזרם המוזרק במרווחים של 20 μA עד להפעלת פריקה שלאחר מכן. כמות הזרם הנדרשת היא סף לאחר פריקה (ADT).</li>
	<li>ADT טיפוסי הוא 20-50 μA. אם לא נצפתה פריקה גם לאחר הגדלת ל 200 μA, אז פתרון בעיות חיבורי חשמל חיווט אוזניות עם אומטר רגישות גבוהה נדרש. אם הבעיה היא באלקטרודה המעוררת, נסה לגרות עם אלקטרודות העומק האחרות.</li>
	<li>בעלי חיים נדלקים על ידי גירוי 2x או 6x ליום באמצעות זרם שהוא פי 1.5 מערך ADT עבור עכבר זה.</li>
	<li>עקוב אחר התגובה ההתנהגותית לגירוי, העולה משינוי המצב להתקפים טוניים-קלוניים דו-צדדיים עם נפילה. ניקוד באמצעות מערכת כיתה ראסין שונה11. כדי להימנע מהתקפי טוניק קטלניים, יש להשהות את ההדלקה אם גירויים רצופים מובילים להסלמה בחומרת ההתקפים ובאורך עד לציון ראסין שונה 6 (ריצה וקפיצה)</li>
</ol>

<ol><li>Lekoubou, A., Bishu, K. G., Ovbiagele, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nationwide+trends+in+medical+expenditures+among+adults+with+epilepsy%3A+2003-2014%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Neurological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Nationwide trends in medical expenditures among adults with epilepsy: 2003-2014.</a> Journal of the Neurological Sciences. 384, 113-120 (2018).</li>
<li>Hauser, W. A., Hesdorffer, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epilepsy%3A+Frequency%2C+Causes%2C+and+Consequences%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsy+Foundation+of+America%22%5BJournal%5D)">Epilepsy: Frequency, Causes, and Consequences.</a> Epilepsy Foundation of America. , (1990).</li>
<li>Galanopoulou, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+new+epilepsy+treatments%3A+issues+in+preclinical+methodology%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Identification of new epilepsy treatments: issues in preclinical methodology.</a> Epilepsia. 53 (3), 571-582 (2012).</li>
<li>Kehne, J. H., Klein, B. D., Raeissi, S., Sharma, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+National+Institute+of+Neurological+Disorders+and+Stroke+%28NINDS%29+Epilepsy+Therapy+Screening+Program+%28ETSP%29%5BTitle%5D)+AND+%22Neurochemical+Research%22%5BJournal%5D)">The National Institute of Neurological Disorders and Stroke (NINDS) Epilepsy Therapy Screening Program (ETSP).</a> Neurochemical Research. 42 (7), 1894-1903 (2017).</li>
<li>Buckmaster, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+animal+models+of+temporal+lobe+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Medicine%22%5BJournal%5D)">Laboratory animal models of temporal lobe epilepsy.</a> Comparative Medicine. 54 (5), 473-485 (2004).</li>
<li>Levesque, M., Avoli, M., Bernard, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+temporal+lobe+epilepsy+following+systemic+chemoconvulsant+administration%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Animal models of temporal lobe epilepsy following systemic chemoconvulsant administration.</a> Journal of Neuroscience Methods. 260, 45-52 (2016).</li>
<li>Loscher, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Critical+review+of+current+animal+models+of+seizures+and+epilepsy+used+in+the+discovery+and+development+of+new+antiepileptic+drugs%5BTitle%5D)+AND+%22Seizure%22%5BJournal%5D)">Critical review of current animal models of seizures and epilepsy used in the discovery and development of new antiepileptic drugs.</a> Seizure. 20 (5), 359-368 (2011).</li>
<li>Buckmaster, P. S., Haney, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+affecting+outcomes+of+pilocarpine+treatment+in+a+mouse+model+of+temporal+lobe+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsy+Research%22%5BJournal%5D)">Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy.</a> Epilepsy Research. 102 (3), 153-159 (2012).</li>
<li>Wang, L., Liu, Y. H., Huang, Y. G., Chen, L. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-course+of+neuronal+death+in+the+mouse+pilocarpine+model+of+chronic+epilepsy+using+Fluoro-Jade+C+staining%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Time-course of neuronal death in the mouse pilocarpine model of chronic epilepsy using Fluoro-Jade C staining.</a> Brain Research. 1241, 157-167 (2008).</li>
<li>Dey, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+potassium+leak+channel+silences+hyperactive+neurons+and+ameliorates+status+epilepticus%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">A potassium leak channel silences hyperactive neurons and ameliorates status epilepticus.</a> Epilepsia. 55 (2), 203-213 (2014).</li>
<li>Straub, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+kindled+VGAT-Cre+mice+as+a+new+animal+model+of+temporal+lobe+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Characterization of kindled VGAT-Cre mice as a new animal model of temporal lobe epilepsy.</a> Epilepsia. 61 (10), 11(2020).</li>
<li>Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+the+ARRIVE+guidelines+for+reporting+animal+research%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biology%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research.</a> PLoS Biology. 8 (6), 1000412(2010).</li>
<li>Vong, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Leptin+action+on+GABAergic+neurons+prevents+obesity+and+reduces+inhibitory+tone+to+POMC+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Leptin action on GABAergic neurons prevents obesity and reduces inhibitory tone to POMC neurons.</a> Neuron. 71 (1), 142-154 (2011).</li>
<li>Vora, S. R., Camci, E. D., Cox, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postnatal+ontogeny+of+the+cranial+base+and+craniofacial+skeleton+in+male+C57BL%2F6J+mice%3A+A+reference+standard+for+quantitative+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Postnatal ontogeny of the cranial base and craniofacial skeleton in male C57BL/6J mice: A reference standard for quantitative analysis.</a> Frontiers in Physiology. 6, (2016).</li>
<li>Lothman, E. W., Bertram, E. H., Bekenstein, J. W., Perlin, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-sustaining+limbic+status+epilepticus+induced+by+%27continuous%27+hippocampal+stimulation%3A+electrographic+and+behavioral+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsy+Research%22%5BJournal%5D)">Self-sustaining limbic status epilepticus induced by 'continuous' hippocampal stimulation: electrographic and behavioral characteristics.</a> Epilepsy Research. 3 (2), 107-119 (1989).</li>
<li>Lothman, E. W., Williamson, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+electrical+stimulus+parameters+on+afterdischarge+thresholds+in+the+rat+hippocampus%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsy+Research%22%5BJournal%5D)">Influence of electrical stimulus parameters on afterdischarge thresholds in the rat hippocampus.</a> Epilepsy Research. 13 (3), 205-213 (1992).</li>
<li>Lewczuk, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroencephalography+and+behavior+patterns+during+experimental+status+epilepticus%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Electroencephalography and behavior patterns during experimental status epilepticus.</a> Epilepsia. 59 (2), 369-380 (2018).</li>
<li>Wenker, I. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postictal+death+is+associated+with+tonic+phase+apnea+in+a+mouse+model+of+sudden+unexpected+death+in+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Postictal death is associated with tonic phase apnea in a mouse model of sudden unexpected death in epilepsy.</a> Annals of Neurology. 89 (5), 1023-1035 (2021).</li>
<li>Morimoto, K., Fahnestock, M., Racine, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kindling+and+status+epilepticus+models+of+epilepsy%3A+rewiring+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Kindling and status epilepticus models of epilepsy: rewiring the brain.</a> Progress in Neurobiology. 73 (1), 1-60 (2004).</li>
</ol>

למחברים אין קונפליקטים לחשוף.

דו"ח זה מתאר פרוטוקול שבו הצתה חשמלית של עכברים מובילה לאפילפסיה. מאחר שהאלקטרודה המגרה ממוקמת בהיפוקמפוס, זוהי אפילפסיה לימבית מוקדית המדמה אפילפסיה של האונה הרקתית (TLE) בחולים. שלב קריטי בפרוטוקול זה הוא להשתמש בעכברי VGAT-Cre, אשר עקב החדרת קלטת IRES-Cre recombinase בגן Vgat , מראה זרמי GABA מעכבים לקויים11. C57BL/6 אינם מפתחים אפילפסיה לאחר הדלקה עם פרוטוקול זה, אם כי ייתכן כי זנים אחרים של עכברים יפתחו זאת.
הפרוטוקול פותח באמצעות מיקום אלקטרודות העומק המע...

אפילפסיה היא הפרעה נוירולוגית גדולה עם נטל כלכלי ואנושי משמעותי. NINDS מעריך כי ישנם 3 מיליון אמריקאים עם אפילפסיה. כ-0.6 מיליון מהחולים האלה סובלים מאפילפסיה של האונה הרקתית (TLE)1. למרבה הצער, טיפול רפואי ב-TLE נכשל בשליש מהחולים בגלל חוסר יעילות, התפתחות עמידות לתרופות או חוסר סבילות לתופעות לוואי2. ברור שיש צורך משמעותי לפתח טיפולים חדשניים ל-TLE, מסקנה המשותפת לוועדת המדע הבסיסי של האגודה האמריקאית לאפילפסיה, קבוצת העבודה של הליגה הבינלאומית נגד אפילפסיה לגילוי תרופות פרה-קליניות לאפילפסיה, והמועצה הלאומית המייעצת להפרעות נוירולוגיות ושבץ מוחי 3,4.
מודלים עכשוויים של בעלי חיים של אפילפסיה של האונה הרקתית משתמשים בכימוקונפרכוסים (למשל, קאינאט, פילוקרפין) או בגירוי חשמלי ממושך כדי לגרום לאפילפטיקוס סטטוס ארוך טווח 5,6,7. בעלי חיים רבים מתים במהלך ההליך (10%-30% בחולדות, עד 90% בעכברים8). בעלי חיים ששורדים ומפתחים אפילפסיה מראים מוות עצבי נרחב ברחבי המוח 9,10. מוות זה מעורר שרשרת של תגובות, החל מהפעלת מיקרוגליה, אסטרוציטים ומונוציטים חודרים. תגובות עצביות כוללות ארגון מחדש של מעגלים (למשל, הנבטת סיבי טחב), לידה של תאי עצב חדשים שאינם מצליחים להשתלב כראוי במעגלים (למשל, תאי גרגיר חוץ רחמי), ושינויים מהותיים שמובילים לרגישות יתר (למשל, הגברת הוויסות של תעלות Na+). מודל אפילפסיה ללא מוות עצבי משמעותי יקל על החיפוש אחר תרופות אנטי-אפילפטיות חדשות.
בעת בחינת השערת GABA של אפילפסיה, התגלה כי טיפול בעכברי VGAT-Cre עם פרוטוקול הדלקה חשמלית קלה הוביל להתקפים מוטוריים ואלקטרוגרפיים ספונטניים11. באופן כללי, הדלקה חשמלית של מכרסמים אינה מובילה להתקפים ספונטניים המגדירים אפילפסיה, אם כי היא יכולה, במקרים של הדלקת יתר11. עכברי VGAT-Cre מבטאים Cre recombinase תחת שליטת הגן המוביל GABA שלפוחית (VGAT), אשר מתבטא באופן ספציפי בנוירונים מעכבי GABAergic. נמצא כי החדרת Cre שיבשה את הביטוי של VGAT ברמת ה-mRNA והחלבון, ובכך פגעה בשידור הסינפטי GABAergic בהיפוקמפוס. המסקנה הייתה כי עכברי VGAT-Cre עשויים להיות שימושיים לחקר המנגנונים המעורבים באפילפטוגנזה ולהקרנת טיפולים חדשניים11. הדו"ח הנוכחי מספק בפירוט את השיטות המשמשות ליצירת המודל.

<table><tbody><tr><td>מגבר AC דיפרנציאלי חוץ-תאי 16 ערוצים (115V/60Hz)</td> <td>מכשירי AD</td><td>AM3500-115-60</td><td>מגבר EEG חלופי</td></tr><tr><td>363/CP צווארון תקע, שרוול פינים</td><td>P1 טכנולוגיות</td><td>363SLEEVPIN0NL</td><td>עבור כבל מחזיק אלקטרודה</td></tr><tr><td>, 363-363 5 ס"מ - 100 ס"מ W / רשת 6TCM</td><td>P1 טכנולוגיות</td><td>363363XXXXCM004</td><td>כבל עכבר לקומוטטור</td></tr><tr><td>מצלמות טלוויזיה במעגל סגור Qcwox HD Sony IR LED</td><td>Sony</td><td>QC-SP316</td><td></td></tr><tr><td>קומוטטור SL6C/SB (מברשת יחידה)</td><td>P1 Technologies</td><td>8BSL6CSBC0MT</td><td>לשעבר Plastics One, Inc.</td></tr><tr><td>מגבר זרם</td><td>A-M Systems</td><td>דגם 2100</td><td></td></tr><tr><td>צמנט דנטלי</td><td>Stoelting</td><td>51459</td><td></td></tr><tr><td>מקדחים, #75, OD&nbsp; 0.310 אינץ' LOC 130 PT</td><td>Kyocera</td><td>105-0210.310</td><td></td></tr><tr><td>E363/0 שקע מגע מוטה</td><td>P1 טכנולוגיות</td><td>8IE3630XXXXE</td><td>פינים למחבר</td></tr><tr><td>iBond דבק תחריט עצמי</td><td>Kulzer</td><td>CE0197</td><td></td></tr><tr><td>MS363 PEDESTAL 2298 6 פינים לבן</td><td>P1 טכנולוגיות</td><td>8K000229801F</td><td>מחבר אוזניות EEG</td></tr><tr><td>Ohmeter</td><td>Simpson</td><td>260</td><td>רגישות גבוהה</td></tr><tr><td>PowerLab 16/35 ו- LabChart Pro</td><td>AD Instruments</td><td>PL3516/P</td><td>תוכנת EEG חלופית</td></tr><tr><td>SomnoSuite</td><td>Kent Scientific Corp.</td>יחידת הרדמה <td>SS-01</td><td>& ניטור RightTemp</td></tr><tr><td>מקדחה סטריאוטקטית וערכת מיקרו-מנוע</td><td>Foredom Electric Co.</td><td>K.1070</td><td></td></tr><tr><td>מסגרת סטריאוטקטית</td><td>David Kopf Instruments</td><td>דגם 940</td><td></td></tr><tr><td>חוט מצופה טפלון לאלקטרודה עומק, OD 0.008'A-M</td> <td>Systems</td><td>791400</td><td></td></tr><tr><td>עכברי VGAT-Cre על רקע קונגני C57BL/6J</td><td>מעבדת ג'קסון</td><td>000664</td><td></td></tr></tbody></table>

הכנה והשתלה של אלקטרודות להצתה חשמלית של עכברי vgat-cre ליצירת מודל לאפילפסיה של האונה הרקתית

Preparation and Implantation of Electrodes for Electrically Kindling VGAT-Cre Mice to Generate a Model for Temporal Lobe Epilepsy

התגלה כי הצתה חשמלית של עכברי VGAT-Cre הובילה להתקפים מוטוריים ואלקטרוגרפיים ספונטניים. מאמר שפורסם לאחרונה התמקד באופן שבו עכברי VGAT-Cre ייחודיים שימשו בפיתוח התקפים חוזרים ספונטניים (SRS) לאחר הדלקה, ומנגנון סביר - החדרת Cre לגן VGAT - שיבש את ביטויו והפחית את הטון GABAergic. המחקר הנוכחי מרחיב את התצפיות הללו לקבוצה גדולה יותר של עכברים, תוך התמקדות בסוגיות מפתח כגון כמה זמן נמשך ה-SRS לאחר ההדלקה והשפעת המין והגיל של החיה. דוח זה מתאר את הפרוטוקולים עבור השלבים העיקריים הבאים: יצירת אוזניות עם אלקטרודות עומק בהיפוקמפוס לגירוי חשמלי ולקריאת האלקטרואנצפלוגרמה; ניתוח כדי להדביק את האוזנייה בבטחה על גולגולת העכבר כך שהוא לא נופל; ופרטים מרכזיים של פרוטוקול הדלקה חשמלית כגון משך הדופק, תדירות הרכבת, משך הרכבת וכמות הזרם המוזרק. פרוטוקול ההדלקה חזק בכך שהוא מוביל באופן אמין לאפילפסיה ברוב עכברי VGAT-Cre, ומספק מודל חדש לבדיקת תרופות אנטי-אפילפטוגניות חדשות.

חיות המודל פותח במקור באמצעות עכברי VGAT-Cre (Slc32a1tm2(cre)Lowl/J)13 על רקע מעורב. עם זאת, הוא יושם גם על זן VGAT-Cre שהוא קונגני עם C57BL/6J. לא נצפה הבדל באפילפסיה המתפתחת בין הזנים. שני הזנים מבטאים Cre recombinase תחת שליטה של מקדם טרנספורטר GABA שלפוחיתית. עכברים אלה נוצרו על ידי דפיקות בקלטת IRES-Cre לאחר קודון העצירה בגן Vgat . עכברים אלה מתרבים כרגיל, ולכן הם נשמרים כהומוזיגוטים. כדי למנוע סחף גנטי של המושבה, רכשו מגדלים והשתמשו רק בעכברים מדור F1 ...

דו"ח זה מתאר את השיטות ליצירת מודל של אפילפסיה של האונה הרקתית המבוסס על הצתה חשמלית של עכברי VGAT-Cre טרנסגניים. עכברי VGAT-Cre עשויים להיות שימושיים בקביעת הגורמים לאפילפסיה ולהקרנת טיפולים חדשניים.

הכנה והשתלה של אלקטרודות להצתה חשמלית של עכברי VGAT-Cre ליצירת מודל לאפילפסיה של האונה הרקתית

It was discovered that electrical kindling of VGAT-Cre mice led to the spontaneous motor and electrographic seizures. A recent paper focused on how unique ...

פרוטוקול זה מייצר מודל חדש לאפילפסיה של האונה הרקתית שבה עכברים פיתחו התקפים ספונטניים, והוא היה שימושי מאוד לחקירת מנגנוני האפילפטוגנזה וגם לבדיקת טיפולים חדשניים. הליך זה בעכברי VGAT-Cre מוביל באופן אמין להתקפים אלקטרוגרפיים ומוטוריים מרוכבים ספונטניים חוזרים ונשנים מבלי לגרום למוות נרחב של תאי ההיפוקמפוס שנראה לעתים קרובות לאחר סטטוס אפילפטיקוס המופעל באמצעות כימו-פרכוסים או גירוי חשמלי מתמשך. כדי להתחיל לייצר אוזניות, חתכו חוט נירוסטה באורך 3.5 ס"מ מצופה פוליטטרה-פלואורואתילן והפשיטו כמילימטר אחד משכבת הבידוד משני קצות החוט.שים שני פינים על מחזיק סגן, כאשר החלק התחתון של הסיכה יש חריץ ארוך יותר פונה כלפי מטה. לאחר מכן, יש למרוח שטף על הקצוות המופשטים של החוט ועל החלק העליון של הפינים. פח את החלק המופשט של החוט ואת החלק העליון של הפינים עם מספיק הלחמה כדי לצפות אותו מבלי לגלוש על הצדדים.הניחו את אחד מקצוות החוט המופשטים לתוך הסיכה עמוק ככל האפשר בזמן שההלחמה נמסה. חזור על התהליך עבור הסיכה השנייה עם הקצה השני שהופשט של החוט. לאחר קירור הפינים והלחמה למשך 10 שניות, הסר את הפינים ממחזיק הפינים ולאחר מכן משוך אל הפינים כדי לוודא שהחיבור בין החוט לפינים חזק ומחזיק מעמד.יש לשטוף את הפינים במים קרים ולאחר מכן לייבש. מאוחר יותר, השתמש באומטר כדי לאמת את המוליכות בין פין אחד לסיכה שתיים. חברו את הפינים בקצה החוט כדי להחזיק אותם במקביל ולהיסגר.מהדקים את המוסטאט למרכז החוט ומסובבים את ההמוסטאט כדי לסובב את החוט סביב עצמו בחוזקה. לאחר הסרת ההמוסטט, הדקו את המלקחיים על החוט המעוות בשני מילימטרים מתחת לפינים כדי לכופף את החוט ב -90 מעלות. דוחפים את החוט 90 מעלות אחורה מעל המלקחיים, ויוצרים עוד כיפוף אחד במילימטר אחד מהראשון.השתמש במספריים קטנים וחדים כדי לחתוך את החוט המעוות ב 45 מעלות ו -3.5 מילימטרים מתחת לכיפוף. הכן שתי אלקטרודות מעוותות דו-קוטביות או כפולות פינים עבור כל אוזנייה. כדי להכין אלקטרודת ייחוס אחת, חתכו חוט עם פין מולחם משני קצותיו לשניים.לאחר מכן, חתכו את החוט בשבעה מילימטרים וכופפו את קצה החוט במילימטר אחד מתחת לקצה. כסו את קצה החוט המכופף במילימטר אחד במלקחיים וסובבו את החוט בחוזקה סביב המלקחיים ליצירת לולאה קטנה בקוטר מילימטר. לאחר מכן, כופפו את הלולאה בניצב לחלק הישר של החוט כדי לגרום לקצה החוט להצביע שוב כלפי חוץ.הרכיבו את כל האלקטרודות למעמד של שישה פינים זה לצד זה עם מרחק של שישה מילימטרים בין שתי האלקטרודות הדו-קוטביות. מקם את אלקטרודת הייחוס בחור החיצוני האמצעי. לפני שתמשיך בניתוח, רשום את משקלם של עכברי VGAT-Cre בני שמונה שבועות.לאחר מכן, הניחו את בעל החיים בתא זירוז כדי לגרום להרדמה. הניחו את העכבר המרדים על כרית חימום בטמפרטורה של 37 מעלות צלזיוס. אם אתם משתמשים במערכת טמפרטורה מבוקרת משוב, הכניסו את בדיקת הטמפרטורה לפי הטבעת של בעל החיים לצורך ניטור טמפרטורה במהלך הניתוח.כדי להתחיל את הניתוח, יש לכוון מחדש את זרם ההרדמה האינהלנטי לקונוס האף ולהרכיב את בעל החיים במסגרת הסטריאוטקסית על ידי הכנסת השיניים העליונות הקדמיות בעדינות למוט החותכות והעברת החרוט אל אפו. לאחר מכן, הניחו את מוטות האוזניים לתוך האוזניים והצמידו למסגרת הסטריאוטקסית. ודאו שראשו של בעל החיים מפולס וממורכז ולא ניתן להזיז אותו כאשר בוחנים אותו מעט.לאחר התקנת החיה, הזריקו 0.5 מיליליטר של נורמוסול על העכברים לצורך הידרציה ומרחו חומר סיכה עיני למניעת התייבשות הקרנית. עקוב אחר עומק ההרדמה על ידי צביטת כף גפה אחורית. אם רפלקס הנסיגה נעדר בחיה, המשך להסיר את שיער הקרקפת של העכבר סביב אזור הניתוח.כאשר נעשה, לחטא את אזור העור נקי שלוש פעמים עם יישום לסירוגין של אתנול ויוד, גימור עם יוד, ולהזריק 0.05 מיליליטר של 0.25% bupivacaine תת עורית. בצע חתך על הגולגולת באמצעות אזמל ולאחר מכן לחתוך חלק של העור עם מספריים כירורגיים, לחשוף את הגולגולת. דחפו את העור הצידה לפני ניקוי הגולגולת מכל הרקמות שמתחתיה בעזרת צמר גפן.נקו את הגולגולת במי חמצן באמצעות צמר גפן סטרילי והפכו את תפרי הגולגולת, הברגמה והלמבדה לגלויים. בעזרת המקדחה המותקנת באופן סטריאוטקסי, העבר את קצה המקדחה לברגמה בקואורדינטות אפס X, Y ו- Z. לאחר מכן, הרימו והזיזו את המקדחה ללמדא כדי לקבוע את הקואורדינטות שלה כדי לקבוע אם הראש ישר.לאחר ייבוש יסודי של הגולגולת, יש למרוח טיפה אחת של דבק דנטלי לחריטה עצמית עם המוליך. המתן 60 שניות לפני ריפוי דבק השיניים עם אור UV דנטלי למשך 40 שניות. משטח מבריק מצביע על כך שהדבק הוצלב ביעילות עם הגולגולת.בעזרת מקדח 0.031 אינץ ', בזהירות לקדוח שני חורי בור דו צדדי לתוך הגולגולת ב 5, 000 סיבובים לדקה, או סל"ד, הימנעות קידוח לתוך המוח. יש למרוח טיפת מלח כדי לשפר את קידוח חורי הבור. להשתלת אלקטרודות בעומק ההיפוקמפוס, יש לקדוח בשלושה מילימטרים אחוריים ושלושה מילימטרים רוחביים מברגמה.קדח חור בור אחד עבור אלקטרודת הייחוס מעל המוח הקטן מאחורי הלמדא בשישה מילימטרים אחוריים ואפס מילימטרים רוחביים מברגמה. לאחר מכן, הרכיבו את הכן בן ששת הפינים עם אלקטרודות שהורכבו לתוך מחזיק האלקטרודות במסגרת הסטריאוטקסית. על ידי יישור האלקטרודות מעל חורי הבור המתאימים, הורידו לאט ונווטו את האוזנייה כדי לאתר את שני קצות האלקטרודות הדו-קוטביות ממש מעל חורי בור ההיפוקמפוס השמאלי והימני, ואם יש צורך, התאימו את אלקטרודת הייחוס כך שתרחף מעל החור מעל המוח הקטן.כאשר אלקטרודות פיתול ההיפוקמפוס נמצאות ממש מעל החורים, אפסו את ציר Z והורידו לאט לאט את האלקטרודה למינוס שלושה מילימטרים לתוך ההיפוקמפוס הימני והשמאלי וכיוונו את אלקטרודת הייחוס לתוך החור שמעל המוח הקטן. הכינו את המלט הדנטלי על ידי ערבוב האבקה והנוזל בקערת ערבוב. לאחר מכן, כסו את משטח הגולגולת, את האלקטרודות ואת החלל שבין משטח הגולגולת לתחתית הכן במלט דנטלי.לאחר שהמלט מתייבש ומתקשה, נתקו את מחזיק האלקטרודה מהזרוע הסטריאוטקסית, הרימו זרוע והוציאו את המחזיק מהכן. לאחר מתן העכבר תת עורית עם ketoprofen ו Normosol, להסיר את החיה מן המסגרת סטריאוטקסית להעביר את החיה על כרית מחוממת בכלוב vivarium. לאחר התעוררות מלאה, להחזיר את בעל החיים היחיד לכלוב vivarium, להאכיל את החיה עם מזון רך, ולפקח על הירידה במשקל מדי יום עד 72 שעות לאחר הניתוח.בעלילת הכינור הייצוגית מוצג מספר הגירויים הנדרשים על ידי עכברים לקריטריון מצב ההדלקה. העכברים הגיעו בדרך כלל למצב של הדלקה או חוו חמישה התקפים מוטוריים טוניים-קלוניים דו-צדדיים לאחר 15 גירויים. ההשהיה להתקפים חוזרים ספונטניים, או SRS, נמצאה 10.7, והתדירות הממוצעת של ההתקפים הייתה 1.3 התקפים ליום.התפלגות SRS אמינה הראתה כי העכברים היו אפילפטיים במשך כ -23 ימים. בתמונות המייצגות ניתן לראות את מספר תאי העצב החיוביים האנטי-NeuN או מקרי מוות עצביים בתת-שדות שונים של ההיפוקמפוס וקליפת המוח האנטורינלית. חשוב ששתי האלקטרודות הדו-קוטביות ייכנסו בצורה חלקה לשני חורי הבור, כך שהן צריכות להיות ממש מעל חורי הבור.כמו כן, חשוב ליישם בזהירות את המלט הדנטלי ולתת לו להתקשות לחלוטין לפני הסרת מחזיק האלקטרודה. טכניקה זו מאפשרת לנו ליצור עכברים אפילפטיים ולנטר אותם ברציפות באמצעות הקלטת EEG וגם הקלטת וידאו, בו זמנית. ובעזרת הניסויים שאנו עושים, אנו יכולים לבחון אסטרטגיות טיפול חדשניות כגון ריפוי גנטי כדי להפחית את התדירות, משך הזמן והחומרה של ההתקפים.

preparation-implantation-electrodes-for-electrically-kindling-vgat

Research

JoVE Journal

Neuroscience

מדעי המוח

קליפת המוח מבודד חלקית ("לערער") הוא מודל של בעל חיים יעיל epileptogenesis פוסט. כאן אנו מדגימים כיצד להפוך מכשיר כירורגי חדשני להשתמש בו כדי לבצע נגעים מדויקת יותר ועקבית כדי ליצור את המודל הזה.

הכנת דגם לערער של Epileptogenesis פוסט במכרסמים

הליך מתואר למניפולציה של פעילות תאי עצב בקליפת מוח פירמידליים מוחיים optogenetically תוך אלקטרו, electromyogram, וריכוז חומצת חלב מוחות המנוטרים. הקלטות ניסיוניות מבוצעות על עכברי כבלים-כבולים בזמן שהם עוברים מחזורי שינה / בעקבות ספונטניים. Optogenetic ציוד מורכב במעבדה שלנו; ציוד הקלטה זמין מסחרי.

Electroencephalography סימולטני, מדידה בזמן אמת של הריכוז לקטט ומניפולצית Optogenetic של פעילות עצבית בקליפת המוח המכרסמת

סרטון זה מדגים טכניקה להשתלת מכלול אלקטרודות במוח עכבר. ההרכבה מכילה אלקטרודות דו-קוטביות לרישום פעילות מההיפוקמפוס ואלקטרודת ייחוס לקבלת פעילות בסיסית מהמוח הקטן. עכבר מורדם מונח על מסגרת סטריאוטקסית, ומכלול האלקטרודות מושתל באזור מוח המטרה. לאחר מכן מאפשרים לבעל החיים להתאושש לפני ביצוע הקלטה אלקטרופיזיולוגית.

השתלת מכלול אלקטרודות במוח עכבר לצורך רישום אלקטרופיזיולוגי

מחקרים הראו שגירוי זרם ישר טרנס-גולגולתי קתודלי יכול לייצר השפעות מדכאות על התקפים עמידים לתרופות. במחקר זה, תוכנן מערך ניסוי במבחנה שבו הוערכו גירוי הזרם הישר ורישום מערך מרובה אלקטרודות של פעילות דמוית התקף בהכנת פרוסות מוח של עכברים. פרמטרי הגירוי בזרם ישר הוערכו.

גירוי ישיר שוטף הקלטת מערך רבה-אלקטרודה של פעילות כמו-תפיסת עכברי הכנת פרוסת המוח

מאמר זה מדגים את הביצועים של דיקור סיני, מודלים של אפילפסיה וניתוח שינה במכרסמים. מתוארים הליך הדיקור וזיהוי נקודות הדיקור. פילוקרפין או פנטילנטרזול (PTZ) משמשים לגרימת אפילפסיה. אלקטרוקורטיקוגרמה (ECoG), אלקטרומיוגרמה (EMG), טמפרטורת המוח ורישומי פעילות תנועתית משמשים לניתוח שינה.

מניפולציה של Epileptiform Electrocorticograms (ECoGs) ולישון חולדות ועכברים ידי דיקור

פרוטוקול מפורט זה מתאר טראנס גירוי אלקטרודה השמה על העצם הטמפורלית במטרה לחקור קצר - ארוכת ההשפעות של גירוי חשמלי טראנס ב בחופשיות העברת חולדות.

גירוי חשמלי טראנס כרונית והקלטה Intracortical בחולדות

כתב יד זה מתאר שיטה של גרימת סטטוס אפילפטיקוס בזריקה פילוקרפין מערכתית ואת הפיקוח התקפים חוזרים ונשנים ספונטנית בבעלי חיים באמצעות וידאו אלחוטית טלמטריה העוויתיים המערכת. פרוטוקול זה יכול להיות מנוצל ללמוד את המנגנונים pathophysiologic של אפילפסיה כרונית, epileptogenesis התקפים חריפה.

המודל פילוקרפין של אפילפסיה של אונה רקתית EEG ניטור באמצעות מערכת Radiotelemetry בעכברים

אנו מדגימים כיצד לבצע הקלטה וחשמליים מודולציה של פעילות אפילפטית 4-aminopyridine-induced פרוסות המוח מכרסמים באמצעות מערכי microelectrode. חדר הקלטה מותאמת אישית שומר על רקמות הכדאיות ברחבי מישיבות ניסיוני. חיים מיפוי אלקטרודה, מבחר זוגות מגרה מבוצעות על ידי ממשק משתמש גרפי מותאם אישית.

הקלטה של אפנון של הפעילות פרוסות המוח מכרסמים מצמידים מערכים Microelectrode

מודלים התקף אקוטי חשובים ללמוד המנגנונים אפילפטית אירועים. יתר על כן, היכולת להפיק אפילפטית אירועים לפי-דרישה מספק שיטה יעילה במיוחד ללמוד רצף האירועים שבבסיס בהכנסתם המדויק. כאן, אנו מתארים את הדגמים פרכוס קורטיקלית פמפרידין חריפה נוסדה בשנת רקמה אנושית של עכבר.

חניכה הדור, על פי דרישה חריפה פעילות התקפי. מכרסם, רקמה אנושית

האתגר של מחקר אפילפסיה הוא לפתח טיפולים חדשניים עבור חולים שבהם הטיפול הקלאסי אינו מספיק. באמצעות פרוטוקול חדש-בעזרתו של מערכת העברת תרופות להשתלות-אנו מסוגלים לשלוט בהתקפים בעכברים מוחוקים על-ידי המסירה האלקטרופיניטית של נגבה לתוך המוקד האפילפטי.

משלוח אלקטרופסטי לγ-חומצה עמינח בוטירית (נגבה) לפוקוס אפילפטי מונע התקפים בעכברים

האמיגדלה ממלאת תפקיד מפתח באפילפסיה של האונה הרקתית, שמקורה במבנה זה ומתפשטת ממנו. מאמר זה מספק תיאור מפורט של ייצור אלקטרודות מוח עמוקות עם פונקציות הקלטה וגירוי כאחד. הוא מציג מודל של אפילפסיה של האונה הרקתית האמצעית שמקורה באמיגדלה.

שימוש באלקטרודה דו-קוטבית ליצירת מודל עכבר אפילפסיה של האונה הרקתית על ידי הצתה חשמלית של האמיגדלה

למד כיצד ליצור מודל אפילפסיה של האונה הרקתית בעכברי VGAT-Cre באמצעות השתלת אלקטרודות והצתה חשמלית. שיטה זו מאפשרת חקר מנגנוני התפתחות האפילפסיה והערכת טיפולים חדשניים תוך שמירה על שלמות ההיפוקמפוס.

הכנה והשתלה של אלקטרודות להצתה חשמלית של עכברי VGAT-Cre ליצירת מודל לאפילפסיה של האונה הרקתית

גלה סרטונים נוספים