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Articolo metodologico

Registrazione dell'attività neurale in topi che si muovono liberamente utilizzando la fotometria a fibre

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⸱

8 luglio 2025

In questo articolo

Abstract

Fonte: Martianova, E., et al. Fotometria multi-fibra per registrare l'attività neurale negli animali che si muovono liberamente. J. Vis. Exp. (2019).

Questo video mostra un metodo per registrare l'attività neurale in un topo che si muove liberamente utilizzando la fotometria in fibra. In questo metodo, i neuroni in una specifica regione del cervello esprimono un indicatore di calcio geneticamente codificato. Uno stimolo viene applicato a questa regione del cervello e il cambiamento dipendente dallo stimolo nella fluorescenza viene misurato per identificare l'attività neurale.

Protocollo

Tutte le procedure che coinvolgono modelli animali sono state esaminate dal comitato istituzionale locale per la cura degli animali e dal comitato di revisione veterinaria JoVE.

1. Allineamento del percorso ottico tra la telecamera CMOS (complementary metal oxide semiconductor) e il cavo patch singolo o ramificato

  1. Allentare tutte le viti del traslatore a 5 assi (Figura 1B).
  2. Avvitare il cavo patch (Figura 1B) all'adattatore [SMA (subminiatura A) o FC (connettore in fibra ottica)] fissato al traslatore a 5 assi.
  3. Accendere la luce di eccitazione da 470 nm (Figura 1B) a bassa potenza (100 μW) e posizionare la punta del cavo patch rivolta verso un vetrino di plastica autofluorescente. Questo non ha alcuna influenza sulle registrazioni future, ma serve esclusivamente a visualizzare il processo di allineamento.
  4. Registrare dalla telecamera CMOS (Figura 1B) in modalità live. Aumentare il guadagno o regolare la tabella di ricerca (LUT) fino a quando l'immagine non è completamente nera. Il punto è essere in grado di vedere un'immagine nel punto focale dell'obiettivo (Figura 1B).
  5. Far avanzare il traslatore a 5 assi verso l'obiettivo, assicurandosi che la luce a 470 nm sia centrata sulla fibra all'estremità SMA o FC del cavo patch fino a quando un'immagine non può essere risolta sulla fotocamera.
  6. Regolare gli assi X e Y fino a quando l'immagine non è centrata e ben risolta.
  7. Visualizza la luce emessa dall'estremità della ghiera del cavo patch. Dovrebbe apparire come un cerchio isotropo. Se si utilizza un cavo patch ramificato, la quantità di luce emessa alle estremità della ghiera di ciascun cavo patch dovrebbe essere simile. Se il cerchio non è isotropo o la luce emessa non è uguale, regolare il traslatore a 5 assi sull'asse X-Y.

2. Impostazione delle ROI intorno alle fibre per la misurazione dell'intensità media della fluorescenza

  1. Accendi tutte le luci di eccitazione per visualizzare meglio le fibre. Regola il guadagno della fotocamera in modo che non siano saturi di pixel e sia presente un'immagine chiara delle fibre.
  2. Registra dal vivo o scatta un'immagine preliminare.
  3. Disegna le ROI attorno alle fibre e conservale per misurare i valori medi di intensità durante le registrazioni (Figura 1A).
  4. Per registrazioni in fibra multipla, verificare l'indipendenza dei segnali.
    1. Registrazione dal vivo da tutte le fibre.
    2. Punta una fibra verso una fonte di luce e picchietta con un dito. Grandi fluttuazioni dovrebbero verificarsi solo in quel canale (perdita accettabile 1:1000).
    3. Se i segnali non sono indipendenti, ridisegna i ROI più conservativi e ripeti il test di indipendenza.
  5. Etichettare e tenere traccia di quale ROI corrisponde a quale fibra, nastro colorato o smalto per unghie può essere applicato all'estremità delle fibre. Scatta una foto prima dell'inizio di qualsiasi esperimento come promemoria secondario.

3. Configurazione dell'arena di registrazione

  1. Appendere il cavo patch sopra l'arena utilizzando supporti, morsetti o supporti.
  2. Assicurati che l'animale possa muoversi liberamente in tutta l'arena, non inibito dalla lunghezza della fibra.
  3. Se si utilizza una scatola operativa o un campo aperto, assicurarsi che il cavo patch possa raggiungere l'animale con una flessione minima. Se ciò richiede un colpo di naso, assicurarsi che ci sia abbastanza spazio sopra la testa per evitare la flessione della fibra. Evitare di piegare o attorcigliare eccessivamente il cavo patch.

4. Registrazioni in vivo

  1. Ispezionare visivamente l'estremità distale delle fibre del cavo patch a occhio e con un microscopio a minifibra. Se la superficie delle fibre è graffiata, rilucidare le fibre utilizzando una pellicola lucidante/lappatrice con grana fine (1 μm e 0,3 μm).
  2. Pulire le estremità distali del cavo patch con etanolo al 70% e un applicatore con punta di cotone.
  3. Pulire le cannule in fibra ottica utilizzando etanolo al 70% e un applicatore con punta di cotone.
  4. Collegare l'estremità della ghiera del cavo patch alla fibra impiantata utilizzando un manicotto diviso in ceramica coperto da un tubo termoretraibile nero. Assicurarsi che il manicotto sia ben stretto durante il collegamento. In caso contrario, utilizzare una nuova sleeve.
    nota: Se c'è dello spazio tra la boccola del cavo patch e l'impianto, ci sarà una grande perdita di segnale e le registrazioni non funzioneranno.
  5. Lasciare che l'animale si riprenda per alcuni minuti prima dell'inizio dei test comportamentali.
  6. Avviare la registrazione del segnale ottico ed eseguire l'esperimento.
  7. Durante la registrazione, tenere d'occhio la traccia in tempo reale per garantire registrazioni di qualità. Si prevede che il segnale diminuisca rapidamente in funzione del tempo nei primi 2 minuti di registrazione. Questo effetto è causato dal decadimento del LED mediato dal calore, per cui l'aumento del calore aumenta la resistenza dell'elemento ottico.
  8. Se si verifica un salto nel segnale che supera la cinetica di accensione/spegnimento di GCaMP, ciò spesso indica che il manicotto non è abbastanza stretto e lo spazio tra il cavo patch e l'impianto sta cambiando. In questo caso, interrompere l'esperimento e ricollegare l'animale utilizzando un nuovo manicotto.

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Risultati

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Figura 1: Schema della fotometria delle fibre. (A) La luce di eccitazione proveniente da due LED (410 nm e 470 nm) passa attraverso una serie di filtri e specchi dicroici e produce un punto di eccitazione alla distanza di lavoro dell'obiettivo 20x. La luce passa attraverso un singolo cavo patch o fibre raggruppate (per registrazioni in più siti) collegate alle cannule impiantate. La fluorescenza emes...

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Dichiarazioni

Nessun conflitto di interessi dichiarato.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Vite a testa cilindrica in acciaio inox da 1/4"-20, lunga 1"ThorlabsSH25S100
Vite a testa cilindrica in acciaio inox da 1/4"-20, lunga 1/2"ThorlabsSH25S050
Vite a testa cilindrica in acciaio inox da 1/4"-20, lunga 3/8"ThorlabsSH25S038
1000 μm, 0,50 NA, SMA-SMA
Cavo patch in fibra
ThorlabsCodice: M59L01
Perno ottico da 12,7 mmThorlabsTR30/M
Portapalo con piedistallo da 12,7 mmThorlabsPH20EM
Alimentatore da 15 V, 2,4 A con
Connettore jack da 3,5 mm per T-Cube
ThorlabsPannello KPS101
Obiettivo 20xThorlabsSensore RMS20X
Cubo a gabbia da 30 mm con supporto per filtro dicroicoThorlabsCM1-DCH/M
LED da 405 nmLenti doricheCLED_405
Filtro passa-banda da 410 nmThorlabsFB410-10
465 nm. LEDLenti doricheCLED_465
Filtro passa-banda da 470 nmThorlabsFB470-10
Filtro passa-banda da 560 nmSemrockFF01-560/14-25
LED da 560 nmLenti doricheCLED_560
Montaggio cinematico a 5 assiThorlabsK5X1
Doppietto acromaticoThorlabsAC254-035-A-ML
Adattatore per collimatore 405ThorlabsAD11F
Adattatore per collimatore regolabileThorlabsAD127-F
Breadboard in alluminioThorlabsMB1824
Forcella di serraggioThorlabsPannello CF125
Connettore a cuboThorlabsCM1-CC
Doppio 493/574 dicroicoSemrockFF493/574-DI01-25x36
Filtro di emissione per GCaMP6SemrockFF01-535/22-25
Custodia con pannelli in pannello rigido neroThorlabsXE25C9
Tappo terminale filettato SM1 esternamente per la lavorazioneThorlabsSM1CP2M
Portafiltro per tubo dell'obiettivo SM1 a cambio rapidoThorlabsSM1QP
Collimatore fisso per luce a 405 nmThorlabsF671SMA-405
Collimatore fisso per luce da 470 e 560 nmThorlabsF240SMA-532
Filtro per le emissioni ecologicheSemrockFF01-520/35-25Divisore di fascio di luce
Telecamera CMOS USB 3.0 ad alta risoluzioneThorlabsDCC3260M
Divisore di fascio di luceNeurofotometriadiviso
Specchio dicroico passa-lungo, cutoff 425 nmThorlabsDMLP425R
Specchio dicroico passa-lungo, cutoff 495 nmSemrockFF495-DI03
Cemento dentale MetabondC&B
Cavo M8 - M8Lenti doricheCable_M8-M8
Cannule per fibre otticheLenti doricheNecessità di specificare che questi saranno utilizzati per esperimenti di fotometria che richiedono una bassa autofluorescenza
Cavi patch in fibra otticaLenti doricheNecessità di specificare che questi saranno utilizzati per esperimenti di fotometria che richiedono una bassa autofluorescenza
Filtro di emissione rossoSemrockFF01-600/37-25Divisore di fascio di luce
T7 LabJackLabJack
Driver LED T-cubeThorlabsLEDD1B
Cavo I/O USB 3.0, Hirose 25, per DCC3240ThorlabsCAB-DCU-T3

Tag

Registrazione dell'attività neuraleindicatore del calcio geneticamente codificatoarea ipotalamica lateralehabenula lateralestimolo da getto d'ariamisurazione della fluorescenzacannula con fibra otticaimaging del calcio