Articolo metodologico

Dithranol come Matrix Assisted Laser per Matrix desorbimento / ionizzazione Imaging su una trasformata di Fourier Ionorisonanza Ciclotronica Mass Spectrometer

DOI:

10.3791/50733

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26 novembre 2013

 ,  , 
1University of Victoria-Genome BC Proteomics Centre, University of Victoria, 2Department of Biochemistry and Microbiology, University of Victoria

In questo articolo

Sommario

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Dithranol (DT; 1,8-diidrossi-9 ,10-dihydroanthracen-9-one) è stato precedentemente segnalato come una matrice MALDI per l'imaging tessuto di piccole molecole; protocolli per l'uso di DT per l'imaging MALDI di lipidi endogeni sul superficie di sezioni di tessuto di positivo-ion MALDI-MS su uno strumento quadrupolo-FTICR altissima risoluzione sono forniti qui.

Abstract

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Spettrometria di massa di imaging (MSI) determina la localizzazione e distribuzione pattern spaziali di composti sulla superficie di una sezione di tessuto, principalmente utilizzando MALDI (matrice desorbimento laser assistita / ionizzazione) basati tecniche analitiche. Sono necessarie nuove matrici per piccola molecola MSI, che possono migliorare l'analisi di basso peso molecolare (MW) composti,. Queste matrici dovrebbero fornire maggiori segnali di analiti riducendo segnali di fondo MALDI. Inoltre, l'uso di strumenti ad altissima risoluzione, come trasformata di Fourier ciclotrone ionico (FTICR) spettrometri di massa, ha la capacità di risolvere segnali analita da segnali a matrice, e questo può parzialmente superare molti problemi associati con lo sfondo proveniente dalla MALDI matrice. La riduzione delle intensità dei cluster matrice metastabili di FTICR MS può anche contribuire a superare alcuni dei disturbi associati con picchi matrice su altri strumenti. Ad alta risoluzionestrumenti quali gli spettrometri di massa FTICR sono vantaggiosi in quanto possono produrre modelli di distribuzione di molti composti contemporaneamente pur fornendo fiducia in identificazioni chimici. Dithranol (DT; 1,8-diidrossi-9 ,10-dihydroanthracen-9-one) è stato precedentemente segnalato come una matrice MALDI per imaging dei tessuti. In questo lavoro, un protocollo per l'uso di DT per MALDI imaging lipidi endogeni dalle superfici di sezioni di tessuto di mammifero, da positivo ioni MALDI-MS, su un ibrido quadrupolo altissima risoluzione sono stati inseriti strumento FTICR.

Introduzione

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Spettrometria di massa di imaging (MSI) è una tecnica analitica per la determinazione della localizzazione e distribuzione pattern spaziali di composti sulla superficie di una sezione di tessuto 1,2. Matrix desorbimento laser assistita / ionizzazione (MALDI) MSI per l'analisi di peptidi e proteine ​​è stato usato per più di un decennio e ci sono stati grandi miglioramenti nei metodi di preparazione del campione, sensibilità di rilevamento, risoluzione spaziale, riproducibilità ed elaborazione dati 3,4. Combinando le informazioni risultanti dalle sezioni istologicamente colorate ed esperimenti MSI, patologi sono in grado di correlare le distribuzioni di composti specifici con le caratteristiche fisiopatologicamente interessanti 5.

I modelli di distribuzione di piccole molecole, tra cui farmaci esogeni 6,7 e loro metaboliti 8-10 sono stati interrogati tramite MALDI-MS tissutale 11. I lipidi sono forse il cla più ampiamente studiatass di composti con immagini MALDI, sia nelle SM 12-17 e MS / MS 18 modalità. L'uso di MALDI MSI per l'imaging piccola molecola è stata limitata da diversi fattori: 1) matrici MALDI sono essi stessi piccole molecole (tipicamente m / z <500), che generano segnali di ioni abbondanti. Questi segnali abbondanti possono sopprimere la ionizzazione di analiti piccole molecole e interferire con la loro rilevazione 19,20. Rivestimento senza solventi matrice 21, matrice sublimazione 22, e la matrice preverniciato MALDI MS 23, tra gli altri, sono stati sviluppati per migliorare l'MSI di piccole molecole.

Le nuove matrici che possono migliorare l'analisi di composti a basso MW sono di grande interesse per la piccola molecola MSI. Queste matrici dovrebbero fornire maggiori segnali di analiti con i segnali a matrice diminuito. Nella modalità positiva di litio, 2,5-diidrossibenzoico acido (DHB) e α-ciano-4-idrossicinnamico acido (CHCA) sono le due matrici MALDI MS comunemente utilizzati per MSI 24 . La matrice ideale sarebbe formare piccoli cristalli, in modo da preservare la localizzazione spaziale degli analiti. DHB tende a formare cristalli più grandi, quindi applicando la matrice mediante sublimazione è stata sviluppata per superare parzialmente questo problema, e ha permesso l'uso di questa matrice per l'imaging sensibile dei fosfolipidi 22,25. 9-Aminoacridine è stato usato per MSI di analiti protici in modalità positiva di litio e 26 nucleotidi e fosfolipidi nella modalità 26-29 di ioni negativi. 2-mercaptobenzotiazolo è stato trovato che invia rilevamento MALDI efficiente di lipidi 30, ed è stato utilizzato per l'imaging di cervello di topo gangliosidi 31. La risoluzione ultra della trasformata di Fourier ioni ciclotrone risonanza (FTICR) spettrometri di massa possono in qualche modo alleviare questo problema, risolvendo i segnali di analiti dai segnali matrice 32. Un altro vantaggio dell'uso di FTICR-MS è che le intensità dei cluster matrice metastabili sono riduzioneed 33, che riduce anche queste interferenze 27.

L'uso di ditranolo (DT; 1,8-diidrossi-9 ,10-dihydroanthracen-9-one) come matrice MALDI per imaging dei tessuti è stato precedentemente riportato 34. In questo lavoro attuale, un protocollo dettagliato è fornito per l'uso del DT per il MSI di lipidi endogeni sulle superfici delle sezioni di tessuto lente bovina, in modalità positiva di litio.

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Protocollo

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1. Tissue Sezioni

  1. Flash-congelare i campioni di emissione, una volta raccolte, utilizzando azoto liquido, li spediremo in ghiaccio secco (se richiesto spedizione), e conservarli a -80 ° C fino al sezionamento dei tessuti. (Se si usano campioni commerciali, garantiscono che i campioni sono preparati in questo modo.)
  2. Tagliare gli organi a una dimensione gestibile per adattarsi al bersaglio MALDI. Tagliare le parti indesiderate dell'organo. Per questo studio qui descritto, lenti di vitello erano decapsulated utilizzando una procedura precedentemente descritta 35 prima sezionamento tessuto.
  3. Togliere interi organi da -80 ° C freezer e fissarli su una fase di taglio tessuto criogenico. Per fissare un obiettivo di vitello, mettere una o due gocce d'acqua sul palco tessuto taglio di un criostato. Introdurre rapidamente la lente in acqua prima che si solidifica. In alternativa, la temperatura ottimale di taglio (OCT) composti possono anche essere utilizzati per fissare un tessuto sulla fase di taglio. Se si utilizzano i composti ottobre, un miniMal quantità OCT deve essere applicato e si deve prestare attenzione a garantire che le sezioni di tessuto taglio non saranno contaminati con composti dei PTOM che possono interferire con ionizzazione e rilevazione degli analiti 5,36,37.
  4. Lasciare la temperatura all'interno del criostato equilibrare a -18 ° C. Temperature più fredde o più calde possono essere utilizzati per i tessuti più morbidi o duri, rispettivamente. Poi tagliare il tessuto equatoriale in 20 micron fette spesse. Utilizzare 10-15 micron fette spesse per la maggior parte dei tessuti, tuttavia, a causa della natura fragile del tessuto lente bovina, sono stati usati 20 micron fette spesse. Per tessuto lente bovina, scartare le prime sezioni di tessuto e utilizzare solo le fette che sono vicini o al piano equatoriale.
  5. Se una lente tessuto oculare viene esposta, utilizzare 1,5 ml di acido formico (98% in purezza, grado LC-MS) per prewet la superficie di un ossido di indio e stagno (ITO) rivestite vetrino.
  6. Trasferire accuratamente le sezioni di tessuto alla superficie del ITO-covetro ated vetrino microscopico all'interno del criostato. La sezione di tessuto rapidamente disgelo e diventerà saldamente apposte sulla superficie di scorrimento. Solitamente, sezioni di tessuto multipli possono essere montati su uno stesso vetrino ITO rivestite in questo modo.
  7. Liofilizzare il vetrino per 15 minuti prima dell'applicazione matrice MALDI.
  8. Per le prove matrice, sciogliere le singole matrici in opportuni solventi. Individuare manualmente 1 ml di ciascuna soluzione di matrice sulla sezione di tessuto. Inoltre, individuare uno standard di calibrazione piccola molecola sul tessuto per la verifica della sensibilità MALDI.
  9. Aggiungere tre marchi insegnamento al vetrino ITO ricoperto da scrivere sulla superficie non conduttiva del vetrino ITO rivestite con una penna correzione fluido. Prendete un'immagine ottica della diapositiva tessuto utilizzando uno scanner piano e salvarla in un formato appropriato come tiff o jpg.

2. Matrix Coating

2.1. Automated Matrix Coating

  1. Apsoluzioni matrice strato, che contengono acetonitrile o acetonitrile / acqua miscelata come solventi, automaticamente verso le superfici delle sezioni di tessuto utilizzando un Bruker ImagePrep o una simile spruzzatore matrice elettronico.
  2. Coprire i bordi della superficie frontale del vetrino ITO rivestite con nastro in modo che la matrice non rivestire i bordi della diapositiva. Questo assicura che i marchi insegnamento sulla superficie opposta possono essere usate per l'allineamento scorrevole tessuto. Non coprire i bordi del vetrino con matrice in cui sono utilizzati come punti di contatto per mantenere la conducibilità elettrica della slitta ITO rivestite.
  3. Rivestire il vetrino utilizzando venti cicli di rivestimento matrice (2-sec spruzzo, 30 sec incubazione, e 60 sec tempo di asciugatura per ogni ciclo).

2.2. Manuale Matrix Coating

  1. Se solventi organici (ad esempio cloroformio ed acetato di etile) che sono compatibili con i materiali di produzione del polverizzatore matrice elettronico sono requirosso, utilizzare un aerografo spruzzatore pneumatico assistita per applicare la matrice. Aggiungere la soluzione di matrice preparata al serbatoio del solvente della pistola aerografo e applicare una leggera corrente di azoto pressurizzato per innescare lo spray.
  2. Coprire i bordi della superficie frontale dei vetrini ITO rivestite con nastro in modo che la matrice non rivestire i bordi della diapositiva. Questo assicura che i marchi insegnamento sulla superficie opposta possono essere usate per l'allineamento scorrevole tessuto. Non coprire i bordi del vetrino con matrice in cui sono utilizzati come punti di contatto per mantenere la conducibilità elettrica della slitta ITO rivestite.
  3. Dopo che sono stati osservati spray stabili e sottili, spruzzare manualmente la matrice in modo che esso completamente ricopre la sezione di tessuto. Applicare la quantità minima di soluzione di matrice richiesta di bagnare appena la superficie durante ogni ciclo per evitare possibili delocalizzazione analita. In generale, utilizzare circa 10 cicli di spruzzo matrice per rivestire una sezione di tessuto, il numero di cicli èdipendenti dal tipo di tessuto e composizione della matrice.

3. MALDI MS

  1. Preparare una soluzione di massa diluendo il "ES sintonia Mix" soluzione standard di un fattore 1:200 a 60:40 isopropanolo: acqua (contenente 0,1% di acido formico nella miscela finale).
  2. Introdurre 2 ml / min della soluzione diluita "ES sintonia Mix" in dual-mode ionizzazione elettrospray (ESI) / sorgente di ioni MALDI sulla massa spettrometro FTICR, dal lato ESI.
  3. Usare lo strumento FTICR in modalità ESI positiva-ione, con rilevamento a banda larga e una dimensione di acquisizione dati di 1,024 kb / sec. I parametri tipici ESI sono capillare tensione elettrospray, 3.900 V; spruzzare tensione scudo, 3.600 V; gas nebulizzatore (N 2) flusso, 2 L / min; gas secco (N 2) flusso e temperatura, 4 L / min e 200 ° C; skimmer 1 tensione, 15 V, il tempo di volo (TOF), 0.009 sec; gas di collisione (Ar) il flusso, 0,4 L / s; sorgente di tempo di accumulo di ioni, 0.1 sec;e la cella di collisione tempo di accumulo di ioni, 0,2 sec. Regolare i parametri di funzionamento FTICR al fine di massimizzare la sensibilità analitica nell'intervallo massa da m / z 200 a 1.400, pur mantenendo una buona dominio del tempo libero-induzione decadimento (FID) segnali. In genere, i parametri di funzionamento ICR sono tensione sidekick, 8 V; Sidekick tensione di offset, 8 V; eccitazione amplificazione di 10; dell'eccitazione tempo di impulso, 0,01-,015 sec; davanti tensione di placca trappola, 1,5 V; trappola di nuovo tensione di placca, 1,6 V e analizzatore tensione ingresso, -4 V. Dopo una serie di parametri di funzionamento FTICR è stata determinata, acquisire spettri di massa ESI e calibrare lo strumento utilizzando masse di riferimento delle mescole standard nella soluzione "ES sintonia Mix".
  4. Per sintonizzare lo strumento per il funzionamento MALDI, sciogliere diverse aliquote 1 pl di una terfenadina mista e soluzione standard reserpina nella soluzione matrice ad una concentrazione di 1 mM ciascuno e individuare queste soluzioni direttamente su uno dei tissue sezioni (cioè una sezione di tessuto test) che è stato montato su un vetrino ITO rivestite. Posizionare il vetrino ITO rivestite in un adattatore per slitta tessuto (cioè un particolare obiettivo MALDI) e caricare l'adattatore dal lato MALDI nella duplice sorgente ionica ESI / MALDI. Ottimizzare i parametri operativi MALDI appropriati per la potenza del laser e il numero di colpi laser per accumulo segnale MALDI per ogni scansione massa, ecc parametri di funzionamento MALDI tipici sono: colpi laser, 50, e una tensione MALDI piatto di 300 V.
  5. Dopo la messa a punto, calibrazione, e ottimizzando lo strumento per esperimenti MALDI-MSI, allineare la posizione fisica di una sezione di tessuto per essere ripreso con la sua immagine ottica registrata all'interno del software di imaging. Utilizzare i tre marchi "correzione-fluido", precedentemente messi sul lato opposto della superficie di scorrimento ITO rivestite (passo 1,9), per questo allineamento utilizzando un metodo di triangolazione tre punti.
  6. Eseguire un ESI simultanea e MALOperazione di DI in modo che ogni spettro di massa contiene i picchi di massa di riferimento della soluzione "ES sintonia Mix" per il post-acquisizione calibrazione massa interna. Ciò comporterà la misura della massa più accurata durante MALDI MS. Per fare questo, prima attenuare il segnale ESI diminuendo la tensione capillare finché i segnali MALDI dominano spettri mentre i segnali calibranti ESI sono ancora abbastanza elevata per la calibratura massa interna.
  7. Successivamente, impostare un metodo rastering automatizzato per irraggiamento laser. Definire le regioni di tessuto per essere ripreso e impostare la dimensione del passo raster laser appropriato. Si noti che le dimensioni di passo più piccolo raster forniscono immagini di risoluzione dei tessuti superiori, ma richiedono un tempo significativamente più lungo di massa spettrale acquisizione e più spazio di archiviazione dei dati. Il numero di pixel dell'immagine dipende dal passo raster laser da impostare e le dimensioni del tessuto. Per una tipica lente bovino che ha una dimensione 1 cm2 tessuto, un tessuto immagine è solitamente composto di ca. 5.000 pixel, se viene utilizzato un passo raster laser di 200 micron su uno strumento FTICR. Utilizzare una analisi "posto a caso", perché ciò impedisce polarizzazione basata sulla posizione a causa dell'attenuazione del segnale graduale durante l'esperimento.

4. Analisi dei dati

  1. Calibrare gli spettri di massa MALDI utilizzando calibrazione interna per il confronto iniziale e selezionare i picchi di MS / MS. De-isotopi e scegliere le cime monoisotopico come precedentemente descritto, utilizzando uno script VBA personalizzato 38.
  2. Esportare il conseguente liste di picco monoisotopico e inserire i valori m / z misurate nel METLIN 39 e / o le HMDB 40 database metaboloma per corrispondenza di massa con le voci di libreria. Si consideri la (M + H) +, (M + Na) + e (M + K) + ioni durante le ricerche di database, con un errore massa ammissibile di ± 1 ppm.
  3. Generare immagini MALDI per tutte le entità lipidi rilevati su tutta la sezione di tessuto con imagsoftware e-analysis, con ampiezza di filtro massa di 1 ppm all'apice del picco.
  4. Una volta che le immagini sono state generate per tutti i valori m / z che corrispondono voci del database, generare immagini per tutte le altre vette, nonché a cercare modelli di distribuzione unici che possono essere studiati più tardi.

5. La conferma delle identità dei lipidi Imaged

  1. Confermare l'identità dei lipidi alti abbondanza, che hanno caratteristiche frammenti di ioni che possono essere rilevati utilizzando lo strumento FTICR (ad es 184,073 per fosfolipidi), da MALDI-MS/MS. Eseguire MALDI-MS/MS utilizzando collisione indotta dissociazione (CID) direttamente sul tessuto.
  2. Per tali specie lipidiche che non può essere confermata direttamente MALDI-MS/MS, utilizzare un sistema UPLC accoppiato ad uno spettrometro di massa q-TOF 34.
    1. Sezionare manualmente aliquote contenenti ~ 10 mg di tessuto dalla zona in cui le specie di interesse è stato localizzato. Posizionare questi aliquote di tessuto in 2provette per centrifuga ml.
    2. Omogeneizzare ciascuna aliquota tessuto in 250 ml di acqua, utilizzando un mulino miscelatore con due cinque millimetri sfere metalliche in acciaio inox.
    3. Aggiungere 1 ml di soluzione di cloroformio-metanolo (1:3, v / v) e miscelare i tubi. Successivamente, centrifugare le provette con una microcentrifuga a 12.000 xg per 10 min.
    4. Raccogliere il surnatante e asciugarle in un concentratore di velocità rotativo vuoto.
    5. Sciogliere i residui in 100 ml di isopropanolo 30:70: acqua. Iniettare una aliquota di 10 microlitri nella colonna UPLC per la separazione con gradiente di eluizione.
    6. Utilizzare le condizioni cromatografiche per on-line LC-MS/MS lipidi, che sono stati pubblicati in precedenza 34.
    7. Generare una corrente di ioni estratto (XIC) cromatogrammi utilizzando i valori teorici m / z, con una finestra di ± 50 ppm intorno masse teoriche.
    8. Se composti autentici per tali lipidi sono disponibili, corrispondere i tempi di ritenzione dei composti autentici con quelle del corrispondentecorrispondente picchi XIC dai campioni di tessuto. Se i composti sono uguali, i tempi di ritenzione e spettri MS / MS devono corrispondere.
  3. Se un composto autentico non è disponibile, utilizzare il modello di frammentazione del lipide rilevato per abbinare uno spettro standard di MS / MS da un database metabolome come METLIN o HMDB. Utilizzare interpretazione spettrale massa de novo di determinare una possibile struttura per il lipide.

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Risultati

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I campioni di tessuto che sono sezionate e montate disgelo sui vetrini ITO rivestite devono essere intatti, senza strappi visibile. Per molti tessuti, montaggio su un vetrino ITO rivestito disgelo tessuto diretta è accettabile. Per alcuni tessuti specifici come obiettivo bovini, ampia lacerazione del tessuto è spesso visto durante il montaggio disgelo diretta viene utilizzato (Figura 1a). Prerivestimento del vetrino ITO con etanolo o acido formico (Figura 1b) aiuta a mantenere l'integri...

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Discussione

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Le considerazioni più importanti per il successo MALDI MSI sono: 1) la preparazione dei tessuti; 2) scelta della matrice; 3) l'applicazione della matrice e 4) l'interpretazione dei dati e l'analisi. Quando il campione e la matrice sono opportunamente preparate, l'acquisizione dati MS è automatizzato. L'analisi dei dati da questo tipo di esperimento è piuttosto costosa.

Preparazione dei tessuti adeguato è fondamentale per il successo delle sperimentazioni MALDI MSI. La sor...

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Dichiarazioni

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Non abbiamo nulla da rivelare.

Ringraziamenti

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Gli autori vorrebbero riconoscere Genome Canada e Genome British Columbia per il finanziamento della piattaforma e supporto. Ringraziamo anche il Dott. Carol E. Parker per la revisione critica del manoscritto assistenza e la modifica. CHL grazie anche British Columbia Proteomica di rete per il supporto.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Fegato di rattoPel-Freez Biologicals56023-2
Lente di vitello bovinaPel-Freez Biologicals57114-2Il campione deve essere decapsulato29 prima dell'uso
Dithranol (DT)Sigma-Aldrich10608MALDI
Matrixα-Cyano-4-idrossi-cinnamic Acid (CHCA)Sigma-Aldrich70990MALDI Matrix
Acido 2,5-diidrossibenzoico (DHB)Sigma-Aldrich85707MALDI
Matrice ReserpinaSigma-Aldrich83580
TerfenadinaSigma-AldrichT9652
Acido formicoSigma-Aldrich14265
Formiato di ammonioSigma-Aldrich14266
Idrossido di ammonioSigma-Aldrich
Acido trifluoroacetico (TFA)Sigma-Aldrich302031
AcquaSigma-Aldrich39253
MetanoloSigma-Aldrich34860
AcetonitrileSigma-Aldrich34967
Acetato di etileSigma-Aldrich34972
IsopropanoloSigma-Aldrich34965
CloroformioSigma-Aldrich366927
AcetoneSigma-Aldrich34850
EtanoloAlcoli commerciali 95%
ES Tuning MixAgilent TechnologiesG2431A
ITO Vetrini rivestiti HudsonSurface TechnologyPSI1207000Assicurarsi che i campioni siano posizionati sul lato elettricamente conduttivo
Penna di correzione Wite-Out Shake-N-SqueezeBicWOSQP11
Spruzzatore per aerografoIwataEclipse HP-CS
ImagePrepBruker249500-LS
Adattatore MALDIBruker235380
320145

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Chaurand, P., Stoeckli, M., Caprioli, R. M. Direct Profiling of Proteins in Biological Tissue Sections by MALDI Mass Spectrometry. Anal. Chem. 71, 5263-5270 (1999).
  2. Caprioli, R. M., Farmer, T. B., Gile, J. Molecular Imaging of Biological Samples. Localization of Peptides and Proteins Using MALDI-TOF MS. Anal. Chem. 69, 4751-4760 (1997).
  3. Amstalden van Hove, E. R., Smith, D. F., Heeren, R. M. A. A concise review of mass spectrometry imaging. J. Chromatogr. A. 1217, 3946-3954 (2010).
  4. Norris, J. L., Caprioli, R. M. Analysis of Tissue Specimens by Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Imaging Mass Spectrometry in Biological and Clinical Research. Chem. Rev. Feb 11, (2013).
  5. Walch, A., Rauser, S., Deininger, S. -O., Höfler, H. MALDI imaging mass spectrometry for direct tissue analysis: a new frontier for molecular histology. Histochem. Cell Biol. 130, 421-434 (2008).
  6. Hsieh, Y., et al. Matrix-assisted laser desorption/ionization imaging mass spectrometry for direct measurement of clozapine in rat brain tissue. Rapid Commun. Mass Spectrom. 20, 965-972 (2006).
  7. Trim, P. J., et al. Matrix-assisted laser desorption/ionization-ion mobility separation-mass spectrometry imaging of vinblastine in whole body tissue sections. Anal. Chem. 80, 8628-8634 (2008).
  8. Khatib-Shahidi, S., Andersson, M., Herman, J. L., Gillespie, T. A., Caprioli, R. M. Direct molecular analysis of whole-body animal tissue sections by imaging MALDI mass spectrometry. Anal. Chem. 78, 6448-6456 (2006).
  9. Atkinson, S. J., Loadman, P. M., Sutton, C., Patterson, L. H., Clench, M. R. Examination of the distribution of the bioreductive drug AQ4N and its active metabolite AQ4 in solid tumours by imaging matrix-assisted laser desorption/ionisation mass spectrometry. Rapid Commun. Mass Spectrom. 21, 1271-1276 (2007).
  10. Drexler, D. M., et al. Utility of imaging mass spectrometry (IMS) by matrix-assisted laser desorption ionization (MALDI) on an ion trap mass spectrometer in the analysis of drugs and metabolites in biological tissues. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 55, 279-288 (2007).
  11. Prideaux, B., Stoeckli, M. Mass spectrometry imaging for drug distribution studies. J. Proteomics. 75, 4999-5013 (2012).
  12. Sugiura, Y., Setou, M. Imaging Mass Spectrometry for Visualization of Drug and Endogenous Metabolite Distribution: Toward In Situ Pharmacometabolomes. J. Neuroimmune Pharmacol. 5, 31-43 (2009).
  13. Garrett, T. J., Yost, R. A. Analysis of intact tissue by intermediate-pressure MALDI on a linear ion trap mass spectrometer. Anal. Chem. 78, 2465-2469 (2006).
  14. Woods, A. S., Jackson, S. N. Brain tissue lipidomics: direct probing using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry. AAPS J. 8, 391-395 (2006).
  15. Cha, S., Yeung, E. S. Colloidal graphite-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry and MSn of small molecules. 1. Imaging of cerebrosides directly from rat brain tissue. Anal. Chem. 79, 2373-2385 (2007).
  16. Burnum, K. E., et al. Spatial and temporal alterations of phospholipids determined by mass spectrometry during mouse embryo implantation. J. Lipid Res. 50, 2290-2298 (2009).
  17. Veloso, A., et al. Anatomical distribution of lipids in human brain cortex by imaging mass spectrometry. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 22, 329-338 (2011).
  18. Tanaka, H., et al. Distribution of phospholipid molecular species in autogenous access grafts for hemodialysis analyzed using imaging mass spectrometry. Anal. Bioanalyt. Chem. 400, 1873-1880 (2011).
  19. Lou, X., van Dongen, J. L., Vekemans, J. A., Meijer, E. W. Matrix suppression and analyte suppression effects of quaternary ammonium salts in matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry: an investigation of suppression mechanism. Rapid Comm. Mass Spectrom. 23, 3077-3082 (2009).
  20. Knochenmuss, R., Karbach, V., Wiesli, U., Breuker, K., Zenobi, R. The matrix suppression effect in matrix-assisted laser desorption/ionization: application to negative ions and further characteristics. Rapid Commun. Mass Spectrom. 12, 529-534 (1998).
  21. Puolitaival, S. M., Burnum, K. E., Cornett, D. S., Caprioli, R. M. Solvent-free matrix dry-coating for MALDI imaging of phospholipids. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 19, 882-886 (2008).
  22. Hankin, J. A., Barkley, R. M., Murphy, R. C. Sublimation as a Method of Matrix Application for Mass Spectrometric Imaging. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 19, 1646-1652 (2007).
  23. Grove, K. J., Frappier, S. L., Caprioli, R. M. Matrix pre-coated MALDI MS targets for small molecule imaging in tissues. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 22, 192-195 (2011).
  24. Fuchs, B., Süss, R., Schiller, J. An update of MALDI-TOF mass spectrometry in lipid research. Prog. Lipid Res. 49, 450-475 (2010).
  25. Murphy, R. C., Hankin, J. A., Barkley, R. M., Zemski Berry, K. A. MALDI imaging of lipids after matrix sublimation/deposition. Biochim. Biophys. Acta. 1811, 970-975 (2011).
  26. Vermillion-Salsbury, R. L., Hercules, D. M. 9-Aminoacridine as a matrix for negative mode matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Commun. Mass Spectrom. 16, 1575-1581 (2002).
  27. Hu, C., et al. Analytical strategies in lipidomics and applications in disease biomarker discovery. J. Chromatogr. B Analyt. Technol. Biomed. Life Sci. 877, 2836-2846 (2009).
  28. Miura, D., et al. Ultrahighly sensitive in situ metabolomic imaging for visualizing spatiotemporal metabolic behaviors. Anal. Chem. 82, 9789-9796 (2010).
  29. Cerruti, C. D., Benabdellah, F., Laprevote, O., Touboul, D., Brunelle, A. MALDI Imaging and Structural Analysis of Rat Brain Lipid Negative Ions with 9-Aminoacridine Matrix. Anal. Chem. 84, 2164-2171 (2012).
  30. Astigarraga, E., et al. Profiling and Imaging of Lipids on Brain and Liver Tissue by Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry Using 2-Mercaptobenzothiazole as a Matrix. Anal. Chem. 80, 9105-9114 (2008).
  31. Whitehead, S. N., et al. Imaging mass spectrometry detection of gangliosides species in the mouse brain following transient focal cerebral ischemia and long-term recovery. PloS one. 6, e20808(2011).
  32. Cornett, D. S., Frappier, S. L., Caprioli, R. M. MALDI-FTICR imaging mass spectrometry of drugs and metabolites in tissue. Anal. Chem. 80, 5648-5653 (2008).
  33. Deininger, S. O., et al. Normalization in MALDI-TOF imaging datasets of proteins: practical considerations. Anal. Bioanalyt. Chem. 401, 167-181 (2011).
  34. Le, C. H., Han, J., Borchers, C. H. Dithranol as a MALDI matrix for tissue imaging of lipids by Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Anal. Chem. 84, 8391-8398 (2012).
  35. Han, J., Schey, K. L. MALDI Tissue Imaging of Ocular Lens α-Crystallin. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 47, 2990-2996 (2006).
  36. Schwartz, S. A., Reyzer, M. L., Caprioli, R. M. Direct tissue analysis using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: practical aspects of sample preparation. J. Mass Spectrom. 38, 699-708 (2003).
  37. Chen, Y., et al. Imaging MALDI mass spectrometry of sphingolipids using an oscillating capillary nebulizer matrix application system. Meth. Mol. Biology. 656, 131-146 (2010).
  38. Han, J., et al. Towards high throughput metabolomics using ultrahigh field Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Metabolomics. 4, 128-140 (2008).
  39. Smith, C. A., et al. METLIN: a metabolite mass spectral database. Ther. Drug Monit. 27, 747-751 (2005).
  40. Wishart, D. S., et al. HMDB: a knowledgebase for the human metabolome. Nucleic Acids Res. 37, D603-D610 (2009).
  41. Hoteling, A. J., Erb, W. J., Tyson, R. J., Owens, K. G. Exploring the importance of the relative solubility of matrix and analyte in MALDI sample preparation using HPLC. Anal. Chem. 76, 5157-5164 (2004).
  42. Hoteling, A. J., Mourey, T. H., Owens, K. G. Importance of solubility in the sample preparation of poly(ethylene terephthalate. for MALDI TOFMS. Anal. Chem. 77, 750-756 (2005).
  43. Shroff, R., Rulísek, L., Doubsky, J., Svatos, A. Acid-base-driven matrix-assisted mass spectrometry for targeted metabolomics. Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 106, 10092-10096 (2009).
  44. Eikel, D., et al. Liquid extraction surface analysis mass spectrometry (LESA-MS) as a novel profiling tool for drug distribution and metabolism analysis: the terfenadine example. Rapid Comm. Mass Spectrom. 25, 3587-3596 (2011).
  45. Sadeghi, M., Vertes, A. Crystallite size dependence of volatilization in matrix-assisted laser desorption ionization. Appl. Surf. Sci. 127 - 129, 226-234 (1998).
  46. O'Connor, P. B., Costello, C. E. Internal Calibration on Adjacent Samples (InCAS) with Fourier Transform Mass Spectrometry. Anal. Chem. 72, 5881-5885 (2000).
  47. Jing, L., Amster, I. J. An improved calibration method for the matrix-assisted laser desorption/ionization-Fourier transform ion cyclotron resononance analysis of 15N-metabolically- labeled proteome digests using a mass difference approach. Eur. J. Mass Spectrom. 18, 269-277 (2012).
  48. Zhang, L. -K., Rempel, D., Pramanik, B. N., Gross, M. L. Accurate mass measurements by Fourier transform mass spectrometry. Mass Spectrom. Rev. 24, 286-309 (2005).
  49. Clemis, E. J., et al. Quantitation of spatially-localized proteins in tissue samples using MALDI-MRM imaging. Anal. Chem. 84, 3514-3522 (2012).
  50. Schwamborn, K., Caprioli, R. M. Molecular imaging by mass spectrometry--looking beyond classical histology. Nat. Rev. Cancer. 10, 639-646 (2010).
  51. Oppenheimer, S. R., Mi, D., Sanders, M. E., Caprioli, R. M. Molecular analysis of tumor margins by MALDI mass spectrometry in renal carcinoma. J. Proteome Res. 9, 2182-2190 (2010).

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