Identificazione di un Murine eritroblasto sottopopolazione Enriched in enucleare Eventi da Multi-spettrale Imaging Citometria a Flusso

Sommario

Il presente protocollo descrive un nuovo metodo di identificazione di una popolazione di enucleare eritroblasti ortocromatiche dal flusso di imaging multispettrale citometria, fornendo una visualizzazione del processo di enucleazione eritroblasti.

Abstract

Eritropoiesi nei mammiferi si conclude con il drammatico processo di enucleazione che si traduce nella formazione dei reticolociti. Il meccanismo di enucleazione non è stato ancora completamente chiarito. Un problema comune riscontrato quando si studia la localizzazione delle proteine ​​chiave e strutture all'interno erythroblasts enucleare mediante microscopia è la difficoltà di osservare un numero sufficiente di cellule in fase di enucleazione. Abbiamo sviluppato un protocollo di analisi romanzo utilizzando multiparameter imaging cellulare ad alta velocità del flusso (Multi-Spectral Imaging citometria a flusso), un metodo che combina microscopia a immunofluorescenza con citometria a flusso, al fine di individuare in modo efficiente un numero significativo di eventi enucleare, che permette di ottenere misure ed eseguire analisi statistiche.

Per prima cosa descriviamo qui due vitro l'eritropoiesi metodi di coltura in utilizzati per sincronizzare erythroblasts murini e aumentare la probabilità di catturare l'enucleazione al secoloe momento della valutazione. Poi, si descrive in dettaglio la colorazione degli eritroblasti dopo la fissazione e permeabilizzazione per studiare la localizzazione delle proteine ​​intracellulari o raft lipidici durante l'enucleazione dal flusso di imaging multispettrale citometria. Insieme con dimensioni e DNA/Ter119 colorazione che vengono utilizzati per identificare gli eritroblasti ortocromatiche, utilizziamo i parametri "rapporto" di una cella nel canale in campo chiaro che aiuta nel riconoscimento delle cellule allungate e "delta baricentro XY Ter119/Draq5 "che permette l'identificazione di eventi cellulari in cui è molto distanti dal centro di DRAQ5 colorazione (nucleo fase di estrusione) al centro di Ter119 colorazione (reticolociti nascente), indicando così una cella per enucleate. Il sottoinsieme della popolazione ortocromatica eritroblasto con l'alta baricentro delta e basso rapporto d'aspetto è altamente arricchito in enucleare cellule.

Introduzione

Differenziazione terminale all'interno della linea eritroide nei mammiferi si conclude con il drammatico processo di enucleazione, attraverso il quale il eritroblasti ortocromatica espelle suo nucleo membrana-incassato (pyrenocyte) ^1, generando un reticolociti ^2. L'esatto meccanismo di questo processo, che è anche il fattore limitante di successo, su larga scala, la produzione di globuli rossi in vitro, non è ancora completamente chiarito. La localizzazione di proteine ​​chiave e strutture all'interno eritroblasti enucleare si basa sull'utilizzo di microscopia a fluorescenza ed elettronica ^3-5. Questo processo noioso provoca tipicamente l'identificazione di un numero limitato di eventi enucleazione e non sempre consente l'analisi statistica significativa. Espansione su un metodo di identificazione eritroblasto descritto in precedenza da McGrath et al. ^6, abbiamo sviluppato un nuovo approccio per identificare e studiare gli eventi enucleazione da Ima Multi-Spectralging Citometria a Flusso (imaging multiparametrico ad alta velocità cella in flusso, un metodo che combina microscopia a fluorescenza con citometria a flusso) ^7, che può fornire un numero sufficiente di osservazioni per ottenere misure ed effettuare analisi statistiche.

Qui, descriviamo primi due vitro eritropoiesi metodi di coltura in utilizzati per sincronizzare eritroblasti e aumentare la probabilità di catturare enucleazione al momento della valutazione. Poi descriviamo in dettaglio la colorazione degli eritroblasti dopo fissazione e permeabilizzazione per studiare la localizzazione delle proteine ​​intracellulari o raft lipidici durante l'enucleazione dal flusso di imaging multispettrale citometria.

I campioni vengono eseguiti su un flusso di immagini citometro e le cellule raccolte sono gated appropriato per identificare eritroblasti ortocromatiche ^6. Eritroblasti ortocromatiche vengono poi analizzati in base al loro rapporto di aspetto, come misurato in campo chiaro imaging, contro il loro valore per il parametro delta centroide XY Ter119-DNA, che è definita come la distanza tra i centri delle aree colorate per Ter119 e DNA, rispettivamente. La popolazione di cellule con basso rapporto di aspetto e di alta baricentro delta XY Ter119/DNA è altamente arricchito in enucleare cellule. Utilizzando wild-type (WT) eritroblasti contro eritroblasti con delezione Mx-Cre mediata condizionale di Rac1 on Rac2 ^{- / -} o combinati Rac2 ^{- / -;} Rac3 ^{- / -} background genetico e questo protocollo di analisi romanzo di flusso di imaging multispettrale citometria, abbiamo recentemente dimostrato che enucleazione assomiglia citochinesi asimmetrico e che la formazione di un anello actomyosin regolata in parte da Rac GTPasi è importante per la progressione enucleazione ^7.

Protocollo

1. Lungo termine in vitro Cultura eritropoiesi (ex vivo differenziamento eritroide Cultura protocollo da Giarratana et al. ^8, modificato e adattato per cellule di topo)

Si tratta di una prospettiva a lungo termine in 3 step nel protocollo eritropoiesi vitro. Nella prima fase (0-4 giorni) 2 x 10 ⁵ cellule / ml vengono posti in un terreno di crescita eritroblasti supplementato con fattore delle cellule staminali (SCF), interleuchina-3 (IL-3), e l'eritropoietina (EPO). Nella seconda fase (5-6 giorni), le cellule sono risospese in 2 x 10 ⁵ cellule / ml e co-coltivati ​​su cellule stromali aderenti (MS5) in terreno di crescita fresco eritroblasti, completata solo con Epo. Nella terza fase (7-9 giorni), le cellule sono coltivate su uno strato di MS-5 cellule nel mezzo di crescita fresco eritroblasti senza citochine massimo di enucleazione (Figura 1A).

Tutti i protocolli di animali sono stati approvati dalla cura degli animali ed uso Comitato Istituzionale (IACUC) diHospital Medical Center Pediatrico di Cincinnati.

1. Raccolta di ossa e isolamento delle cellule del midollo osseo a bassa densità
   1. Aggiungere 2 ml IMDM sterile contenente siero bovino fetale 2% (FBS) in una provetta conica da 15 ml e tenere in ghiaccio.
   2. Euthanize un 2-6 mesi di tipo selvatico topo C57/BL6 (con o senza il mouse geneticamente mirata di interesse) seguendo il protocollo istituto approvato (ad esempio CO ₂ inalazione, seguita da dislocazione cervicale).
   3. Isolare ossa del bacino, femore e tibia di entrambe le gambe con pinze e bisturi, aggiungerli alla provetta contenente IMDM +2% FBS e tenere in ghiaccio.
   4. Aggiungere 1 ml di IMDM +2% FBS in una provetta sterile citometria a flusso e ossa a filo con pinze e una siringa tubercolina con un 25-G x 5/8 "ago. IMDM Flush +2% FBS attraverso le ossa un paio di volte delicatamente ( aspirando ~ 500 microlitri della sospensione cellulare e lavando nuovamente attraverso l'osso), e raccogliere le cellule del midollo osseo nel flusso-cytometrtubo y. Flushing è completa quando le ossa appaiono bianche.
   5. Filtro cellula-sospensione attraverso un insieme filtro cella 40 micron sulla cima di una provetta conica da 50 ml. Lavare filtro cella con IMDM +2% FBS e usando lo stesso mezzo regolare il volume finale della sospensione cellulare a 5 ml.
   6. Preparazione delle cellule del midollo osseo a bassa densità (LDBM) dal gradiente di densità centrifugazione: strato attentamente i 5 ml di sospensione cellulare in 5 ml di separazione cellulare pendenza media densità 1.083 g / ml in un tubo da 15 ml e centrifugare a 750 xg per 25 min a temperatura ambiente (RT) senza accelerazione freno / bassa.
   7. Trasferire il surnatante (tutto fino a circa il marchio 2 ml di tubo da 15 ml per acquisire buffy coat) in un tubo da 15 ml ed eseguire un altro lavaggio con IMDM +2% FBS a 525 xg per 5 min a RT.
   8. Aspirare il surnatante e lisare tutte le rimanenti globuli rossi (RBC) sospendendo il pellet in 3 ml di tampone di lisi RBC per 5 minuti a temperatura ambiente. Se una maggiore purezza di erythroblasts èrichiesta alla fase finale (ad esempio per studi biochimici), purificare le cellule LDBM ulteriormente in questa fase alle cellule ^neg Lin da separazione magnetica.
2. Ex vivo differenziamento eritroide protocollo cultura partendo da LDBM o cellule ^neg Lin (Figura 1A)
   1. Aggiungere 7 ml IMDM +2% FBS, centrifugare a 525 xg per 5 minuti a temperatura ambiente e sospendere nuovamente le cellule pellet in 2 ml di mezzo di crescita eritroblasto (EGM), composto da:
      un. StemPro-34 medio, contenente
      b. 2,6% StemPro-34 medio supplemento,
      c. 20% BIT-9500,
      d. Solfato 900 ng / ml ferrosi,
      e. 90 / ml di nitrato ferrico ng,
      f. 100 unità / ml di penicillina / streptomicina, 2 mM L-glutammina
      g. 10 ^-6 M idrocortisone
      h. e citochine appena ha aggiunto:
      i) 100 ng / ml SCF,
      ii) 5 ng / ml di IL-3, e
      iii) 3 UI / ml Epo.
   2. Contare le cellule utilizzando un contatore di cellule automatico o manualmente in un microscopio con un orloocytometer.
   3. Piastra in una piastra di coltura cellulare da 6 pozzetti ad una concentrazione di 5 x 10 ⁵ cellule / pozzetto a un volume finale di 2,5 ml in EGM (2 x 10 ⁵ cellule / ml LDBM) e incubare a 37 ° C (questo è considerato come il giorno # 0 della cultura).
   4. Cambiare mezzo aspirando 1.5 ml del surnatante, filatura a 525 xg per 5 min a temperatura ambiente, risospendere in 1,5 ml di mezzo fresco contenente tutti i 3 citochine e aggiungendo indietro ai pozzetti ogni giorno nei giorni # 2, 3, 4, per ottimizzare fase proliferativa. Il giorno 3, rimuovere tutte le cellule, contare e dividere in congruo numero di pozzetti al fine di sostenere le concentrazioni di cellule e di ~ 2 x 10 ⁵ cellule / ml. Mantenere la cultura a 37 C / 5% di CO ₂ °.
   5. Il giorno 4, le cellule piastra MS5 (murino linee di cellule stromali) nei pozzetti di una nuova coltura cellulare 6-pozzetti. Il mezzo di coltura cellulare è MS5 α-MEM contenente 20% FBS, 100 unità / ml di penicillina / streptomicina, e 2 mM L-glutammina.
   6. Il giorno 5, contare il numero dicellule (ora notevolmente arricchito in eritroblasti) in ciascun pozzetto della piastra di coltura originale usando un contatore automatico di cellule o manualmente in un microscopio con un emocitometro.
   7. Sollevare tutte le cellule di ogni pozzetto e trasferimento provette coniche da 15 ml, centrifugare a 525 xg per 5 min a temperatura ambiente, aspirare il surnatante e sciogliere pellet con EGM fresco contenente solo Epo (3 UI / ml) ad una concentrazione di 2 x 10 ⁵ cellule / ml.
   8. Aspirare il surnatante dai pozzi dove MS-5 cellule sono state piastrate il giorno precedente (mirato al 70-80% di confluenza al momento della co-cultura) e aggiungere le cellule eritroidi in questi pozzi in EGM contiene solo Epo (anche se non è il loro mezzo di scelta, MS-5 cellule sopravvivono bene in EGM per diversi giorni).
   9. Cambiare medio aggiungendo fresco EPO giorno # 6.
   10. Cambiare mezzo il giorno # 7, con EGM senza citochine aggiunti. Nei giorni 7 e 9, i campioni di prova per enucleazione con citometria a flusso dopo colorazione con anti-Ter119 e Syto-16 tutti i giorni e proceed di colorazione campioni per Multi-Spectral Imaging Citometria a Flusso (come indicato nella sezione 3).
       Nota:. Prima di placcatura e il giorno 2, 4, 6 e 7 della cultura, monitorare le cellule in coltura di arricchimento eritroblasto e la differenziazione con la citometria a flusso, valutando marcatori di superficie CD44 e Ter119 vs dimensione (FSC) ⁹ alternativa CD71, Ter119, e FSC può anche essere usato ^{10, 11.}

2. Rapido enucleazione Assay, secondo il protocollo descritto da Yoshida et al. ¹² con modifiche (Figura 1B)

1. Induzione eritropoiesi Stress e stroma preparazione delle cellule per la cultura eritropoiesi in vitro
   1. Anestetizzare un 2-6 mesi wild type C57/BL6 del mouse secondo le linee guida IACUC (ad esempio con la soluzione isoflurano). Assicurarsi che il mouse è stato adeguatamente anestetizzato verificando l'assenza di risposte riflessivi ad un delicato posteriore-zampa pinch e perrespirazioni regolari durante la procedura. Utilizzare veterinario pomata oftalmica sugli occhi per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia.
   2. Indurre stress eritropoiesi via coda sanguinante per un volume finale di 500 microlitri. Utilizzando una siringa da insulina, iniettare un volume uguale di soluzione fisiologica per via intraperitoneale per assicurare rianimazione fluido dell'animale (tenere animale in posizione di Trendelenburg prima dell'iniezione e iniettare nell'addome inferiore in modo da non danneggiare gli organi interni).
   3. Non lasciare incustodito il mouse fino a quando non ha ripreso il controllo del motore come indicato dal animale iniziando a muoversi intorno alla gabbia ed essere in grado di alzarsi e camminare senza cadere. Il mouse Phlebotomized è posto in una gabbia senza altri topi.
   4. Dopo 2 giorni, piastra MS-5 cellule in pozzetti di una piastra di coltura cellulare 24 pozzetti. Incubare MS-5 cellule a 37 ° C / 5% di CO ₂ in terreno cellule MS5 (a-MEM contenente 20% FBS, 100 unità / ml di penicillina / streptomicina, e 2 mM L-glutammina), con l'obiettivo di essere 70-80 % confluenti ipozzetti della piastra n dopo 48 ore.
2. Raccolta di milza e lavorazione di splenociti
   1. Quattro giorni (96 ore) dopo l'induzione dello stress eritropoiesi, eutanasia già dissanguati mouse attraverso il protocollo IACUC approvato (ad esempio CO ₂ inalazione seguita da dislocazione cervicale).
   2. Harvest milza e metterlo in un tubo da 15 ml contenente IMDM 2% FBS e tenere in ghiaccio.
   3. Di nuovo in laboratorio, nella cappa coltura tissutale in condizioni sterili, invertire tubo-milza contenente un filtro cella 40 micron sulla cima di un tubo da 50 ml. Schiacciare milza usando lo stantuffo di una siringa di plastica 5 ml.
   4. Lavare filtro cella con IMDM +2% FBS e usando lo stesso mezzo, regolare il volume finale della sospensione cellulare a 5 ml.
   5. Strato con cautela la sospensione splenocyte 5 ml sulla separazione delle cellule 5 ml gradiente di densità medio 1.083 g / ml in una provetta da 15 ml e centrifugare a 750 xg per 25 minuti a temperatura ambiente, senza accelerazione freno / bassa.
   6. Trasferimentosurnatante (soluzione fino a circa il marchio 2 ml del tubo 15 ml al fine di acquisire buffy coat) in un tubo da 15 ml ed eseguire un altro lavaggio con IMDM +2% FBS a 525 xg per 5 min a RT .
   7. Aspirare il surnatante e globuli rossi lisare sospendendo il pellet in 3 ml di tampone di lisi RBC per 5 minuti a temperatura ambiente.
   8. Aggiungere 7 ml IMDM +2% FBS per lavare le cellule e per diluire e neutralizzare il tampone di lisi RBC e centrifugare a 525 xg per 5 minuti a 4 ° C.
   9. Aspirare il surnatante e sospendere le cellule in pellet in 2 ml di mezzo di crescita eritroblasti (EGM).
3. Cultura isolate splenociti a bassa densità, arricchito in eritroblasti, in plastica (primo stadio di fast cultura eritropoiesi in vitro)
   1. Contare le cellule su un contatore di cellule automatico o manualmente da un emocitometro. Solito numero di cellule isolate per la milza in questa fase è ~ 15 x 10 ^6.
   2. Sospendere le cellule ulteriormente in EGM contenenti le citochine (afconcentrazioni inali): SCF 50 ng / ml, IL-3 5 ng / ml, e Epo 2 U / ml.
   3. Piastre 1-5 x 10 ⁶ cellule in un volume finale di 1 ml / pozzetto (stesso numero di cellule per pozzetto a seconda del numero totale di cellule) di una piastra di coltura cellulare da 24 pozzetti ed incubare O / N a 37 ° C / 5% di CO _2.
4. Cultura della eritroblasti sulle cellule MS5 (seconda fase del digiuno cultura eritropoiesi in vitro
   1. Aspirare il surnatante dalla plastica bene e sollevare le cellule (altamente arricchito in eritroblasti) con l'aggiunta di 2 ml di freddo EDTA 10 mM in PBS per 5 min, su ghiaccio in ciascun pozzetto.
   2. Mettere le cellule in tubi fresche, si lava una volta in EGM (senza citochine) e risospendere nella stessa.
   3. Tavola 5 x 10 ⁵ -1 x 10 ⁶ cellule in un volume di 1-2 ml per ogni cella MS5 rivestite pozzetto di una piastra da 24 pozzetti. Se inibitori farmacologici vengono utilizzati nell'esperimento, aggiungerli a concentrazioni appropriate momento.
   4. Incubare per 6-8 ore (tempo guidata daosservazione microscopica di circa il 30% -40% enucleazione nel campione non trattato WT). Il legame di eritroblasti per MS-5 celle accelera la loro enucleazione.
   5. Sollevare cellule di ogni pozzetto aggiungendo 2 ml di PBS freddo EDTA + 10 mM, per 5 minuti, su ghiaccio. Insieme con i eritroblasti, MS-5 celle saranno raccolti, ma questi possono poi essere facilmente esclusi durante il flusso citometria come FSC ^hi Ter119 ^- cellule.
   6. In questa fase, le cellule possono essere fissate e colorate per l'analisi mediante Multi-Spectral Imaging citometria a flusso.

3. Colorazione di eritroblasti per la localizzazione delle proteine ​​intracellulari o lipidi Zattere Durante enucleazione da Multi-spettrale Imaging Citometria a Flusso

1. Lavare le cellule in PBS, centrifugare 525 xg per 5 min a temperatura ambiente e aspirare il surnatante.
2. Fix cellule da risospendere pellet cellulari in 500 ml di 3,7% di formaldeide in PBS per 15 minuti (tempo di fissazione variare a seconda antigen essere sondato) e pipettaggio delicatamente.
3. Trasferimento a tubi da centrifuga da 1,5 ml di plastica e incubare per 15 minuti a RT.
4. Spin su una panchina microcentrifuga 2.000 xg per 20 secondi, aspirare il surnatante ed effettuare un lavaggio con l'aggiunta di 500 microlitri di PBS in ogni provetta e pipettaggio delicatamente.
5. Gira su una panchina microcentrifuga 2.000 xg per 20 secondi, aspirare il surnatante e mantenere i tubi in ghiaccio per almeno 15 minuti. Permeablization passaggi 3,6-3,9 dovrebbe essere fatto in modo rapido ed efficiente, e in seguito spinning / aspirazione a RT, pellet cellulari deve essere immediatamente rimesso sul ghiaccio, in modo che le cellule di conservare meglio la loro integrità.
6. Prendere soluzioni acetone fuori da -20 ° C freezer e messo in ghiaccio. Permeabilize cellule risospendendo prima pellet cellulari in 500 microlitri ghiacciata del 50% acetone (1:1 con dH ₂ O) e pipettare delicatamente.
7. Spin sulla panchina microcentrifuga 2.000 xg per 20 sec, aspirare il surnatante e risospendere pellet di cellule in 500 microlitri60; ghiacciata al 100% acetone pipettando delicatamente.
8. Spin sulla panchina microcentrifuga 2.000 xg per 20 sec, aspirare il surnatante e risospendere pellet di cellule ancora una volta in 500 microlitri ghiacciata del 50% acetone pipettando delicatamente.
9. Spin sulla panchina microcentrifuga 2.000 xg per 20 secondi, aspirare il surnatante e lavare le cellule una volta freddo tampone di FACS (PBS + 0,5% BSA) pipettando delicatamente.
10. Preparare etichettatura cocktail con anticorpi o marcatori per le molecole di interesse: 0.1 U/100 microlitri AF488-phalloidin per la colorazione F-actina e 1 μl/100 microlitri Ter119-PECy7 per la colorazione delle cellule eritroide. Colorazione alternativo o aggiuntivo può essere fatto anche con AF-488-anti-β-tubulina anticorpo (1:50), AF-594-coniugato tossina colerica subunità B etichettare raft lipidici (1:200), anti-pMRLC (Ser19) anticorpo primario per la miosina fosforilata catena leggera normativo (1:50), seguito da anti-coniglio AF-488-coniugato anticorpo secondario (1:400), e anti-γ-tubulin anticorpo primario di coniglio (1:100), seguito da anti-coniglio AF-555-coniugato anticorpo secondario (1:300).
11. A seguito di aspirazione surnatante, risospendere pellet cellulari in 100 ml di marcatore cocktail, pipetta delicatamente e incubare per 30 minuti a RT.
12. Preparare tampone FACS contenente 2,5 mM di macchia DRAQ5 nucleare.
13. Lavare le cellule in tampone FACS, spin down sul banco microcentrifuga 2.000 xg per 20 secondi, aspirare il surnatante e risospendere in 60 microlitri di buffer FACS contenente DRAQ5.
14. Campioni corrono sulla rappresentazione citofluorimetro raccogliere almeno 10.000 eventi per esperimento, compensare i file di dati grezzi come precedentemente pubblicata ^13, e analizzare i risultati come mostrato in Figura 2, utilizzando il software di analisi specifico per imaging citofluorimetro.

Risultati

In primo luogo, le cellule vengono analizzate in base alla loro Brightfield Aspect Ratio (il rapporto tra la lunghezza della loro minore rispetto al loro asse maggiore) e la loro area Brightfield (indicativo della loro dimensione). Eventi di valore Brightfield Area inferiore a 20 e superiore a 200 sono per lo più detriti cellulari e aggregati, rispettivamente, e sono esclusi dall'analisi (Figura 2A). Singole cellule (gate "R1") sono poi analizzati in base al loro valore per il parametro Gradient RMS, ch...

Discussione

Negli ultimi anni lo studio di enucleazione eritroblasti ha guadagnato crescente slancio poiché è il passo in vitro culture eritropoiesi in che è più difficile da riprodurre in modo efficiente per ottenere successo, la produzione su larga scala di globuli rossi ex vivo. Fino a poco tempo, lo studio di enucleazione eritroblasti utilizzato principalmente microscopia a fluorescenza e citofluorimetria metodi. Metodi di microscopia a fluorescenza, sebbene utili per identificare molecole partecipant...

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
&alfa; MEM medium	CellGro	15-012-CV
IMDM medium	Hyclone (Thermo Scientific)	SH30228.01
Stempro-34 SFM	GIBCO (Life Tech)	10640
Stempro-34 integratore nutrizionale	GIBCO (Life Tech)	10641-025
Siero fetale bovino (FBS)	Atlanta Biologicals	512450
BIT9500	Stemcell Tecnologie	09500
Albumina sierica bovina (BSA)	Fisher Scientific	BP-1600-100
Soluzione salina tamponata con fosfato (PBS)	Clone (Thermo Scientific)	SH30028.02
Penicillina/Streptomicina	Hyclone (Thermo Scientific)	SV30010
L-glutammina	Hyclone (Thermo Scientific)	SH30590.01
Isothesia (Isoflurano)	Butler-Schein	029405
Histopaque 1.083 mg/ml	Sigma	10831
BD Pharmlyse (tampone di lisi RBC)	BD Biosciences	555899
Acetone	Sigma-Aldrich	534064
Formaldeide	Fisher Scientific	BP 531-500
Idrocortisone	Sigma	H4001
Fattore delle cellule staminali (SCF)	Peprotech	250-03
Interleuchina-3 (IL-3)	Peprotech	213-13
EPOGEN Epoetina Alfa (Eritropoietina, EPO)	AMGEN	disponibile in farmacia
Anticorpo CD44-FITC	BD Pharmingen	553133
Anticorpo CD71-FITC	BD Pharmingen	553266
Anticorpo Ter119-PECy7	BD Pharmingen	557853
Falloidina-AF488	Invitrogen (Life Technologies)	A12379
β-tubulina-AF488 anticorpo	Cell Signaling	#3623
anti-coniglio AF488-anticorpo secondario	Invitrogen (Life Technologies)	A11008
anti-coniglio AF555-anticorpo secondario	Invitrogen (Life Tecnologie)	A21428
AF594-subunità B della tossina del colera	Invitrogen (Life Technologies)	C34777
pMRLC (Ser19) anticorpo	Cell Signaling	#3671
γ-tubulina anticorpo	Sigma	T-3559
Syto16	Invitrogen (Life Technologies)	S7578
Draq5	Biostatus	DR50200
Solfato ferroso	Sigma	F7002
Nitrato ferrico	Sigma	F3002
EDTA	Fisher Scientific BP120500
Provette da 15 ml	BD Falcon	352099
Provette da 50 ml	BD Falcon	352098
Piastre a 6 pozzetti	BD Falcon	353046
24- piastre a pozzetti	BD Falcon	351147
Tubi di flusso	BD	Falcon 352008
Siringa per tubercolina	BD	309602
Siringa per insulina	BD	329461
Ago per siringa 25-G 5/8	BD	305122
Tubi di flusso con tappo	BD	352058
40-μ Filtro cellulare m	BD Falcon	352340
Bisturi (usa e getta)	Feather	2975#21
FACS Canto Flow Citometro	BD
ImagestreamX Mark II Imaging Flow Cytometer	AMNIS (EMD Millipore)
Software per l'esplorazione e l'analisi dei dati di immagine (IDEAS) versione 4.0 e successive.	AMNIS (EMD Millipore)
Contatore di cellule Hemavet 950	Drew Scientific	CDC-9950-002
NAPCO serie 8000WJ Incubatore	Thermo scientific
Allegra X-15R Centrifuga	Beckman Coulter	392932
Mini mouse Bench centrifuge	Denville	C0801