Murino cervicale Cuore trapianto Modello utilizzando una tecnica Cuff Modificato

Sommario

Il modello murino di trapianto di cuore cervicale è adatto per immunologica nonché studi danno da ischemia riperfusione. Abbiamo modificato la procedura utilizzando una tecnica bracciale non sutura ed eseguito più di 1.000 trapianti di successo con questo approccio.

Qui, forniamo ulteriori dettagli di questa tecnica per integrare il video.

Abstract

Modelli murini sono di particolare interesse per la ricerca in quanto una grande varietà di anticorpi monoclonali e commercialmente definiti inbred e ceppi di eliminazione diretta sono a disposizione per effettuare meccanicistico studi in vivo. Mentre i modelli di trapianto di cuore utilizzando una tecnica di sutura sono stati sviluppati con successo nei ratti, la traduzione in un altrettanto diffuso equivalente murino usato non è mai stata raggiunta a causa della complessità tecnica del procedimento microchirurgico. Al contrario, le tecniche di gemelli non sutura, anche sviluppati inizialmente nei ratti, sono stati adattati con successo per l'utilizzo nei topi ^1-3. Questa tecnica di rivascolarizzazione prevede due fasi principali I) eversione della nave ricevente su un bracciale in polietilene; II) tirando la nave cedente sopra la nave ricevente precedentemente estroflesso e tenendolo in posizione con un pareggio circonferenziale. Ciò garantisce una continuità dello strato endoteliale, tempo di funzionamento breve e molto elevati tassi di pervietà ^4. t "> Utilizzando questa tecnica di anastomosi vascolare abbiamo effettuato più di 1.000 trapianti di cuore cervicale con un tasso di successo complessivo del 95%. Per afflusso arterioso l'arteria carotide comune e l'arco aortico prossimale sono stati anastomizzata conseguente perfusione retrograda del cuore trapiantato. Per il drenaggio venoso polmonare dell'innesto è stata anastomizzata con la vena giugulare esterna del destinatario ^5.

Qui, forniamo ulteriori dettagli di questa tecnica per integrare il video.

Introduzione

Il trapianto cardiaco rappresenta la terapia di scelta per i pazienti affetti da diverse malattie di cuore allo stadio terminale. I progressi nelle tecniche chirurgiche, più efficace profilassi delle infezioni, e nuovi regimi immunosoppressivi determinato marcatamente migliore risultato del trapianto di organi ^6. Tuttavia, la sopravvivenza del trapianto a lungo termine non è migliorata con rigore negli ultimi anni ^7. Rigetto cronico, caratterizzata da trapianto arteriosclerosi continua ad essere un grave ostacolo per la sopravvivenza del trapianto a lungo termine ^8-11.

Il modello di trapianto cardiaco eterotopico nei topi fornisce uno strumento importante e valido per l'analisi del meccanismo immunologico durante acuta e rigetto cronico ^12-15.

Ad oggi il modello di trapianto più frequente è ancora il trapianto di cuore del mouse addominale utilizzando la tecnica di sutura. L'aorta ascendente del cuore del donatore viene anastomizzato alla unbdominal aorta e l'arteria polmonare è anastomizzati alla vena cava inferiore del destinatario. Gran parte delle difficoltà microchirurgico del modello di sutura si basa sulla piccola dimensione dei vasi, che vengono suturate ^16,17.

In contrasto con il modello sutura cuore è posto nella regione del collo del recipiente in cui la vena giugulare esterna è anastomizzato l'arteria polmonare e l'arteria carotide comune l'aorta del donatore.

La logica dello sviluppo del modello di trapianto di cuore cervicale con la tecnica bracciale era di avere un modello animale, che permette di ottenere alte percentuali di successo con le abilità di microchirurgia di base che permetteranno un'ampia applicazione di questo modello. I principali vantaggi di questo metodo sono l'anastomosi significativamente meno che si verificano complicazioni come emorragie e trombosi correlata rispetto al modello di sutura ^18.

Protocollo

Gli animali sono alloggiati in una struttura senza barriere patogeno. Tutti gli animali ricevono cure umana nel rispetto dei "Principi di cura degli animali da laboratorio" formulate dalla Società Nazionale per la ricerca medica "e la" Guida per la cura e l'uso di animali da laboratorio ", preparati dalla National Academy of Sciences e pubblicata dal National Institutes of Health (NIH Publication no. 86-23, rivisto 1985). Tutti gli esperimenti sono approvati dal Ministero della Pubblica Istruzione, la Scienza e la Cultura austriaca.

1 Destinatario Preparazione

1. Anestetizzare il destinatario animale con una iniezione im di xilazina (5 mg / kg di peso corporeo) e ketamina (100 mg / kg di peso corporeo).
2. Rimuovere tutti i capelli della regione cervicale laterale dell'animale e macchia il campo operatorio tre volte utilizzando chlorhexdine.
3. Posizionare il mouse in posizione supina sul campo operatorio.
4. Successivo fare una incisione cutanea dal inc giugulareIsion alla mandibola in basso a destra.
5. Successivamente, senza mezzi termini mobilitare la giusta vena giugulare esterna (EJV) e dividere i rami tra legature.
6. Poi dividere il EJV tra legature avendo cura di lasciare una lunghezza sufficiente per rovesciare il moncone prossimale sul corpo del bracciale.
7. Avanti rimuovere il lobo destro della ghiandola sottomandibolare.
8. Per l'anastomosi venosa passare l'estremità prossimale del EJV attraverso il bracciale polietilene e fissarlo alla maniglia del bracciale con un micro pinza.
9. Rimuovere la legatura alla fine della nave, Evert il lume sopra il bracciale e fissarlo con un 8-0 loop di seta (Figura 1a).
10. Successivamente transetto il muscolo sternocleidomastoideo destro con cauterizzazione bipolare per accedere alla carotide comune.
11. Successivo mobilitare l'arteria carotide comune e tagliare il vaso tra le legature.
12. Successivo mobilitare l'arteria carotide comune e tagliare il vaso tra le legature.
13. Passare i disTal fine della nave attraverso il bracciale e fissarla con la fascetta arteria.
14. Rimuovere la legatura all'estremità della nave e distendere il lume usando dilatatori vascolari. Successivamente, in analogia al EJV Evert l'arteria sopra il bracciale e fissarlo con un ciclo di 8-0 seta.

Procurement 2 Cuore

1. Anestetizzare il topo donatore con un'iniezione im di xilazina (5 mg / kg di peso corporeo) e ketamina (100 mg / kg di peso corporeo). Quindi rimuovere tutti i capelli della regione addominale dell'animale. Scrub il campo operativo tre volte utilizzando chlorhexdine. Posto Avanti il ​​mouse in posizione supina sul campo operatorio come precedentemente descritto.
2. A seguito di una incisione addominale mediana, ritrarre i visceri con Q-punte a sinistra, al fine di esporre la vena cava inferiore (IVC).
3. Iniettare 400 ml di una 1: soluzione di sodio 4 eparina nella IVC per eparinizzazione.
4. Eseguire una toracotomia e piegare la parete toracica anteriore sopra cranialmente per guadagnare access al cuore.
5. Quindi, rimuovere il timo e fare sfiato incisioni nella vena cava superiore sinistra e destra.
6. Successivamente, profumato cuore in maniera retrograda con 4 ° C la soluzione HTK dalla cannulazione dell'arco aortico con una siringa G 27 a livello del ramo brachiocefalico.
7. Legare l'inferiore e vena cava superiore con 8-0 seta e dividerli distalmente alle legature.
8. Accanto dividere aortico a livello della cannulazione precedente e sezionare libera il tronco polmonare e dividerlo per quanto distalmente possibile.
9. In seguito, legare le vene polmonari con una legatura di massa e dividerli distalmente alle legature.
10. Infine, rimuovere il cuore dal sito donatore e conservarla in 4 ° Celsius soluzione HTK (Figura 1b).

3. impianto

1. Posizionare il trapianto di cuore nella regione del collo destinatario in una posizione capovolta (Figura 1c ).
2. Successivo tirare il tronco polmonare del cuore sopra il costrutto bracciale vena del destinatario e fissarlo con un ciclo di seta (Figura 1d).
3. Eseguire l'anastomosi tra l'aorta dell'innesto e l'arteria estroflesso del destinatario degli animali nello stesso modo (Figura 1e).
4. Successivamente, rimuovere il morsetto venoso prima, seguita dalla pinza arteriosa. Il cuore è riperfuso e inizia a battere in 1-2 min. Durante la riperfusione inumidire il cuore con caldo (35 ° C) soluzione salina.
5. Infine, chiudere la ferita chirurgica con 6-0 sutura continua (Figura 1e).

4 Cura postoperatoria, Endpoint

1. Rinunciare a 0,3 ml di soluzione fisiologica normale ip dopo l'intervento per la sostituzione del fluido.
2. Posizionare l'animale sotto una lampada di calore fino risveglio dall'anestesia.
3. Una volta sveglio, rispedire l'animale verso la struttura alloggiativa dove ricevono cibo e acqua ad libitum.
4. A MIdolore nimize durante i primi 7 giorni postoperatori amministrare carprofene (4 mg / kg per via sottocutanea ogni 12 ore (sc). Inoltre, dare buprenorfina (0,1 mg / kg), subito dopo l'operazione ogni 12 ore per 5 giorni.
5. Ottenere il peso (g) di ogni destinatario animale settimanale per valutare il corretto apporto nutrizionale. Se vi sono prove di oltre il 10-15% di perdita di peso rispetto al peso alla chirurgia-data, apatia, paralizzante o una schiena molto piegata, sacrificare l'animale con terminale inalazione isoflurano prima di raggiungere il punto finale clinico. Anche sacrificare l'animale dopo che il cuore è stato respinto.

Risultati

La Figura 2 mostra i dati di sopravvivenza rappresentativi di trapianti cardiaci da donatori BALB / c dopo il trapianto in pieno MHC non corrispondenti C57BL / 6 destinatari. I cuori sono respinti il ​​giorno 7 ± 1 dopo il trapianto. Finger palpazione del trapianto allogenico trapiantato è un metodo sensibile per rilevare il corso dipendente dal tempo di rigetto. Tutti i trapianti di cuore eseguiti singeniche nella nostra serie sono sopravvissuti a tempo indeterminato (> 150 giorni).

Discussione

Rifiuto di trapianti vascolarizzati comporta una pletora di diverse fasi che possono essere non sufficientemente valutati solo con modelli in vitro. Fenomeni come la sensibilizzazione dei destinatari, trasformazione antigeni negli organi linfoidi secondari, ma anche la differenziazione e la proliferazione delle cellule immuno-competenti sono meglio caratterizzati in vivo. I modelli animali sono quindi lo strumento ideale per la ricerca traslazionale ^16. Modelli murini rappresentano ancora il...

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Yasargil Clip Mini Permanente 7 mm	Aesculap	FE720K
Micro clip per vasi	S & T	B1 00396 V
Microforbice	FST	14075-11
Dilatatore per vasi	S & T	D-5a.2 00125
Micropinze	FST	Dumont 11271- 30
Clipapplicator	S & T	CAF-4 00072
Clip per microvasi	S & T	B1 00396 V