Articolo metodologico

Registrazione dei potenziali evocati visivi tramite gli elettrodi del cranio in un modello di ratto

8 luglio 2025

In questo articolo

Abstract

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Fonte: Tu, Y., et al. Registrazione del potenziale evocato visivo in un modello di ratto di demielinizzazione sperimentale del nervo ottico. J. Vis. Exp. (2015).

Questo video dimostra il processo di misurazione dei potenziali evocati visivi o VEP in un ratto anestetizzato adattato al buio con elettrodi cranici pre-impiantati, che registrano i segnali elettrici dalla corteccia visiva del cervello in risposta agli stimoli luminosi.

Protocollo

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Tutte le procedure che coinvolgono modelli animali sono state esaminate dal comitato istituzionale locale per la cura degli animali e dal comitato di revisione veterinaria JoVE.

1. Impianto di elettrodi VEP

  1. Anestetizzare l'animale con un'iniezione intraperitoneale di ketamina (75 mg/kg) e medetomidina (0,5 mg/kg).
    nota: Dopo l'induzione dell'anestesia, osservare i riflessi di sospensione (pinch test, riflesso corneale e palpebrale, ecc.) e la loro assenza come indicazione per iniziare l'intervento chirurgico. Monitorare continuamente gli animali durante l'intervento chirurgico e somministrare ulteriori farmaci anestetici (10% della dose iniziale di ketamina per rabbocco) se i riflessi sono presenti. Negli esperimenti vengono utilizzati ratti adulti (>12 settimane).
  2. Radere la pelle dell'area chirurgica. Posizionare l'animale su un tappetino riscaldante (37 °C) per mantenere la temperatura corporea durante l'intervento. Preparare la pelle attraverso l'applicazione topica di iodio povidone. Applicare il drappeggio chirurgico. Applicare un unguento oftalmico topico per prevenire la secchezza corneale in anestesia generale. Mantenere l'asepsi utilizzando strumenti sterili.
  3. Praticare un'incisione longitudinale della pelle sulla linea mediana della pelle della testa. Pulisci il tessuto connettivo per ottenere una buona esposizione del cranio.
  4. Praticare manualmente piccoli fori di bava con un micro trapano a mano a 7 mm dietro la bregma e 3 mm lateralmente alla linea mediana.
  5. Impiantare elettrodi a vite attraverso il cranio nella corteccia (area 17), penetrando nella corteccia fino a una profondità di circa 0,5 mm. Impiantare un elettrodo a vite di riferimento sulla linea mediana 3 mm rostrale al bregma. Applicare del cemento dentale per racchiudere e fissare le viti (non sempre necessario).
  6. Suturare la pelle della testa, somministrare un unguento antibiotico sulla pelle e consentire all'animale di riprendersi dall'anestesia su un cuscinetto riscaldante.
    Nota: in alternativa, gli elettrodi possono essere lasciati esposti in modo che la pelle non debba essere riaperta ad ogni registrazione. Immediatamente dopo la cessazione dell'intervento chirurgico ma prima del recupero dell'anestesia, somministrare un farmaco antinfiammatorio non steroideo (FANS) (se non somministrato prima dell'intervento) o un analgesico oppioide. Monitorare costantemente gli animali fino a quando non si riprendono completamente dall'anestesia e sono deambulanti.
  7. Attendere almeno 1 settimana affinché gli animali si riprendano dall'intervento chirurgico prima della registrazione del VEP.

2. Registrazione VEP

  1. Anestetizzare l'animale e preparare la pelle come 1.1 e 1.2.
    Nota: una dose più bassa di anestetici può essere utilizzata per la registrazione elettrofisiologica (ketamina 40 mg/kg e medetomidina 0,25 mg/kg).
  2. Metti il topo in una stanza buia e lascialo adattare all'oscurità per 5 - 30 minuti. In alcuni casi, i ratti possono essere adattati al buio O/N per le registrazioni vetopiche scotopiche o adattate alla luce per le registrazioni vep fotopiche.
  3. Mantenere la temperatura corporea a 37 ± 0,5 °C con il sistema di copertura omeoretermica con una sonda termometrica rettale.
  4. Dilatare le pupille con un collirio tropicale all'1,0%. Aprire la pelle sopra il cranio per accedere agli elettrodi a vite preposizionati in situ.
  5. Collegare la vite sulla corteccia visiva controlaterale dell'occhio stimolato e la vite di riferimento all'amplificatore. Inserire un elettrodo ad ago nella coda come il terreno. Misurare e mantenere l'impedenza dell'elettrodo al di sotto di 5 kΩ.
  6. Posiziona un mini-stimolatore Ganzfeld direttamente sulla pelle intorno alle palpebre per fornire un isolamento oculare superiore. L'illuminazione dello stimolatore deve essere preventivamente calibrata da un fotometro.
  7. Fornisce la stimolazione fotica attraverso lampi di luce 100 volte a una frequenza di 1 Hz, con impostazioni del filtro passa-banda basso e alto rispettivamente di 1 e 100 Hz. La frequenza di campionamento del segnale è di 5 kHz.
    Nota: i segnali devono essere campionati almeno a circa 250 - 300 Hz per garantire che vengano raccolti più di due campioni durante ogni ciclo.
  8. Sutura la pelle e tieni gli animali su un cuscinetto riscaldante per riprendersi dall'anestesia. La registrazione può essere registrata ripetutamente su singoli animali per monitorare i cambiamenti funzionali in un determinato periodo di tempo.

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Dichiarazioni

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Nessun conflitto di interessi dichiarato.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Ketamina 100 mg/ml (Ketamil)Laboratori TroyAC 116
Medetomidina 1 mg/ml (Domitor)PfizerSC-204073
Tropicamide 1,0% (Mydriacyl)AlconSC-202371
Sistema di coperte omeotermicheApparato di HarvardNC9203819
ImpedenziometroerbaF-EZM5
Elettrodi a viteMicro elementi di fissaggioM1.0×3 mm Csk Slot M/T 304 S/S
Elettrodi ad ago sottocutaneierbaF-E3M-72
Riparazione rapidaDeguDent GmbH
Diodo a emissione di luceNichiaNSPG300A
BioamplificatoreCWE, Inc.BMA-400
Sistema CEDCambridge Electronic Design, Ltd.Potenza1401

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