Articolo metodologico

Installazione di finestre ottiche nel cervello di topi transgenici per l'imaging delle attività neurali

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8 luglio 2025

In questo articolo

Abstract

Fonte: Lin, X., et al. Imaging dell'attività neurale nella corteccia somatosensoriale primaria utilizzando topi transgenici Thy1-GCaMP6s. J. Vis. Exp. (2019).

Questo video dimostra la registrazione dell'attività neurale del cervello attraverso una finestra ottica nei topi transgenici. I topi esprimono una proteina fluorescente che consente il rilevamento delle attività neurali. Una piccola parte del cranio viene accuratamente rimossa per installare una finestra ottica e il cranio viene quindi coperto con cemento nero per bloccare la luce prima dell'imaging.

Protocollo

Tutte le procedure che coinvolgono modelli animali sono state esaminate dal comitato istituzionale locale per la cura degli animali e dal comitato di revisione veterinaria JoVE.

1. Preparare l'animale per l'imaging

  1. Posizionare garze sterili, tamponi di cotone e strumenti chirurgici autoclavati nell'area chirurgica. Accendi un Micro Beader Sterilizer per la sterilizzazione interchirurgica degli strumenti chirurgici.
  2. Anestetizzare il topo (maschio o femmina, 1,5-2,5 mesi, 20-25 g) mediante iniezione intraperitoneale (i.p.) di una miscela di ketamina (17,2 mg/mL), xilazina (0,475 mg/mL) e acepromazina (0,238 mg/mL) (6 μL/g di peso corporeo). Attendere fino a quando non viene raggiunta la corretta profondità di anestesia quando l'animale smette di rispondere a uno stimolo di pizzicamento delle dita dei piedi e non ha riflesso corneale. Durante l'intervento chirurgico, somministrare una dose di richiamo pari a 1/3 della dose originale del cocktail anestetico secondo necessità per mantenere lo stato anestetico originale.
  3. Iniettare buprenorfina per via sottocutanea (s.c.; 0,05-0,10 mg/kg) come agente analgesico prima dell'intervento chirurgico. Applicare un unguento protettivo sugli occhi dell'animale per prevenire l'essiccazione corneale e la formazione di cataratta.
  4. Posiziona un mouse transgenico GCaMP6s su un termoforo per prevenire l'ipotermia e coprilo con un telo chirurgico sterile. Stabilizza la testa dell'animale con un adattatore per la testa per topi.
  5. Radere la testa sulla maggior parte del cuoio capelluto con una lama di rasoio a doppio taglio. Pulire l'area chirurgica con un tampone sterile per la preparazione di alcol, seguito da una soluzione di iodio povidone.

2. Preparazione cronica della finestra cranica

  1. Fai un taglio rettangolare del cuoio capelluto (2 mm x 3 mm) con un paio di forbici su un lato (a destra) del cranio. Spingere da parte la pelle con un batuffolo di cotone per creare un'area di esposizione di >3 mm di diametro (Figura 1A). Rimuovere il tessuto connettivo attaccato al cranio raschiando delicatamente il cranio con una lama microchirurgica smussata (Scalpel Blade #10; Figura 1C).
  2. Segna l'area S1 disegnando delicatamente un cerchio (3 mm di diametro, coordinazione centrale: -1,5 mm dalla bregma e 2,5 mm dalla linea mediana) sul cranio usando un trapano dentale (Figura 2B).
  3. Eseguire la stessa procedura sul cranio sinistro (Figura 2B).
  4. Applicare uno strato sottile di cianoacrilato Super Glue sull'osso per fornire una base per l'applicazione del cemento dentale.
  5. Sotto un microscopio da dissezione, assottigliare un solco circolare nel cranio attorno all'area S1 utilizzando un microtrapano ad alta velocità (Figura 1D). Lo scopo è quello di creare un bordo liscio per il posizionamento di una finestra ottica su di esso.
  6. Applicare ripetutamente liquido cerebrospinale artificiale (ACSF, temperatura ambiente) al cranio periodicamente durante il processo di assottigliamento per facilitare la perforazione e dissipare il calore. Eseguire la foratura in modo intermittente per evitare il surriscaldamento indotto dall'attrito. Aspirare i detriti ossei con una linea di aspirazione domestica o una pompa a vuoto.
  7. Dopo aver perforato circa 2/3 della profondità dell'osso, assottigliare lentamente e con attenzione il restante 1/3 dell'osso fino a quando un pezzo circolare del cranio (lembo osseo) è completamente libero dal cranio circostante.
  8. Rimuovere lentamente e con attenzione il lembo osseo circolare con un paio di pinze # 5/45 ed esporre la dura madre (Figura 2C; Figura 1E).
  9. Mantenere umida la regione cerebrale esposta con ACSF (Figura 1E). Evita qualsiasi danno ai vasi piali poiché l'emorragia altera il flusso sanguigno cerebrale, accelera il gonfiore cerebrale e degrada gravemente la qualità dell'imaging.
  10. Eseguire la stessa procedura sul lato sinistro (controlaterale) del cranio.
  11. Per assemblare la finestra ottica, utilizzare un adesivo ottico per incollare e polimerizzare uno alla volta tra gli strati di vetro di copertura. Se necessario, riscaldare la finestra ottica (50 °C per 12 ore) in un'incubatrice per migliorare l'incollaggio. La finestra ottica è composta da 2 porzioni: la parte superiore contiene un singolo vetro di copertura rotondo con un diametro di 5 mm e la parte inferiore contiene 1-3 vetri di copertura rotondi con un diametro di 3 mm (Figura 2D).
  12. Conservare la finestra ottica in etanolo (70%, vol/vol) e sciacquarla con soluzione fisiologica sterile prima dell'uso. Prima dell'installazione della finestra ottica, controllare che la finestra ottica non presenti imperfezioni, tra cui una quantità errata di adesivo ottico o un allineamento impreciso sotto uno stereoscopio.
  13. Installare la finestra ottica sulla regione della craniotomia (Figura 2D). La parte superiore della finestra ottica poggia sul cranio e la parte inferiore della finestra ottica si inserisce all'interno dell'apertura craniotomizzata e poggia sulla dura madre in presenza di liquido cerebrospinale (Figura 2D, E).
  14. Sigillare la parte superiore del bordo della finestra ottica al cranio con la super colla cianoacrilica (Figura 2F; Figura 1F).
  15. Quando la Super Colla Cianoacrilica si è asciugata, applicare del cemento dentale nero (Dentsply) per coprire il bordo del vetro. Applicare il cemento dentale su tutto il cranio esposto e sui margini della ferita per bloccare la luce (Figura 2G-H; Figura 1B).
  16. Eseguire la stessa procedura sul lato sinistro.
  17. Lasciare che l'animale si riprenda sul termoforo e riportare l'animale nella gabbia di casa per il recupero sotto un adeguato monitoraggio. Fornire cibo umido per facilitare la masticazione e l'idratazione. Per ridurre il dolore, somministrare buprenorfina s.c. (0,05-2,0 mg/kg) ogni 8-12 ore dopo l'infortunio per 2 giorni. Lasciare che il mouse si riprenda per altri 7-10 giorni prima dell'imaging.

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Risultati

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Figura 1. Creazione di finestre bilaterali sul cranio. (A) Un'immagine fotografica mostra 2 finestre ottiche craniche su ciascun lato del cranio sovrastanti l'area S1. (B) Alto ingrandimento della regione riquadrata dell'immagine (A) che mostra finestre ottiche bilaterali che espongono la dura madre sottostante e i vasi sanguigni. Barra della scala = 680 μm. (C) Il cranio esposto. (D) Creazione di un...

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Dichiarazioni

Nessun conflitto di interessi dichiarato.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
C57BL/6J-Tg(Thy1-GCaMP6s)GP4.3Dkim/JJacksonCodice 24275Può essere qualsiasi ceppo prodotto dall'indicatore neuronale geneticamente codificato e dall'effettore che esprime l'indicatore di calcio fluorescente verde, GCaMP, in sottogruppi di neuroni eccitatori nella corteccia.
B6. Cg-Tg(Thy1-EGFP)OJrs/GfngJ.JacksonCodice: 7919Può essere qualsiasi ceppo che esprime EGFP in sottogruppi di neuroni all'interno di specifiche popolazioni nella corteccia, fornendo una colorazione luminosa e vitale simile a quella del Golgi.
Dumont n. 5 pinze, standard, DumoxelStrumenti per la scienzaCodice 11251-30Può essere qualsiasi marca di scelta.
Pinze Dumont n. 5SFStrumenti per la scienzaCodice 11252-00Può essere qualsiasi marca di scelta.
Micro sterilizzatore di perlineArticoli da laboratorio meridionaliB1201Può essere qualsiasi marca di scelta.
Adattatore per supporto testa SG-4N di HarishigeRicerca TritechSG-4NPuò essere qualsiasi marca di scelta.
Kit completo Ideal Micro-DrillApparato di Harvard72-6065Può essere qualsiasi marca di scelta.
Frese per micro trapanoStrumenti per la scienzaAnno 19007-05Può essere qualsiasi marca di scelta.
Vetro di copertura rotondo, 3 mmHarvard BioscienzeW4 64-0720Può essere qualsiasi marca di scelta.
Vetro di copertura rotondo, 5 mmHarvard BioscienzeW4 64-0700Può essere qualsiasi marca di scelta.
Adesivo ottico NorlandProdotti NorlandCodice: 7106Può essere qualsiasi marca di scelta.
Super colla liquida LoctiteWB MasonLOC1647358Può essere qualsiasi marca di scelta.
Kit cemento antiscivolo, polvere e solventeDentsplyCodice 675570Può essere qualsiasi marca di scelta. Mescola 5 parti di polvere di cemento dentale bianco (Grip Cement) con una parte di vernice in polvere di tempera nera (per proteggere dalla luce; alcuni utenti preferiscono un rapporto 10:1).
Schiuma gelMoore MedicalCodice: 2928Può essere qualsiasi marca di scelta.
Forbici per micro dissezioneRobozRS-5841Può essere qualsiasi marca di scelta.
Liquido cerebrospinale artificiale (PSA)--L'ACSF contiene 125 mM di NaCl, 4,5 mM di KCl, 26 mM di NaHCO3, 1,25 mM di NaH2PO4, 2 mM di CaCl2, 1 mM di MgCl2 e 20 mM di glucosio. Bollare l'ACSF con ossigeno (95% di ossigeno, 5% di anidride carbonica) e regolare il pH a 7,4. Preparare una soluzione ACSF fresca prima di ogni esperimento.

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