Somministrazione intranasale di farmaci nei topi tramite pipetta e incannulamento inverso per la somministrazione di farmaci dal naso al cervello

Abstract

Fonte: Kanazawa, T., et al. Nuovi metodi per la somministrazione intranasale in anestesia per inalazione per valutare la somministrazione di farmaci dal naso al cervello. J. Vis. Exp. (2018)

Questo video mostra la somministrazione intranasale di farmaci radiomarcati in un topo anestetizzato per ottenere la somministrazione di farmaci dal naso al cervello. Spiega come i farmaci attraversano l'epitelio nasale e viaggiano attraverso le vie neuronali per raggiungere il cervello, nonché come il movimento ciliare influenza la ritenzione e la clearance dei farmaci. Inoltre, il video descrive un metodo alternativo di incannulamento inverso, che prevede l'inserimento di una cannula attraverso l'esofago per erogare farmaci contro il movimento ciliare, migliorando la ritenzione e migliorando l'efficienza del trasporto.

Protocollo

Tutte le procedure che coinvolgono modelli animali sono state esaminate dal comitato istituzionale locale per la cura degli animali e dal comitato di revisione veterinaria JoVE.

1. Animali utilizzati per la somministrazione intranasale in anestesia per inalazione

1. Casa i topi sperimentali in gabbie di acciaio inossidabile con un ciclo luce/buio di 12 ore (luce dalle 8:00 alle 20:00), con una temperatura controllata mantenuta a 23 ± 1°C, umidità del 50% ± 10% e accesso ad libitum a cibo e acqua.
2. Prima della sperimentazione, anestetizzare i topi mediante inalazione di isoflurano al 2%, dopo l'inizio a una concentrazione del 4%. Confermare il livello di anestesia richiesto controllando la scomparsa del raddrizzamento della superficie.

2. Preparazione della soluzione di somministrazione

1. Preparare una soluzione di somministrazione di [¹⁴C]-inulina (50 μM, 0,5 μCi/mL per topo) diluendo in soluzione salina tamponata con fosfato e conservare a 4 °C fino al momento dell'uso.

3. Metodo di somministrazione intranasale per micropipette per topi

1. utilizzando una maschera di inalazione temporaneamente apribile (Figura 1)
   1. Fissa i topi in posizione supina su una bacheca di sughero fissando i loro arti in anestesia per inalazione con isoflurano al 2% (Figura 1A).
   2. Somministrare un volume totale di soluzione di somministrazione di 25 μl a ciascun topo a intervalli di 30 secondi, tramite dosi da 1 a 2 μl somministrate alternativamente nelle narici sinistra e destra mentre i topi sono fissati in anestesia per inalazione (Figura 1B e C).
   3. Nota: il gas anestetico di scarto viene eliminato con mezzi attivi (cappa aspirante, cabina di biosicurezza con condotto rigido, vuoto, ecc.) quando la maschera viene aperta e con mezzi passivi (bombola di gas anestetico di scarto) quando è chiusa.
2. Metodo di incannulamento inverso dal lato delle vie aeree attraverso l'esofago (Figura 2)
   1. Fissa i topi in posizione supina su una bacheca di sughero fissando i loro arti in anestesia per inalazione con isoflurano al 2%.
   2. I peli del collo vengono rasati e preparati tramite l'applicazione di betadina o clorexidina, seguita da un risciacquo con alcol.
   3. Esporre la trachea e l'esofago espandendo la pelle sotto la gola con una pinza dopo aver praticato una piccola incisione (1,5 cm) con le forbici.
   4. Praticare un'incisione (1 mm) nella trachea usando le forbici.
   5. Inserire una cannula (diametro interno: 0,58 mm, diametro esterno: 0,965 mm) a una lunghezza di 1,2 cm e fissare l'estremità opposta della cannula all'interno della maschera per inalazione.
   6. Praticare un'incisione (1 mm) nell'esofago con le forbici, inserire una cannula (diametro interno: 0,28 mm, diametro esterno: 0,61 mm) ad una lunghezza di 1,4 cm verso la parte posteriore della cavità nasale e legarla (Figura 2A e B). Nota: Le procedure da 3.2.2 a 3.2.4 sono state eseguite al microscopio stereoscopico con ingrandimento di ×10.
   7. Collegare un ago (27 G × 1/2) a una siringa da 1 ml riempita con una soluzione di somministrazione e collegarla a una micro-siringa programmabile.
   8. Collegare l'ago sopra alla cannula che era stata inserita nell'esofago al punto 3.2.5 (Figura 2C).
   9. Somministrare un volume totale di 25 μL di soluzione di [¹⁴C]-inulina a una velocità costante (5 μL/min) (Figura 2C e 2D).

Risultati

Figura 1: Somministrazione intranasale utilizzando una micropipetta in combinazione con una maschera di inalazione temporaneamente apribile. Fotografie che mostrano un topo fisso (A) con una maschera chiusa prima della somministrazione, (B) u...

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
ddY mouse	Japan SLC, Inc.		Maschio, 4-6 settimane, 20-30 g
Isoflurano	Pfizer	v002139
Isoflurano configurazione	SHINANO manufacturing CO. LTD.	SN-487-OTAir, SN-489-4
Maschera isoflurano	SHINANO manufacturing CO. LTD.		Per piccoli roditori Maschera
all'isoflurano (tipo Opneable)	SHINANO manufacturing CO. LTD.		Ordini speciali
Scatola per anestesia	SHINANO manufacturing CO. LTD.	SN-487-85-02
Forbici per esperimenti animali-1	NATSUME SEISAKUSHO CO., LTD.	B-27H
Forbici per esperimenti sugli animali-2	NATSUME SEISAKUSHO CO., LTD.	Pinzette B-13H-1
	STRUMENTI DI SCIENZA FINE Inc.	11272-30	Dumont #7 Dumoxel
Pinzette-2	NATSUME SEISAKUSHO CO., LTD.	A-12-1
Tubo cannula (PE-50)	Becton, Dickinson and Company.	5069773	D.I.: 0,58 mm, D.E.: 0,965 mm
Tubo cannula (SP-10)	NATSUME SEISAKUSHO CO., LTD.	KN-392	D.I.: 0,28 mm, D.E.: 0,61 mm
Rasoio a pelo	d.C.: MARUKAN, LTD.	DC-381
Microscopio stereoscopico	Olympus Corporation	SZ61
Ago 27G 1/2 in 13 mm	TERUMO CORPORATION	NN-2738R
1 mL siringa	TERUMO CORPORATION	SS-01T
Pompa a siringa	Neuro science	NE-1000
Micro spatola	Shimizu Akira Inc.	91-0088
Micropipetta (0,5-10 uL)	Eppendorf AG	Z368083
Chip per pipette	Eppendorf AG	0030 000.811
Tape	TimeMed Labeling System, Inc.	T-534-R	Per il fissaggio del mouse
[¹⁴C]-Inulina	American Radiolabeled Chemicals Inc.	ARC0124A	0,1 mCi/mL
EtOH	Wako Pure Chemical Industries, Ltd.	Codice 054-00461