Biochimica e High Throughput valutazione microscopica di massa grassa in Caenorhabditis Elegans

Sommario

Vi presentiamo robusti metodi biochimici e microscopiche per lo studio Caenorhabditis elegans Depositi lipidici. Un rapido, semplice, fissando-procedura di colorazione per l'imaging fluorescente goccia lipidica sfrutta le proprietà spettrali del colorante lipofilo rosso Nilo. Abbiamo poi presentare misurazione biochimica di trigliceridi e fosfolipidi mediante estrazione in fase solida e gas cromatografia-spettrometria di massa.

Abstract

Il nematode C. elegans è emerso come un importante modello per lo studio delle vie genetiche conservate che regolano il metabolismo dei grassi in cui riguarda l'obesità umana e le sue patologie associate. Diverse metodologie precedenti sviluppate per la visualizzazione di C. elegans depositi grassi ricche di trigliceridi hanno dimostrato di essere erronea, evidenziando compartimenti cellulari diversi goccioline lipidiche. Altri metodi richiedono attrezzature specializzate, sono in termini di tempo, o dare risultati non coerenti. Si introduce una rapida, riproducibile, fissativo basata Nilo metodo di colorazione rossa per la rivelazione precisa e rapida di goccioline lipidiche neutre in C. elegans. Un passo fissazione breve nel 40% isopropanolo rende animali completamente permeabili al rosso Nilo, che viene quindi utilizzato per colorare animali. Proprietà spettrali del colorante lipofilo lasciarlo fortemente e selettivamente nella fluorescenza giallo-verde dello spettro solo quando in un ambiente ricco di lipidi, ma non in piùambienti polari. Così, goccioline lipidiche possono essere visualizzati su un microscopio a fluorescenza equipaggiato con semplici funzionalità di imaging GFP dopo solo una breve fase di colorazione rosso Nilo in isopropanolo. La velocità, convenienza, e la riproducibilità di questo protocollo lo rendono ideale per gli schermi ad alto rendimento. Abbiamo inoltre dimostrato un metodo associato per la determinazione biochimica di trigliceridi e fosfolipidi mediante gascromatografia-spettrometria di massa. Questo protocollo più rigorosa dovrebbe essere utilizzato come conferma dei risultati ottenuti dalla determinazione lipidico rosso Nilo microscopica. Prevediamo che queste tecniche diventeranno nuovi standard nel campo della C. elegans ricerca metabolica.

Introduzione

Conservazione delle vie metaboliche tra gli esseri umani e le nematode Caenorhabditis elegans lo rende un organismo modello potente per lo studio dell'obesità. Mentre C. elegans non hanno adipociti dedicati al deposito di grasso, come nei mammiferi, che fanno negozio di trigliceridi in gocce lipidiche ¹ e presentano molte delle stesse autorità di regolamentazione del deposito di grasso e di energia ^2,3. Per test per i livelli di grasso nel C. elegans, diversi metodi sono stati proposti con diversi livelli di facilità e successo. L'uso comune di una volta fluorescenti, coloranti vitali ^4-7 è stata recentemente messa in discussione, e questi reagenti dimostrato di essere la colorazione un vano distinto dal deposito principale deposito di grasso di C. elegans ^1,8-11. Fissativo a base di coloranti non fluorescenti, come il Sudan nero e olio-rosso-O, mentre il successo a mettere in luce gocce lipidiche nel verme ^12-14, non hanno la più ampia gamma dinamica per la quantificazione come fluorescenticent coloranti ^8,13,15. Inoltre, gli attuali metodi di fissazione di coloranti fluorescenti e sia non fluorescente sono lunghe e comportano molteplici passaggi di congelamento-scongelamento e / o l'uso di sostanze chimiche tossiche ^1,9,10. L'uso di specifici analoghi lipidici BODIPY-etichettati è stato riportato per evidenziare goccioline lipidiche se somministrate a vivere con vermi breve termine etichettatura ^15. Tuttavia questo si basa sulla captazione del colorante ed è quindi polarizzato da C. elegans manipolazione e metabolismo di BODIPY analoghi di acidi grassi. Un'alternativa istituito per lipidi colorazione coloranti è privo di etichetta, coerente anti-Stokes scattering Raman (CARS) o stimolato scattering Raman (SRS) microscopia, che sfruttano le proprietà caratteristiche vibrazionali delle molecole lipidiche per visualizzare le riserve di grasso ^{10,16, 17.} Tuttavia, costose attrezzature specializzate è necessario per questo metodo, e la produttività è bassa al meglio.

Per soddisfare la necessità di una rapida, analisi scalabilesis di negozi lipidi neutri in C. ricerca elegans metabolica, si introduce un nuovo metodo altamente riproducibile di fissativo a base di lipidi colorazione rossa del Nilo. Proprietà spettrali e fisico-chimiche del colorante lipofilo rosso Nilo indurre un giallo-oro spettrale spostamento nella sua eccitazione-picco di emissione, permettendo di fluorescenza nello spettro di emissione verde solo quando in un ambiente ricco di lipidi, ma non in ambienti più polari ^{18 , 19.} Così goccioline lipidiche può essere rilevata dopo colorazione semplice grazie all'impiego di una proteina verde fluorescente (GFP) filtro impostata per microscopia a fluorescenza. La facilità e la convenienza di questa tecnica lo rendono ideale per gli schermi ad alto rendimento. Abbiamo anche dare prova di una coppia, metodo rigoroso per la determinazione biochimica dei trigliceridi e fosfolipidi mediante estrazione in fase solida e gas cromatografia-spettrometria di massa. Misurazione lipidico biochimica correla con rosso Nilo basata determinazione microscopica di C. elegans famassa t, e dovrebbe essere usato come una conferma risultanze con determinazione lipidi microscopica.

Protocollo

1. Preparazione del Rettangolare Amp / Tet (A / T) piastre di agar LB e NGM IPTG Piastre RNAi

A piastre / T deve essere preparato 1-4 settimane prima dell'uso e conservate al buio a 4 ° C.

1. Per 1 L di supporto aggiungere 1 L di acqua deionizzata, 32 g di agar LB, 1,5 ml di NaOH 2 M, e 2 g di agar Bacto. Autoclave 40 min sul ciclo liquido. Dopo raffreddamento a 60 ° C, aggiungere 3 ml di tetraciclina e 0,5 ml ampicillina. Versare 45 ml di mezzo in ciascuna piastra.

Preparare 96 pozzetti RNAi 3 giorni fino a 2 settimane di anticipo.

2. Versare 25 piastre da 96 pozzetti RNAi, preparare 1 L di crescita supporti nematode (NGM): 1 L di acqua deionizzata, 3 g di NaCl, 17 g di agarosio, e 2,5 g bactopeptone. Autoclave a ciclo liquido a 121 ° C per 40 min con una ancoretta. Lasciate raffreddare, mescolando su un set piastra calda a 60 ° C.
3. Lasciar raffreddare a 60 ° C, aggiungere le seguenti soluzioni di archivi: 1 ml 1 M _MgSO4, 1 ml 5 mg / ml di colesterolo, 25 ml 1 M KH ₂ PO ₄ (pH 6.0), 1 ml 1 M CaCl _2, 1 ml 200 mg / ml carbenicillina, e 5 ml 1 M IPTG (vedi tabella Materiali per ricette).
4. Dispensare 150 ml di RNAi mezzi di comunicazione in ogni pozzetto di un fondo piatto piastra a 96 pozzetti utilizzando una pipetta multicanale elettronica. Evitare bolle d'aria. Conservare i supporti in un recipiente sterile acciaio inossidabile immerso in un bagno di acqua 60 ° C durante la distribuzione.
5. Mantenere RNAi livello piastre fino agarosio solidifica. Le piastre possono essere versata fino a 2 settimane in anticipo e conservati a 4 ° C.

Giorno 1

2. Timbro Piatti Biblioteca congelati su Rettangolare Amp / Tet (A / T) piastre di agar LB

1. A Warm piatti / T a temperatura ambiente, tenendoli al buio.
2. Trasferimento di piastre a 96 pozzetti biblioteca RNAi da -80 ° C in ghiaccio secco. Aprire la piastra di alluminio sigillato nei pressi di un becco Bunsen.
3. Sterilizzare a 96 pin replicatore immergendo perni serie (10 secondi ciascuno) in candeggina al 10%, H ₂ O deionizzata, e il 70% ETOH seguita passando perni attraverso una fiamma. Ripetere EtOH e passo fiamma.
4. Applicare replicatore a quelle congelate 96 pozzetti stock in glicerolo RNAi, assicurandosi che ogni pin contatto con la superficie di ciascun pozzetto.
5. Timbro su un piatto / T, disegnando un piccolo cerchio con ogni pin senza danneggiare superficie dell'agar.
6. Re-tenuta e la biblioteca di ritorno piastre a -80 ° C. Incubare le piastre timbrata A / T a 37 ° C per una notte per la crescita batterica.

Giorno 2

3. Grow cloni RNAi batteriche Pernottamento in Deep-e blocchi

1. Rimuovere le piastre A / T di 37 ° C e confermare la crescita batterica.
2. Riempire ogni pozzetto di un blocco a 96 pozzetti profondi bene con 1,5 ml di LB con 200 pg / ml carbenicillina.
3. Sterilizzare 96-pin replicatore (vedi punto 2.3).
4. Applicare replicatore all'inizio della piastra A / T, rendendo sugli sicuro prendere contatto con ciascun clone batterico RNAi. Sollevare replicatore e perni immergere nel profondo pozzo-blocco. Swirl, e rimuovere lentamente, rendendo certain non contaminare i pozzi adiacenti.
5. Sigillare blocco con-facile respirare film. Incubare per una notte a 37 ° C con agitazione (950 rpm in MT Infors Microtiteron II shaker, preferito, o 250 giri in 25 mm tiro agitazione incubatore).

Giorno 3

4. Seed cloni RNAi batterica su 96 pozzetti NGM Piastre RNAi

1. Rimuovere piastre a 96 pozzetti RNAi da 4 ° C e portarlo a temperatura ambiente.
2. Rimuovere profondi e blocchi e centrifugare 10 minuti a 4000 x g.
3. Rapidamente invertire i blocchi nel lavandino per drenare i media, e timbro invertita su un tovagliolo di carta per eliminare i supporti in eccesso.
4. Sotto cappa a flusso laminare, aggiungere 40 ml di LB con 200 pg / ml carbenicillina a ciascun pozzetto e chiudere con pellicola sterile.
5. Ritorno blocchi a temperatura ambiente batterica shaker per 10 minuti per risospendere pellet, o manualmente risospendere pellet pipettando attento.
6. Nella cappa a flusso laminare, rimuovere la pellicola di trasferimento sterile e batteri da deep-blocchi e su piastre da 96 pozzetti RNAi. Aggiungere 40 ml di batteri risospeso a righe 'A' e 'H', e 35 microlitri di tutte le altre righe. Più liquido viene aggiunto ai pozzetti di bordo della piastra a 96 pozzetti RNAi per evitare secchino troppo e screpolature della agarosio.
7. Lasciare asciugare le piastre scoperte in cappa per 4-6 ore, controllando regolarmente per secchezza. Batteri secco apparire chiaro, non nuvoloso. Coprire, capovolgere le piastre e incubare a temperatura ambiente per una notte.

5. Preparare una popolazione sincrono di Worms

Due piastre 10 centimetri riempito con molti vermi gravide sono utilizzati per la preparazione uovo per ogni 6 piastre da 96 pozzetti RNAi. Assicurarsi che i vermi non sono morti di fame per almeno due generazioni (7 giorni).

1. Preparare una popolazione sincrona di L1 come precedentemente descritto ^20. Per 20 ml di soluzione di candeggina, candeggina usare 4 ml, 1 ml di NaOH (10 M), 5 ml di H ₂ O deionizzata, e 10 ml di M9 tampone.
2. Sincronizzare vermi durante la notte in 10 ml M9 in 15 ml steriletubo di polipropilene con rotazione a 20 ° C.

Giorno 4

6. Aggiungi a Worms Piatti RNAi

1. Centrifugare prepara uova a 3000 xg per 1 min. Aspirare il surnatante, rimanendo lontano dal pellet di larve L1. Risospendere in 5 ml di tampone M9 con 0,0005% Triton X-100. Aggiunta della piccola quantità di detersivo vermi impedisce di attaccarsi alla pipetta e non ha effetto sulla colorazione grasso.
2. Contare i vermi al microscopio. Se necessario, regolare la concentrazione a 10-15 vermi per microlitro.
3. Nella cappa a flusso laminare, per ciascuna piastra da 96 pozzetti ad essere seminato, aggiungere 75 ml di vermi risospeso in ciascun pozzetto di una riga di un blocco poco profondo-bene dosaggio. Usando una pipetta multicanale manuale, aggiungere 50-75 vermi in 5 pl in ogni pozzetto delle piastre da 96 pozzetti RNAi.
4. Permettono piastre asciugare nella cappa per 30 a 60 min. Una volta asciutta, sotto un microscopio, i vermi che vi sembra essere strisciare, non botte.
5. Grow vermi nei piatti RNAia 20 ° C per ~ 64 hr.

7 ° giorno

7. Fissare e Stain Worms nel Nile Red

1. Togliere le piastre di RNAi da incubatrice. Esaminare al microscopio e registrare affamato o botte (bagnato) pozzi di escludere da ulteriori analisi, come queste condizioni influenzano la massa grassa.
2. Utilizzando un pipettatore elettronico ripetizione, aggiungere 150 microlitri di PBS con 0,01% di triton X-100 in ciascun pozzetto di una piastra RNAi. Con un manuale pipettatore multicanale, mescolare e liquido di trasferimento con i vermi alla riga corrispondente a 96-deep-pozzetti PCR. Evitare di interrompere l'agar. Ripetere l'operazione per un totale di 300 vermi pl in PBS per pozzetto.
3. Quando le piastre quattro sono stati trasferiti, centrifugare le piastre a 500 rpm per 1 min.
4. Aspirare il surnatante utilizzando un 96-pin aspiratore, lasciando ~ 25 microlitri di liquido e verme pellet sul fondo del pozzo.
5. Aggiungere 150 pl di 40% isopropanolo a ciascun pozzetto per fissare animali. Accertarsi che la pipetta è una velocità sufficientemente alta da miscelare vermepellet con il 40% di isopropanolo. Incubare a temperatura ambiente per 3 min.
6. Piastre centrifugare scoperto a 500 rpm per 1 min.
7. Aspirare il surnatante utilizzando un 96-pin aspiratore o manualmente, lasciando solo 25 pl + 40% di isopropanolo verme pellet sul fondo del pozzo.
8. A ciascun pozzetto, aggiungere 150 microlitri di soluzione di colorazione del Nilo rosso preparata immediatamente prima dell'uso: 6 ul di soluzione rosso Nilo magazzino di 0,5 mg / ml in acetone per 1 ml di 40% di isopropanolo.
9. Sigillare la piastra con non sterile pellicola adesiva e macchia al buio per almeno 2 ore.

8. Worms Lavare e immagine su un High-throughput Microscopio

1. Centrifugare a 500 rpm per 1 min e aspirare tutto ma 25 pl di colorante rosso Nilo.
2. Aggiungere 150 pl di PBS con 0,01% di triton X-100 in ciascun pozzetto e conservare al buio per almeno 30 min.
3. Centrifugare a 500 rpm per 1 min.
4. Utilizzando un 12 canali pipettatore, animali aspirato dal fondo di ciascun pozzetto con 2 x 7 quick microlitriictus e dispensare su un 96-ben-Teflon stampato vetrino. Con cura, senza la rimozione dei worm, rimuovere 9,5 ml di PBS da ciascun pozzetto del vetrino. Se il vetrino non entra direttamente in supporto microscopio, una consuetudine lavorato portavetrini in alluminio deve essere usato per montare i vermi.
5. Coperchio scorrevole Abbassare lentamente su un vetrino da 96 pozzetti. Questo passaggio può richiedere una certa pratica per evitare bolle o attraversare di vermi in altri pozzi. Angoli sicuri con tack adesivo.
6. Diapositiva immagine in campo chiaro e fluorescenza con un GFP / FITC filtro impostato su un microscopio automatizzato. I lipidi photobleaches segnale facilmente e quindi dovrebbe essere ripreso in modo sistematico in tutti i pozzetti, non manualmente, come photobleaching porterà a differenze artificiali tra pozzi. Per maggiori dettagli sulle analisi, vedere Rappresentante dei risultati e discussione.

9. Lipidi Determinazione biochimica Uso estrazione in fase solida (SPE) e la gas cromatografia-spettrometria di massa (GC / MS)

Per la convalida dei livelli lipidici basato su Nile fluorescenza rossa, gas cromatografia seguita da spettrometria di massa (GC / MS) può essere eseguita su esteri metilici di acidi grassi (FAME) derivati ​​da triacilgliceroli (TAG) e fosfolipidi (PL) da a vite senza fine pellet. Passi che coinvolgono organici deve essere effettuata sotto una cappa aspirante. Si deve prestare attenzione che i lipidi sono tenuti sotto azoto al riparo dalla luce durante la conservazione prolungata o le fasi di incubazione in quanto sono molto vulnerabili all'ossidazione. Pellet di vite senza fine di 2.500-5.000 animali sincroni sono utilizzati come input, preparata esattamente come sopra, tranne che gli animali sono coltivati ​​su 10 cm piatti RNAi.

1. Lavare 2.500-5.000 vermi di ogni piatto cm 10 con 10 ml di tampone M9 in un tubo da 15 ml conica in polipropilene. Vermi pellet a 500 xg per un minuto, e lavare pellet nuovamente con 10 ml di tampone M9. Animali a pellet a 500 x g. Aspirare lasciando 250 microlitri di volume totale, e sia congelamento azoto liquido e conservare a -80 ° C sotto azoto for la successiva elaborazione o procedere direttamente.
2. Il worm pellet può essere preso direttamente al punto 9.3 Se la massa dei trigliceridi deve essere normalizzato a massa fosfolipidi ^8,13,21. Tuttavia, se il ricercatore desidera normalizzazione al contenuto proteico o contenuto di DNA, il verme pellet dovrebbe essere sonicato sulla massima intensità in un bagno sonicatore per 10 min, 30 sec on, off 30 sec, a 4 ° C. Se la normalizzazione proteine ​​o DNA è desiderato, rimuovere Un'aliquota di 5 microlitri e determinare la concentrazione totale di proteine ​​utilizzando un reagente di Bradford o contenuto di DNA simili o totale dopo purificazione colonna utilizzando uno spettrofotometro UV.
3. Aggiungi vermi a 1,5 ml 02:01 cloroformio: metanolo in un tubo filettato in vetro borosilicato. Tutti i trasferimenti di solventi organici dovrebbe essere fatto utilizzando pipette di vetro.
4. Utilizzando una pipetta wiretrol 50 microlitri, aggiungere 25 standard fosfolipide nM in 50 microlitri, e 16,7 nM standard di trigliceridi in 50 microlitri. Entrambi gli standard deve essere sciolto in 2:1 cloroformio: metanolo, ricoperto ermeticamente,e conservato sotto azoto protetto dalla luce in un freezer a -80 ° C per evitare l'ossidazione.
5. Cap con cappuccio fenolica e vortice. Estratto per 1 ora a temperatura ambiente, vortex ogni 15 min.
6. Centrifugare a 1000 rpm per 5 min. Trasferire fase inferiore organica senza carcasse ad un tubo borosilicato cultura.
7. Aggiungere 0,3 ml 0,9% NaCl, vortex e centrifugare a 1000 rpm per 5 min.
8. Trasferimento strato organico inferiore in una nuova provetta cultura borosilicato, facendo attenzione a non trasferire su qualsiasi della fase acquosa.
9. Asciutto fase organica sotto azoto. Per iniziare l'estrazione in fase solida (SPE) risospendere lipidi essiccati in 1 ml di cloroformio. In alternativa, per la separazione e l'analisi dettagliata delle classi lipidiche distinte, comprese le classi fosfolipidiche, glicolipidi, sfingolipidi, diacilgliceroli, trigliceridi, acidi grassi liberi, colesterolo ed esteri, cromatografia su strato sottile, come sperimentato dal laboratorio Watts in C. elegans ²² può essere usato al posto di SPE. I lipidi possono anche be separati mediante HPLC e frazioni analizzati da GCMS. Metodi sofisticati di tutto il lipidome profili da liquid-chromatography/MS (LCMS) può essere utilizzato anche ^23-26.
10. Assemblare SPE colonna di silice sul collettore SPE. Pre-equilibrare colonna con 3 ml di cloroformio. Permettono solvente di fluire per gravità.
11. Caricare campione lipidico sulla colonna SPE, raccogliendo flusso in un tubo filettato borosilicato come parte della prima frazione (frazione TAG). La maggior parte dei lipidi neutri verrà attraverso in questa prima 1 ml a flusso continuo. Aggiungere 3 ml di cloroformio per eluire completamente frazione TAG, la raccolta a flusso continuo nel tubo frazione TAG.
12. Rimuovere e tappare il primo tubo di raccolta, e sostituirlo con un tubo di raccolta pulita. Glicosfingolipidi eluire con 5 ml di acetone 09:01: metanolo. Non routine analizzare la composizione in acidi grassi di questa frazione, tuttavia, può contenere informazioni preziose e possono essere salvati per la preparazione di esteri metilici e basi sfingoidi liberi per ulteriori analisi utilizzandoprocedure specializzate distinti da quelli per TAG e PL come precedentemente descritto ^27.
13. Sostituire il tubo di raccolta glicosfingolipidi con un secondo tubo filettato raccolta borosilicato. Eluire fosfolipidi con 3 ml di metanolo (frazione PL).
14. Le frazioni possono essere conservati a -80 ° C, a questo punto ricoperto ermeticamente sotto azoto. Secco purificato lipidi sotto azoto. Per accelerare l'essiccazione, in un blocco di riscaldamento a secco a 33 ° C. Non conservare mai i lipidi in forma essiccata, in quanto sono particolarmente sensibili all'ossidazione allo stato essiccato.
15. Risospendere le frazioni lipidiche secchi in 2 ml 2% H ₂ SO ₄ in metanolo nel vortex e incubare ricoperto ermeticamente durante la notte in un 55 C ° bagno di acqua per creare FAME. Si deve prestare attenzione per ottenere assolutamente niente acqua nella reazione FAME come questo sarà di grande inibire derivatizzazione dei lipidi. Abbiamo trovato derivatizzazione più efficiente incubazione durante la notte e la letteratura suggerisce l'ossidazione dei lipidi meno avviene a temperature più basse during FAME preparazione ^28. Un metodo alternativo e più rapido è usare 2 ml 2,5% H ₂ SO ₄ in metanolo e derivatizzare per un'ora a 70 o 80 ° C ^21,22,29.
16. La mattina seguente, togliere dal bagno, e lasciar raffreddare. Aggiungere 1,5 ml di H ₂ O (per estinguere la reazione) e quindi 0,3 ml di esano (per estrarre i FAMEs) per ciascuna frazione TAG e PL. Agitare vigorosamente e centrifugare a 1000 rpm per 5 min.
17. Con molta attenzione rimuovere solo strato superiore esano attraverso uno standard di pipetta o pipetta Pasteur. Versare nel tubo campionatore automatico. Accertarsi di non inserire alcun metanolo acidificato come questo distruggerà la colonna GC e MSD.
18. Cap e campioni di carico su GC / MS. Il campione viene trasferito in esano ad una micro-inserto vial Agilent tappata con un PTFE-silicone-PTFE tappo a vite. È trasferito al 6890/5973N Agilent modello GCMS dotato di un Supelcowax-10 (24.079) 30 metri, 250 colonna capillare di silice fusa micron. Un microlitro viene iniettato intingresso OA splitless impostata a 250 ° C e 13,33 PSI ultrapura elio viene utilizzato un gas vettore. L'esecuzione del protocollo è il seguente: ad una costante 1 ml per minuto:

Passo	Istruzione	Obiettivo della temperatura
1	Tenere 2 min	150 ° C
2	Rampa 10 ° C per min	200 ° C
3	Tenere 4 min	200 ° C
4	Rampa di 5 ° C al minuto	240 ° C
5	Tenere 3 min	240 ° C
6	Rampa 10 ° C per min	270 ° C
7	Tenere 5 min	270 ° C

Un ritardo di 3 min solvente è usato al MSD per minimizzare l'usura sul filAment. Successivamente, masse tra 50 e 550 Daltons vengono rilevati con il set quadruple MS a 150 ° C e la fonte ms impostato a 230 ° C, con una temperatura termico ausiliario di 270 ° C.

Risultati

Un esempio di una lastra esposta che è stata presa attraverso il workflow colorazione grasso è mostrato in Figura 1. Controlli specifici per alto contenuto di grassi (daf-2 recettore dell'insulina RNAi), basso contenuto di grassi (lpd-3 proteina necessaria per granuli di stoccaggio dei lipidi nell'intestino RNAi), piccolo e basso di grassi (FASN-1 acido grasso sintasi RNAi), e il vettore vuoto ( controllo) mostrano le variazioni di intensità di fluorescenza secondo i livelli di grassi degli animali, e gli importi lipidi corrispondenti determinati mediante GC / MS (Figura 2). Si noti che inattivazioni geni che portano alla evolutivi arrestato, piccoli animali spesso sembrano avere molto più basso di grassi animali di controllo adulti, indipendentemente da qualsiasi collegamento con il metabolismo dei grassi (Figura 3). Analisi secondarie, tra cui l'analisi di colorazione e biochimica dei lipidi con SPE-GCMS di wild-type animali di controllo di un equivalente stadio di sviluppo deve essere fatto per garantire la validità deipiccolo o evolutivamente arrestato risultati positivi. Nel caso di fasn-1 RNAi (Figura 2), arresto animali sia nella L2 o L3 stadio larvale, e presentano macchie di grasso inferiore controllo RNAi adulto, ma simile in abbondanza di L2-L3 stadio di controllo (grassi animali RNAi cento macchia adulto di controllo RNAi: 49.9 ± 4.5% per FASN-1 RNAi e 20,2 ± 2,1% per il controllo L2 RNAi, e 64,7 ± 1,3 per L3 controllo RNAi). In alternativa, l'analisi biochimica ha indicato una TAG inferiore / PL rapporto di fase L2 abbinato animali di controllo N2 (TAG / PL: 22.5 ± 2.9 per FASN-1 RNAi e 46.1 ± 3.4 per la fase di controllo abbinati RNAi, P ≤ 0,05). Quindi in questo caso può essere confermata mediante analisi biochimica che fasn-1 ha un ruolo in accumulo di lipidi piuttosto che una fase specifica riduzione della massa grassa.

Il follow-up analisi dei vermi sotto forma di immagini si basa pesantemente su una piattaforma computazionale come Profiler cellulare utilizzandola WormToolbox ^30. Per piccoli numeri di immagini, un servizio di piattaforma di analisi di immagini come ImageJ, liberamente disponibile presso il NIH, può essere utilizzato. Per la nostra analisi, unici script Matlab sono stati utilizzati innanzitutto identificare il bene, e, successivamente, per escludere pozzetti vuoti o quelli con le bolle, e distinguere piccoli detriti da worm. Controllo di qualità manuale era necessario per le immagini contrassegnate per l'esclusione per i motivi di cui sopra. Abbiamo trovato empiricamente che l'intensità 90 percentile di pixel a vite senza fine in un pozzo, normalizzato a zona verme in un pozzo, a condizione coerente metrica di colorazione di intensità in tutte le fasi dello sviluppo senza fine (Figura 3). Integrando massa grassa totale sull'area del verme, al contrario, tenderebbe a segnare piccoli vermi luminosi equivalentemente con grandi vermi dim. Perché il nostro metodo non integra totale segnale fluorescente sopra la zona del verme, nel prendere un percentile intensità, cambiamenti nelle dimensioni verme per sé non fannot polarizzare l'intensità misurata. Invece, le differenze nella distribuzione di intensità dei pixel vengono misurati. Tuttavia, nonostante questo, marcate differenze sono viste in colorazione distribuzione dei pixel di intensità tra animali di diversi stadi di sviluppo, per cui è importante per studiare l'effetto di qualsiasi gene di RNAi contro animali di una fase comparabile di sviluppo (Figura 3). Variabilità media tra replicati è mostrato in Figura 4 indica alta riproducibilità del metodo di colorazione grasso. Si noti che la forza del metodo è altamente dipendente ottenere immagini di qualità per ciascuna piastra, in condizioni di illuminazione uniforme, utilizzando tempi di esposizione identici, e con minime bolle, detriti, o crossover di vermi in altri pozzetti.

SPE è stata eseguita su premiscelati, purificato standard per determinare il grado in cui TAG può essere separato dalla PL (Figura 5A). In questa analisi, abbiamo ottenuto un 100% separation di TAG e PL, indicata come una completa assenza di 17:00 acidi grassi derivati ​​da PL nel campione TAG e un corrispondente assenza completa di 13:00 acidi grassi derivati ​​da TAG nel campione PL (Figura 5A). Così SPE è altamente efficiente nel separare classi di lipidi. Questa analisi non indica che tutti i tag di diverse lunghezze di catena sarà purificato in modo equivalente da SPE e rilevato dal GCMS con efficienza simile. Assicura solo che TAG e lipidi PL in totale sono completamente separati tra loro.

A GC-MS traccia campione di animali di tipo selvatico N2 prelevati mediante estrazione in fase solida e di preparazione FAME è mostrato in figura 5B. Sia per TAG e PL, picchi possono essere identificati sulla base del tempo di ritenzione e ioni madre e figlia sullo spettro di massa, e l'area totale sotto i picchi identificati normalizzati alla zona dei rispettivi standard interni. Per determinare la quantità normalizzata del TAG, l'areasotto tutti i picchi del cromatogramma TAG, eccetto lo standard 13:00, sono stati aggiunti insieme e divisa per l'area sotto il picco 13:00. Analogamente, per determinare la quantità totale normalizzato PL, l'area sotto tutti i picchi, eccetto lo standard 17:00, sono stati aggiunti insieme e divisa per l'area sotto il picco 17:00. I valori normalizzati per il tag e campioni PL sono quindi utilizzate per calcolare la finale TAG / PL rapporto per il campione:

Va osservato che i dati di SPE-GCMS consentire un'analisi molto più sofisticato di acidi grassi presenti in ogni frazione lipidica di semplice calcolo del TAG totale rapporto PL. Per esempio, il ricercatore può integrare un singolo picco corrispondente ad un singolo acido grasso e confrontare la sua abbondanza normalizzata su campioni (es comparing in N2 wild-type rispetto daf-2 RNAi l'area integrata del picco 18:00 divisa per il picco 13:00 standard, normalizzata alla massa totale PL suddivisi per area PL 17:00 norma di picco):

Qualora il ricercatore scegliere, sarebbe anche possibile determinare la percentuale di un dato acido grasso nel TAG o frazioni PL come percentuale della quantità totale di acidi grassi quantificata (18:00 come esempio nella frazione TAG in vermi N2 ):

Figura 1. Flusso di lavoro tipico per l'esperimento globale. Giorno 1, congelati RNAi piastre biblioteca sono stampati su piastre LB Amp / Tet agar e incubate a 37 ° C. 2 ° giorno, Amp / Tet placche sono utilizzate per colture semi liquide di cloni RNAi in profondi blocchi pure. Giorno 3, i batteri sono concentrate per centrifugazione e trasferiti a piastre da 96 pozzetti RNAi. Giorno 4, L1 hatchling C. elegans vengono aggiunti alle piastre RNAi in liquido e lasciate asciugare. 7 giorni, gli animali vengono raccolti in un liquido, colorate con rosso Nilo nel 40% di isopropanolo, montate su vetrini da 96 pozzetti Teflon, e ripreso con un high-throughput microscopio.

Figura 2. Fissativo a base di macchie rosse sul Nilo principali FASN-1 (piccolo, basso contenuto di grassi), lpd-3 (basso contenuto di grassi), di controllo (vettore vuoto), o daf-2 (alto contenuto di grassi) RNAi cloni. I campioni sono stati trattati come da protocollo (schema in Figura 1). Animali fissate, colorate in rosso del Nilo, e il risultato con immagini dei livelli lipidici comparabili ottenuti dalla misurazione dei lipidi biochimico. Isopropanolo-fissi del Nilo rosso livelli di fluorescenza, acquisiti da almeno 6 replicati biologici, sono riportati nella prima riga. Livelli di trigliceridi quantitative, riflettenti del totale depositi di lipidi neutri quando normalizzata per i livelli complessivi di fosfolipidi (TAG / PL), presi da 4 repliche biologiche, sono riportati nella seconda riga. È importante notare che la quantificazione assoluta raggiunta dal fissativo colorazione rosso Nilo e determinazione lipidi biochimica spesso non combaciano perfettamente. In questo caso, però qualitativamentesimile, FASN-1 (RNAi) ha una massa di trigliceridi più diverso rispetto al controllo con metodi biochimici di quanto indicato al microscopio, lpd-3 è relativamente diversa, e daf-2 (RNAi) è meno diversa, anche se tutte le differenze sono statisticamente molto significativi e misure erano altamente riproducibile. I dati riportati sono medie ± SEM (*, P ≤ 0,01; **, P ≤ 0,0001 rispetto al controllo, determinato dal non accoppiato, a due code T-test assumendo uguale varianza).

Figura 3. Massa grassa determinato mediante colorazione fissazione del Nilo rosso a diversi stadi larvali. Animali sono stati coltivati ​​su OP50 batteri e raccolta alla L1, L2, L3, L4 e gravide stadi adulti di sviluppo. Le immagini sono state catturate dopo fissazione e colorazione analizzati utilizzando uno script personalizzato Matlab per determinare il 90 ^° percentile of intensità dei pixel sull'area verme identificato. Si noti che i livelli di lipidi di animali di aumentare notevolmente l'animale si sviluppa da L2 a L4 fase, per poi diminuire leggermente l'animale comincia a deviare le calorie verso la proliferazione della linea germinale in fase adulta. I dati indicati sono medie ± SEM per 6-8 replicati (**, P ≤ 0,0001 rispetto adulto gravido, determinato da spaiato, due code T-test).

Figura 4. Elevata riproducibilità attraverso indipendente biologica replica. Viene mostrato un diagramma a dispersione di Nilo intensità di fluorescenza rossa tutta biologica repliche (n = 6-8). Per ciascun replicato, tutti i valori sono normalizzati per l'intensità media dei controlli vettore vuoto. I dati riportati sono medie ± SEM (**, P ≤ 0,0001 rispetto al controllo, determinato dal non accoppiato, a due code T-test assumendovarianza pari).

Figura 5. GC-MS cromatogrammi di SPE separati norme e TAG di tipo selvatico e l'abbondanza PL. (A) GC-MS tracce sono presenti della separazione SPE di TAG e standard PL. Notare la completa assenza di 13:00 acidi grassi nella traccia PL e l'assenza del corrispondente acido grasso 17:00 nella traccia TAG, indicando completa separazione di TAG (tritridecanoin) da PL (1,2-diheptadecanoyl-sn-glicero -3-fosfo-(1'-rac-glicerolo)). (B) Una gamma completa di rappresentante TAG e PL da un campione di tipo selvatico N2 animali alimentati con controllo vettoriale RNAi (HT115 batteri con L4440 vuoto vettore RNAi). Un microlitro di campione è stato iniettato in un 6890/5973N Agilent GCMS secondo il protocollo, e dei singoli picchi sono stati identificati dalla Reteeffetto alla volta ed i loro spettri di massa rispettivo. Abbreviazioni: cyclo, acidi grassi ciclopropano; iso:. Iso-metilico di acidi grassi a catena ramificata, GLA, acido gamma-linolenico, ALA, acido alfa linolenico, DGLA, acido gamma-linolenico diomo, EPA, acido eicosapentaenoico Clicca qui per ingrandire la figura .

Discussione

Il protocollo presentato permette un rapido screening su larga scala di livelli di lipidi in C. elegans, che può essere facilmente adattato a schermi ad alto rendimento. A differenza dei metodi usati in precedenza, che comportano un passo lungo fissazione in paraformaldeide seguito da diversi cicli gelo-disgelo ^8,10, il nostro protocollo richiede una semplice fissazione di 3 minuti in isopropanolo. Abbiamo trovato che la colorazione C. elegans nel 40% di isopropanolo, diventano liberamente permeabile al rosso Nilo, senza l'impiego di ulteriori fasi di congelamento-scongelamento o fissazione. Inoltre, come rosso Nilo reagisce selettivamente in compartimenti idrofobiche nello spettro verde ^18,19,31, decolorazione non è necessaria. In totale, gli animali possono essere ricavati dalle targhette RNAi per animali immagini macchiate e pronto in poco più di 2,5 ore. Questo metodo può essere eseguito relativamente a buon mercato e con elevata riproducibilità. Il metodo non dipende dalla capacità di C. elegans per l'assorbimento, o concentrato,il colorante, e quindi non ha le stesse limitazioni di alimentazione usando metodi basati su coloranti vitali. Dato riproducibilità e precisione delle misurazioni, il metodo è adatto per lo screening di un gran numero di geni da inattivazioni RNAi. Se la quantificazione dei livelli di lipidi si desidera basa su fissativo colorazione rosso del Nilo, si consiglia l'uso di 4-6 repliche biologica con gli opportuni controlli e test statistico applicato.

E 'probabile che inattivazioni gene che portano ai piccoli animali (a causa di cloni RNAi che causano lo sviluppo ritardato o arrestato) sarebbe venuto fuori da uno schermo per i regolatori di grasso, indipendentemente da qualsiasi collegamento con il metabolismo dei grassi. Mentre il programma di analisi di immagine abbiamo utilizzato conti per i vermi di diverse dimensioni normalizzando l'intensità di fluorescenza nell'area verme, singoli ricercatori possono anche prendere in considerazione confrontando i livelli di grasso colorazione di piccoli animali agli animali wild type di un equivalente stadio di sviluppo. Nelsi tratta di animali di piccole dimensioni o evolutivamente arrestato con apparente massa basso contenuto di grassi, si consiglia di non modalità singola è sufficiente a dimostrare alterazioni del metabolismo lipidico. Diversi esperimenti di follow-up, tra cui SPE-GCMS, potrebbe essere necessaria per verificare l'lipidi normativo funzione di questi geni. Per noto regolatore del metabolismo FASN-1, SPE-GCMS analisi rispetto a evolutivamente trovati N2 L2 animali di controllo è stato necessario per confermare l'apparente fenotipo basso contenuto di grassi trovato rispetto agli animali di controllo adulti. Mentre Nilo colorazione rosso grasso indicato più bassi livelli di grasso rispetto al controllo degli adulti RNAi, rispetto alla fase di controllo L2-trovati animali RNAi, nessuna differenza apparente è stata osservata. Pertanto, l'uso di un secondo metodo, cioè quantificazione biochimica del TAG / PL rapporto è stato necessario stabilire che fasn-1 è un vero regolatore di massa grassa, come fasn-1 RNAi è biochimicamente distinguibile dalla fase L2-trovati controllo animali RNAi.

Mentre ci presentiamo imaging e di elaborazione per un high-throughput piattaforma, un microscopio convenzionale verticale può essere facilmente utilizzato per catturare le immagini da worm montati su cuscinetti di agarosio ²⁰ o il formato convenzionale in Teflon stampato 8-12 vetrini da microscopio e . L'unica limitazione è che, come la fluorescenza verde di gocce lipidiche colorati con Nilo photobleaches rossi rapidamente, sistematiche e uniformi condizioni di esposizione devono essere utilizzati per garantire la comparabilità tra le immagini. Troviamo che un microscopio completamente automatizzato con condizioni uniformi di acquisizione di immagini funziona meglio in tal senso.

Uno dei punti di forza di questo protocollo è che, dopo le immagini sono raccolte possono essere salvate per il futuro ri-analisi. Le stesse immagini potrebbero essere utilizzati per determinare la dimensione del corpo in aggiunta al contenuto di grasso. Inoltre, come programmi di calcolo diventano più avanzati, c'è la prospettiva di analisi vite singola, generando risultati statisticamente significativida un singolo pozzo. Così il nostro metodo che utilizza high throughput microscopia ha alcuni vantaggi rispetto metodologie schermo pubblicati che utilizzano un Biosort Copas quantificare segnali fluorescenti ^32,33. Tuttavia, le metodologie sono sicuramente gratuito.

Preciso, la determinazione biochimica del contenuto lipidico di SPE e GC / MS conferma la colorazione del Nilo rosso dei grandi negozi di grasso in C. elegans. Anche se la quantificazione assoluta raggiunta dal fissativo colorazione rossa del Nilo e la determinazione dei lipidi biochimici spesso non coincidono perfettamente, entrambi i metodi producono risultati altamente riproducibili, statisticamente significativi che concordano qualitativamente. Inoltre, questo metodo può essere personalizzato per soddisfare le esigenze specifiche dei singoli ricercatori, che possono richiedere un'ulteriore analisi delle classi separate di glicosfingolipidi, fosfolipidi, trigliceridi o presenti nei campioni vari. Va notato che altri gruppi hanno utilizzato altre tecnologie than SPE per separare classi di lipidi prima di GC / MS ^22. Cromatografia su strato sottile (TLC) e cromatografia liquida ad alta pressione (HPLC) ha vantaggi rispetto SPE in quanto potrebbero essere in grado di separare meglio distinti lipidi neutri (es. TAG, diacilgliceroli, acidi grassi ed esteri di colesterolo) da lipidi polari (fosfatidilcolina, fosfatidiletanolamina) e glicole-sfingolipidi. Abbiamo scelto SPE perché richiede un minimo di materiale di partenza (2.500-5.000 vermi), sottolinea i principali a lungo termine riserve di energia, TAG, che costituiscono la maggior parte della frazione lipidica neutro ^4, ed è rapida, non richiede attrezzature specializzate o piastre. Va sottolineato che sulla base di miscele standard, SPE separa completamente TAG da PL, ed è altamente riproducibile e affidabile (vedere figura 5a). Mentre la quantificazione e analisi di esteri metilici di acidi grassi richiede un GC / MS, questa apparecchiatura è comunemente disponibile, e se non localmente, i campioni possonoessere generato come sopra e conservati a -80 ° C sotto azoto fino all'analisi di un collaboratore o commerciale GC / MS servizio è disposto.

L'uscita GCMS contiene dati ad alta risoluzione di ciascun acido grasso all'interno di ciascuna specie di lipidi. Questo permette la determinazione delle differenze dettagliate tra campioni confrontati. Come esempio, il ricercatore potrebbe determinare se il livello di alcuni acidi grassi sono stati modificati in abbondanza significativamente più di altri in daf-2, LPD-3 o fasn-1 RNAi contro controllo vettoriale. Questo strumento estremamente potente può quindi fornire informazioni dettagliate su cui sono alterate specie di lipidi in abbondanza con qualsiasi manipolazione sperimentale.

Per la nostra analisi, il più delle volte normalizzare TAG massa alla massa PL. Mentre la proteina o il DNA può anche essere utilizzato per normalizzare massa lipidica previa determinazione da una aliquota di verme pellet sonicato, troviamo che questi metodi sono soggetti a introdotto errore umano in tutte le fasi di pipettaggio e nel recupero del campione di ogni estrazione. E 'per questo motivo che abbiamo scelto di usare al posto di massa PL come il nostro fattore di normalizzazione. Norme innaturali introdotto all'inizio del protocollo (tritridecanoin per TAG, 1,2-diheptadecanoyl-sn-glicero-3-fosfo-(1'-rac-glicerolo) per PL) sono effettuate attraverso tutte le fasi della estrazione in fase solida e preparazione FAME, e garantire il recupero quantitativo e rappresentante di entrambi TAG e delle frazioni di PL. La garanzia stesso non può essere fatto se gli investigatori utilizzano proteine ​​o di DNA di normalizzare la massa TAG. Crediamo PL essere il calibro più robusta con cui confrontare i livelli di TAG su campioni, come è stato precedentemente dimostrato che PL è solo minuziosamente alterata dal medesimo stimolo effettuare spostamenti di massa grandi livelli TAG, ad esempio fame estesa o aumentata esercizio ^{34 - 36.} PL si pensa di svolgere un ruolo strutturale, garantendo la fluidità di membrana e cellulare integrity e ruoli di segnalazione e non come accumulo di energia ^37-39. Nelle nostre mani, il TAG / PL rapporto più stretto corrisponde a ciò che si ottiene con fissativo a base di lipidi con colorazione rossa del Nilo, e concorda con quello trovato da altri gruppi ^21. Una strategia alternativa è utilizzato dal laboratorio Watts, in cui viene calcolata la percentuale di TAG lipidi rispetto lipidi totali ^9,22,29.

L'uso di non nativi tipi di TAG e PL standard assicura che nessuna acidi grassi nativi saranno inclusi nel calcolo normalizzazione. La scelta della lunghezza della catena è puramente basato sulla necessità di queste norme per non interferire con gli spettri di massa dei nativi acidi grassi. Abbiamo trovato che gli acidi grassi di 13:00 e 17:00 servire meglio a questo scopo. E 'possibile, date le proprietà chimiche diverse di acidi grassi a catena corta, che i nostri standard innaturali acidi grassi potrebbero non essere rappresentativi di recupero di tutti catena di lunghezza acidi grassi o catene con diffindici di saturazione erenti. Così è possibile che durante SPE o GCMS potremmo vedere differenze di efficienza di depurazione o rilevamento tra lipidi di lunghezze di catena diverse. Sulla base di questo e la ionizzazione differenti di diversi acidi grassi nei GCMS, non è possibile effettuare una dichiarazione assoluta circa l'abbondanza di qualsiasi acido grasso dato. Pertanto, abbiamo solo confronto tra i campioni all'interno di un singolo esperimento abbondanze di ogni acido grasso dato. Se si volesse quantificare assolutamente un acido grasso, un modo ciò potrebbe essere ottenuto sarebbe quello di eseguire un campione preparato come descritto addizionate di una quantità nota di un stabilmente marcati con isotopi ¹³ versione C di tale acido grasso o simile, in modo che possa essere distinti sulla base massa dello ione genitore nel MSD, per esempio. Dato che stiamo solo confrontando quantità relative di classi di lipidi o di qualsiasi dato acidi grassi, il nostro TAG 13:00 e 17:00 standard PL servire a questo scopo in modo adeguato, ad un minimo di costo, digarantire il recupero adeguato e rappresentativo di ogni classe dei lipidi.

Fino a questo punto, c'è stata una mancanza di consenso per l'interpretazione di determinati risultati ottenuti con metodologie diverse, e fino a che le metodologie prevalenti dovrebbe essere. Complessiva va osservato che nessun metodo in isolamento è ideale per studiare il metabolismo dei grassi in C. elegans. Tuttavia, utilizzando lo screening multiplo e modalità di convalida, si può ottenere la fiducia in dati ottenuti su lipidici geni regolatori. Pertanto, si intende per nostro protocollo di servire come riferimento per il futuro lavoro nel campo della C. elegans ricerca grasso.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Nome del reagente	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
96-pin replicatore	Nunc	250520
LB Agar	US Biologicals	L1500
Agarosio	Invitrogen	16500500
Pipetta meccanica	Biohit Linea M	M10, M100, M300
Pipetta elettronica	Biohit E Linea	E1200
1 M KH 2 PO 4	Sigma	P0662	pH 6.0 sterilizzati in autoclave
1 M MgSO4	Sigma	M2643	Sterilizzato con Autoclaving
1 M CaCl 2	Sigma	C2661	Sterilizzati in autoclave
NaCl	Sigma	S5886
5 mg / ml Colesterolo	Sigma	C8667	In etanolo al 100%
200 mg / ml Carbenicillin	US Biologicals	C1100	Sterilizzato per filtrazione 0,2 μ
1 M IPTG	US Biologicals	I8500	Sterilizzato per filtrazione 0,2 μ
100 mg / ml ampicillina			Sterilizzato per filtrazione 0,2 μ
5 mg / ml di tetraciclina			In etanolo al 100%
Bacto Agar	BD	214040
Piastre da 96 pozzetti TC	BD-Falcsu	353072	Per 96 pozzetti RNAi
Rettangolari Piatti A / T	Thermo Scientific	242811	Per stampaggio RNAi
LB media	US Biologicals	L1530	Preparato secondo le istruzioni del produttore
96 pozzetti blocchi profondi del saggio Well	Corning	Costar 3960	Rettangolare V-parte inferiore saggio blocco
96 pozzetti Shallow Block test Bene	Corning	Costar 3956	Turno V-parte inferiore saggio blocco
Film di tenuta sterile	VWR	89134-432
Alluminio di tenuta Film	Corning	Costar 6570	Pozzetto nastro sigillante per piastre da 96 pozzetti
M9 tampone	Vedi Speranza et al. 20		Vedi ricetta qui sotto
Triton X-100	Bio-Rad	161-0407
Nilo rosso	Invitrogen	N-1142
Isopropanolo	Pescatore	BP2632-4
96-pin aspiratore	VP scientifico	VP177A-1
96 pozzetti Teflon mascherati vetrini	Thermo Scientific	Costume	Può anche ordinare Trevigen 96 pozzetti Cometslide
96 pozzetti Gold-Seal Coverslides	Thermo Scientific	Costume	È inoltre possibile utilizzare secondo a 96 pozzetti Cometslide
Profondo-bene piastra PCR	VWR	89049-178
Non sterile pellicola adesiva	VWR	60941-070
High-Throughput Microscopio	Leica	DM6000 completamente automatizzato con fase precedente a 96 pozzetti	Con Chroma 49002 serie GFP filtro e obiettivo 2x
Bagno Sonicator	Diagenode	Bioruptor XL
Cloroformio	Sigma	366927-4L
Metanolo	Pescatore	Optima F456-4
Fosfolipidi standard	Avanti Polar Lipids	830456P	1,2-diheptadecanoyl-sn-glycero-3-fosfo-(1'-rac-glicerolo)
Trigliceridi standard	NuChek Prep	T-135	tritridecanoin
Wiretrol Pipettare 50 microlitri	Pescatore	21-176-3A	Drummond Scientfic
Acetone	Sigma	320110-4L
Acido solforico	Pescatore	A300-500
Esano	Pescatore	Optima H306-1
Silica colonna SPE	Thermo Scientific	60108-317	Hypersep SI, 100 mg di resina a letto
Cromatografia in fase solida Collettore	Sigma	57265	Supelco Visiprep 24-DL
Borosilicato Pipette	Pescatore	13-678-27F	10 ml size
Borosilicato Pasteur Pipette	Pescatore	13-678-8B
Tubi Cultura borosilicato	Pescatore	14-961-27
Tubi filettati borosilicato	VWR	14235-460	8 ml di capacità
Tappi fenoliche per Tubi Cultura	Pescatore	14-823-211
GC / MS autocampionatore fiale	Agilent	5188-6592
Tappi per flaconi Autocampionatore	Agilent	5185-5861
GC / MS	Agilent	GC 6890/5973 MSD	La struttura offre anche un Supelcowax-10 colonna
			Nematode Crescita Media (NGM): per 25 piastre da 96 pozzetti RNAi, preparare 1 L di NGM: Reagente Importo Acqua deionizzata 1 L NaCl 3 g Agarosio 17 g Bacto peptone 2,5 g Autoclave liquido ciclo di 121 ° C per 40 min con una ancoretta. Lasciare raffreddare a 60 ° C sotto agitazione in un set piastra calda a 60 ° C. Quindi, aggiungere il seguente: 1 M MgSO4 1 ml 5 mg / ml di colesterolo 1 ml 1 M KH 2 PO 4 (pH 6,0) 25 ml 1 M CaCl 2 1 ml 200 mg / ml carbenicillina 1 ml 1 M IPTG 5 ml Distribuire in piastre da 96 pozzetti RNAi. Conservare a 4 ° C fino al momento dell'uso, fino a 2 settimane. Rettangolari Ampicillina / Tetracycline piastre di LB agar (A / T): per 20 piatti A / T, preparare 1 L di media: Reagente Importo Acqua deionizzata 1 L LB agar (US Biologicals) 32 g 2 M NaOH 1,5 ml Bacto agar 2,5 g Autoclave liquido ciclo di 121 ° C per 40 min con una ancoretta. Lasciare raffreddare a 60 ° C sotto agitazione in un set piastra calda a 60 ° C. Quindi, aggiungere il seguente: Tetracycline 3 ml 100 mg / ml ampicillina 0,5 ml Dispensare 45 ml in ogni piatto. Conservare al buio a 4 ° C fino al momento dell'uso, fino a 4 settimane. Terreni di coltura batterica LB: per 4 L, sufficienti per la coltivazione e la risospensione 25 a 96 pozzetti blocchi Mescolare 62 g di polvere LB (Biologico USALS), 4 l di acqua distillata, e 4.8 ml 2 M di NaOH. Autoclave in 1 L o 0,5 L aliquote, ciclo liquido, 40 min. Può essere conservato fino a 1 anno in bottiglia a tenuta d'aria a temperatura ambiente. Eliminare se nuvoloso. 100 mg / ml ampicillina Miscelare 5 g di ampicillina polvere e acqua deionizzata fino ad un volume totale di 50 ml. Filtro sterilizzare 0,2 μ, erogare in aliquote da 1 ml e congelare a -20 ° C fino al momento dell'uso. 5 mg / ml di tetraciclina Aggiungere 1,25 g di polvere di tetraciclina a 250 ml di etanolo al 100%. Mescolare bene fino a completo scioglimento e conservare a -20 ° C in una luce-contenitore a tenuta stagna. 200 mg / ml Carbenicillin Mescolare 10 g carbenicillina polvere e acqua deionizzata fino ad un volume totale di 50 ml. Filtro sterilizzare 0,2 μ, erogare in aliquote da 1 ml e congelare a -20 ° C fino al momento dell'uso. 5 mg / mlColesterolo Aggiungere 1,25 g di colesterolo per 250 ml di etanolo al 100%. Mescolare bene e conservare a 4 ° C per un massimo di 6 mesi. 1 M MgSO4 Sciogliere 120,37 g MgSO4 in 800 ml di acqua deionizzata. Portare il volume finale a 1 L. Autoclave 40 min ciclo di liquido e conservare a temperatura ambiente. 1 M CaCl 2 Sciogliere 110,98 g di CaCl 2 in 800 ml di acqua deionizzata. Portare il volume finale a 1 L. Autoclave 40 min ciclo di liquido e conservare a temperatura ambiente. 1 M KH 2 PO 4, pH 6.0 Sciogliere 136,09 g di KH 2 PO 4 in 800 ml di acqua deionizzata. pH a 6.0 e portare il volume finale a 1 L. Autoclave 40 min ciclo liquido e conservare a temperatura ambiente. M9 tampone: per 1 L-ci routinely fare 8-10 lotti L Sciogliere 3 g di KH 2 PO 4, 6 g di Na 2 HPO 4, 5 g NaCl, 1 ml 1 M MgSO 4 in 900 ml. Portare il volume finale a 1 Aliquotare L. in 100-500 bottiglie ml e sterilizzare in autoclave 40 min sul ciclo liquido e conservare a temperatura ambiente. 10 N NaOH Sciogliere 400 g di NaOH in 800 ml di acqua deionizzata, lasciare raffreddare e portare a volume finale di 1 negozio L. in provette da 50 ml a temperatura ambiente. 1 M IPTG Aggiungere IPTG 23,81 g di acqua deionizzata e portare il volume totale di 100 ml. Filtro sterilizzare 0,2 μ, erogare in aliquote da 1 ml e congelare a -20 ° C fino al momento dell'uso. Uovo Preparazione Bleach / NaOH Soluzione: 20 ml sufficiente per una preparazione uovo Aggiungere 4 ml di candeggina, 1 ml di NaOH 10 N, 5 ml di H 2 O, e 10 mlM9 tampone in una provetta di polipropilene 50 ml. Rendere immediatamente prima dell'uso. Nilo rosso stock soluzione Aggiungere 50 ml 100 Acetone% a 25 mg di polvere rossa del Nilo. Mescolare bene e conservare a temperatura ambiente in luce-contenitore a tenuta stagna parafilmed. Può essere conservato per mesi in questo modo. Nile soluzione colorante rosso: per 500 ml, sufficienti per colorazione 30 x 96 pozzetti Aggiungere 3 ml di soluzione madre rosso Nilo per 500 ml 40% v / v di isopropanolo. Conservare a temperatura ambiente in un foglio avvolto in bottiglia di vetro. Preparare al momento dell'uso. Fosfolipidi standard Pesare 7,6 standard di fosfolipide mg, 1,2-diheptadecanoyl-sn-glicero-3-fosfo-(1'-rac-glicerolo), in un bicchiere di vetro. Sciogliere in 20 ml 02:01 cloroformio: metanolo (25 nanomoli per 50 pl). Tenere coperto con un foglio di alluminio fino al momento dell'uso.Standard può essere conservata a -80 ° C in una fiala di vetro con tappo ermetico fenolica per 1 anno. Trigliceridi standard Pesare 6,8 standard di trigliceridi mg, tritridecanoin, in un bicchiere di vetro. Sciogliere in 30 ml 02:01 cloroformio: metanolo (16,7 nanomoli per 50 pl). Tenere coperto con un foglio di alluminio fino al momento dell'uso. Standard può essere conservata a -80 ° C in una fiala di vetro con tappo ermetico fenolica per 1 anno.