È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Verso Biomimicking Legno: Fabbricato Free-standing Films di Nanocellulose, lignina, e policatione sintetico

16.2K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/51257

⸱

17 giugno 2014

 ,  ,  , 
1Institute for Critical Technology and Applied Science, Virginia Tech, 2Macromolecules and Interfaces Institute, Virginia Tech, 3Institute for Food Safety and Health, Illinois Institute of Technology- Moffett Campus, 4Wood, Cellulose, and Paper Research Department, University of Guadalajara, 5Department of Sustainable Biomaterials, Virginia Tech, 6Sustainable Nanotechnology Interdisciplinary Graduate Education Program, Virginia Tech

In questo articolo

Sommario

L'obiettivo di questa ricerca è stato quello di formare tessuto della parete cellulare vegetale sintetica usando assemblaggio layer-by-layer di fibrille nanocellulose e lignina isolati assemblato da sospensioni acquose diluite. Tecniche di misura di superficie microbilancia al quarzo e microscopia a forza atomica stati usati per monitorare la formazione del materiale nanocomposito polimero-polimero.

Abstract

Materiali legnosi sono costituiti da pareti cellulari delle piante che contengono una parete cellulare secondaria stratificato composto polimeri strutturali di polisaccaridi e lignina. Layer-by-layer (LBL) processo di assemblaggio che si basa sul gruppo di molecole di carica opposta da soluzioni acquose è stato utilizzato per costruire un freestanding film composito di polimeri di legno isolati di lignina e cellulosa ossidata nanofibril (NFC). Per facilitare il montaggio di questi polimeri con carica negativa, un polielettrolita carica positiva, poli (cloruro diallyldimethylammomium) (PDDA), è stato usato come strato di collegamento per creare questa parete cellulare modello semplificato. Il processo di adsorbimento a strati è stata studiata quantitativamente con cristalli di quarzo microbalance con il monitoraggio dissipazione (QCM-D) e ellissometria. I risultati hanno mostrato che la massa strato / spessore per strato adsorbito aumentata in funzione del numero totale di strati. La copertura della superficie degli strati adsorbiti stato studiato con microscopia a forza atomica (AFM).Copertura completa della superficie con lignina in tutti i cicli di deposizione è stata trovata per il sistema, tuttavia, copertura della superficie da SNF aumenta con il numero di strati. Il processo di adsorbimento è stata condotta per 250 cicli (500 bistrati) su un acetato di cellulosa (CA) substrato. LBL assemblato film free-standing nanocompositi trasparenti sono stati ottenuti quando il substrato CA è stato poi sciolto in acetone. Scanning Electron Microscopy (SEM) delle sezioni trasversali fratturati mostra una struttura lamellare, e lo spessore per ciclo di adsorbimento (PDDA-lignina-PDDA-NC) è stato stimato a 17 nm per due diversi tipi di lignina utilizzati nello studio. I dati indicano un film con un'architettura altamente controllato dove nanocellulose e lignina sono spazialmente depositati su scala nanometrica (un nanocompositi polimero-polimero), simile a quello osservato nella parete cellulare nativo.

Introduzione

C'è grande interesse per derivare prodotti chimici e combustibili addizionali da biomassa, come carbonio assimilata dalle piante durante la fotosintesi è parte del corrente ciclo CO 2. La maggioranza di carbonio sequestrato (42-44%) è sotto forma di cellulosa, un polimero composto da unità β Glucopyranose 1-4-legati; quando idrolizzato, glucosio può essere utilizzato come reagente primario per fermentazione in combustibili a base di alcool. Tuttavia, l'architettura parete cellulare delle piante arboree è evoluta per millenni creando un materiale che è resistente alla degradazione nell'ambiente naturale 1. Questa stabilità trasporta oltre la trasformazione industriale dei materiali legnosi, quali colture energetiche rendendo la cellulosa di difficile accesso, isolare, e la ripartizione in glucosio. Uno sguardo più da vicino l'ultrastruttura della parete cellulare secondaria rivela che si tratta di un nanocompositi polimero composto da strati di microfibre di cellulosa paracristalline incorporati in una matrice amorfa di lignina e orloicelluloses 2-4. Le microfibrille di cellulosa orientate longitudinalmente hanno un diametro di circa 2-5 nm, che sono aggregati insieme ad altri etero-polisaccaridi per formare grandi unità di fasci di fibrille 5. I fasci di fibrille sono incorporati in un complesso lignina-emicellulosa composto da un polimero amorfo di unità fenilpropanolo con alcuni collegamenti con altri etero-polisaccaridi come glucoronoxylan 4. Inoltre, questa struttura è ulteriormente organizzata in strati o lamelle, tutta la parete cellulare secondaria lignificato 6-8. Enzimi, come la cellulasi, hanno un momento molto difficile l'accesso di cellulosa all'interno della parete cellulare come si trova nella sua forma fibrille e incorporato in lignina. Il punto cruciale di veramente fare carburanti provenienti da fonti rinnovabili e piattaforme chimiche rinnovabili, una realtà è quello di sviluppare processi che economicamente permettono la saccarificazione della cellulosa nella sua forma nativa.

Le nuove tecnologie chimiche e di imaging stanno aiutando nel study dei meccanismi coinvolti nella saccarificazione di 9,10 cellulosa. Molto lavoro è centrata su Raman confocale 11 e microscopia a forza atomica 12 per studiare la composizione chimica della parete cellulare e morfologia. Essere in grado di seguire da vicino i meccanismi di delignificazione e saccarificazione è un passo avanti significativo, incidendo la conversione della cellulosa in glucosio. Saccarificazione delle superfici di cellulosa modello è stato analizzato misurando i tassi cinetiche enzimatiche con una microbilancia al quarzo con il monitoraggio dissipazione (QCM-D) 13. Tuttavia, le pareti cellulari nativi sono molto complessi come sopra indicato, e questo crea ambiguità di come processi di conversione diversi cambiano la struttura della parete cellulare vegetale (peso molecolare del polimero, legami chimici, porosità). Modelli free-standing delle sostanze della parete cellulare con nota composizione strutturale sarebbe risolvere questo problema e consentire l'integrazione di campioni in chimica e immaginario state-of-artattrezzature ng.

Vi è una carenza di modelli di parete cellulare e le poche disponibili possono essere classificati come miscele di materiali polimerici e rigenerato di cellulosa o cellulosa batterica 14, enzimaticamente polimerizzati lignina-polisaccaride compositi 15-17, o superfici del modello 18-21. Alcuni modelli che iniziano ad assomigliare alla parete cellulare sono i campioni che contengono precursori lignina o analoghi enzimaticamente polimerizzati in presenza di cellulosa nella sua forma microfibrillare. Tuttavia, questi materiali soffrono della mancanza di architettura strato organizzato. Un semplice percorso per la creazione di materiali nanocompositi con architettura organizzata rappresenta l'(LBL) tecnica layer-by-layer assembly, basato sulla adsorbimento sequenziale di polimeri o nanoparticelle con cariche complementari, o gruppi funzionali per formare pellicole composite multistrato organizzati 22-25. Nanocompositi ibridi free-standing di alta resistenza, realizzati da LBL deposizione di polimero e nanoparticles, sono stati segnalati da Kotov et al. 26-30. Tra le molte altre applicazioni, film LBL sono anche stati studiati per il loro potenziale utilizzo in consegna terapeutico 31, le membrane delle cellule a combustibile 32,33, batterie 34, e lignocellulosiche superficie della fibra modifica 35-37. Materiali compositi Il recente interesse cellulosa nanoscala basati hanno portato alla preparazione e caratterizzazione di LBL multistrati di nanocristalli cellulosa (CNC) preparata per idrolisi con acido solforico di fibre di cellulosa, e polielettroliti carica positiva 38-43. Sono stati inoltre condotti studi simili con nanocristalli di cellulosa ottenute da tunicin marina e polielettroliti cationici 44, CNC e xyloglucan 45 e CNC e chitosano 46. LBL formazione multistrato di cellulose carbossilate nanofibrillated (SNF), ottenute mediante omogeneizzazione ad alta pressione di fibre di pasta con polielettroliti cationici è stata anchestudiata 47-49. La preparazione, le proprietà, e l'applicazione di CNC e cellulosa nanofibrillated sono stati esaminati in dettaglio 50-53.

Il presente studio riguarda l'esame della tecnica LBL come un modo potenziale per assemblare isolate polimeri lignocellulosiche (come nanocellulose e lignina) in modo ordinato come primo passo verso un composito lignocellulosica biomimetico con struttura lamellare. La tecnica LBL stato scelto per le sue condizioni di trasformazione benigne come, temperatura ambiente, pressione, e acqua come solvente, che sono le condizioni per la formazione di composito naturale 54. In questo studio riportiamo in multistrato accumulo di componenti in legno costitutive, ovvero microfibrille di cellulosa dal tetrametilpiperidinico 1-oxyl (TEMPO) ossidazione mediata di pasta e isolato lignina in film lamellari free-standing. Due lignine differenti sono utilizzati da diverse tecniche di estrazione, una al lignina tecnica della organosolv processo di spappolamento, e l'altro un lignina isolato da palla-fresatura con meno modifiche durante l'isolamento. Questi composti sono combinati con un polielettrolita sintetico in questo studio iniziale per dimostrare la fattibilità di fare film autoportanti stabili con un'architettura simile alla parete cellulare nativo.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

1. Nanofibrillated Cellulosa Preparazione 55

  1. Imposta pallone a tre colli da 3 L con 2 L di acqua deionizzata, un agitatore, e sonda pH.
  2. Aggiungere polpa delignified kraft, luminosità 88% (20 g, 1% (w / v, base anidra)), 2,2,6,6-tetrametilpiperidina 1-oxyl (TEMPO) (0,313 g, 0,1 mmol / g di cellulosa) , e bromuro di sodio (NaBr, 2,0 g, 1 mmol / g di cellulosa) al pallone.
    1. Mescolare la polpa di fibra con la agitatore fino a quando la fibra viene disperso e non aggregati può essere visto nella reazione.
      Nota: La dispersione può essere aiutata mescolando l'impasto in acqua prima di aggiungere la polpa al pallone 3 L.
  3. Avviare l'ossidazione aggiungendo lentamente una soluzione al 12% di ipoclorito di sodio (NaClO, 51,4 ml, 5 mmol per g di cellulosa) alla miscela di reazione.
    Nota: Per coerenza tutta la reazione, utilizzare una pompa a siringa per fornire la NaClO con una velocità di iniezione di 1,5 ml / min.
  4. Riempire una seconda siringa wiidrossido th sodio (NaOH 0,5 M) e metro manualmente la soluzione alcalina nel pallone goccia a goccia per mantenere il pH a 10 ± 0,2.
  5. Monitorare le variazioni di pH nel tempo e una volta che tutti i gruppi ossidrilici accessibili sul cellulosa sono ossidati il ​​pH sarà più diminuisce e la reazione è completa.
  6. Aggiungi eccesso EtOH a consumare restante NaClO. Circa 6 ml su 200 prova EtOH consumeranno tutti e 100 mmol dell'originale NaClO.
  7. Filtrare e lavare la fibra ossidato con acqua purificata per rimuovere i reagenti fino a pH neutro. Utilizzare una centrifuga carrello oppure qualche dispositivo di filtrazione come un imbuto Büchner per recuperare la fibra. Conservare la fibra a 4 ° C fino all'utilizzo.
    Nota: Al termine dell'esperimento, la fibra deve avere un contenuto di acido carbossilico, come determinato mediante titolazione conduttimetrica, tra 1,0 a 1,5 mmol per grammo di fibra. Ci dovrebbe essere poca differenza di aspetto della fibra dopo l'ossidazione TEMPO.
  8. Creare un 3% (w / v, base anidra) slurry della polpa TEMPO ossidato e si fondono in un frullatore fino Warring slurry diventa viscoso e le lame ruotano in aria a causa della gelificazione della sospensione.
    Nota: Le concentrazioni inferiori non funzionano nel modo più efficace alla fibrillazione la cellulosa.
    1. Diluire il liquame miscelato al 0,1% (w / v) e continuare la miscelazione fino sospensione diventa trasparente.

2. Layer-by-layer Deposizione Film per QCM-D Esperimenti

  1. Preparare le seguenti soluzioni acquose e regolare ciascuna soluzione con NaOH 0,1 M fino a pH 10,5: soluzione tampone acquosa (acqua e NaOH); 0,5% (w / v) soluzione acquosa di cloruro di polidiallildimetilammonio (PDDA); e 0,01% (w / v) lignina. Aggiustare il pH della sospensione NFC 0,1% a 8,0.
    Nota: Il pH di questi esperimenti è stata elevata perché è stato precedentemente dimostrato che la lignina assorbe in uno stato meno aggregato in alcalino pH 56.
  2. Cleanun cristallo di quarzo oro rivestite seguente fabbricanti raccomandazione di utilizzare una soluzione Piranha di base [ATTENZIONE] (3:1 concentrata NH 4 OH: H 2 O 2 a 60 ° C) per 10 min.
    1. Risciacquare i cristalli con acqua purificata, asciugare in un flusso di N 2, e inserire immediatamente nella cella di flusso microbilancia al quarzo per evitare contaminazioni dall'aria.
  3. Passare il tampone attraverso la cella di flusso per ottenere una risposta basale del cristallo risonante esposto al liquido.
    1. Depositare uno strato di PDDA sul cristallo di quarzo esponendo il cristallo di quarzo alla soluzione PDDA per 5 min.
    2. Dopo 5 min Tornare alla soluzione tampone.
      Nota: Questo processo nel passaggio 2.3 crea una singola risposta strato in cui la quantità di polimero depositato può essere determinata senza l'effetto della viscosità della soluzione polimerica.
    3. Ripetere l'adsorbimento di altri polimeri nella seguente sequenza con un buffer rinsi tra un passo: PDDA (+) (fase 2.3.1); lignina (-); PDDA (+); e NFC (-). Ripetere i 4x ciclo di depositare 16 livelli totali di polimeri e nanoparticelle.

3. Layer-by-layer Deposizione Film per AFM e ellissometria esperimenti

  1. Colla un disco circolare di mica di un vetrino per microscopio utilizzando un adesivo epossidico rapido. Dopo le cure adesivo, fissare un pezzo di nastro al disco mica. Sbucciare il nastro di distanza provocando la superficie mica a fendere.
    1. Pulire un wafer di silicio con Piranha acido [ATTENZIONE] (3:1 H 2 SO 4: H 2 O 2) per 20 min seguito da significativa risciacquo in acqua prima della deposizione degli strati.
  2. Con le soluzioni preparate in 2.1, immergere sia la mica appena spaccati che è collegato a un vetrino o un wafer di silicio appena pulita in ciascuna soluzione seguendo la stessa sequenza di protocollo descritto in 2.3.3.
    Nota: Questa tecnica crea strati di Polymers su ciascuna di queste superfici che possono essere inserite nei rispettivi AFM o ellipsometer,.
  3. Immagine strati depositati con un microscopio a forza atomica. Utilizzare la modalità di contatto intermittente e cantilever con 10 punte raggio di silicio nm (costante elastica 42 N / m) quando si raccolgono le immagini del campione. Imposta formato di scansione di 2,5 x 2,5 micron, punto di scansione come 512 e guadagno integrale del 10 per raccogliere immagini di esempio specifici.
  4. Per la misurazione dello spessore degli strati con AFM dei film LBL secchi, utilizzare una punta morbida pipetta di plastica e la cicatrice di una linea su tutta la superficie dei film LBL preparati sulla superficie di mica.
  5. Film Deposito LBL per la misurazione ellissometria su wafer di silicio. Misurare lo spessore con un ellipsometer una modulazione di fase alla lunghezza d'onda di 632,8 nm usando l'angolo multiplo di modalità incidenza. Variare gli angoli tra 85 ° e 65 ° a 1 ° intervalli.

4. Preparazione di Free-standing LBL Film

  1. Tagliare un25,4 x 7,6 millimetri rettangolo di acetato di cellulosa (CA) film (DS 2,5), che ha uno spessore di 0,13 millimetri ed allegare alla avambraccio automatizzato.
    Nota: cellulosa acetato di DS 3.0 non è solubile in acetone così DS 2,5 è preferito per recuperare le pellicole a strati.
  2. Riempire ogni becher da 500 ml con soluzioni di PDDA, lignina, e nanocellulose seconda della concentrazione e del pH al punto 2.1.
    1. Riempire tre bicchieri supplementari con tampone acquoso da utilizzare come soluzione di risciacquo per ogni ciclo di deposizione.
    2. Programmare il braccio della benna di procedere stessa sequenza come riportato in 2.3.3.
      Nota: È importante usare una soluzione di risciacquo differente dopo ogni rispettivo soluzione polimerica perché nel processo layer-by-layer, alcuni polimero che non è strettamente legato alla superficie si desorbimento. La contaminazione incrociata delle soluzioni di risciacquo provoca rapidamente la precipitazione di complessi polielettrolita, che può essere assorbito come "difetti" alla superficie del film.
  3. Modificare le soluzioni inbicchiere durante 250 cicli periodicamente quando cominciano ad apparire torbida a causa di complessi colloidali. Un'opzione è quella di automatizzare il rinnovo della soluzione mediante pompa peristaltica per fornire soluzione fresca o buffer di misura polivinilcloruro (PVC) i contenitori con ingressi e uscite.
    Nota: Le soluzioni agitato nei contenitori aiutare a migliorare la diffusione dei polielettroliti alla superficie.
  4. Rifilare con cura i bordi del campione essiccato con le forbici che espongono il bordo CA e mettere in un piatto di vetro Petri coperta riempito con acetone per sciogliere il CA.
    Nota: Due film sono isolati dopo questo esperimento dalla parte anteriore e posteriore del CA.
  5. Ammollo film isolato in acetone per 24 ore e risciacquare film ripetutamente con acetone per massimizzare la rimozione di CA residuo.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

QCM-D Analisi di Structured Woody Polymer Film Fabrication

L'adsorbimento LBL della lignina, NFC e PDDA è stata monitorata in tempo reale con QCM-D in due diversi esperimenti che coinvolgono due tipi di lignina. Questo metodo di analisi è molto sensibile per rilevare i cambiamenti nella frequenza quando le molecole vengono assorbiti alla superficie del cristallo di quarzo Figura 1 contiene una descrizione dettagliata della risposta QCM-D in un unico ciclo di deposizione, ch...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Fabbricazione di Nanocellulose

Per nanocellulose fabbricazione è necessario l'ossidazione successo della fibra pasta per fibrillazione facile. L'ossidazione è controllata da disponibili ipoclorito di sodio, che deve essere aggiunta lentamente alla quantità note in base alla quantità di cellulosa. Una ragione per ossidazione azioni deriva dal deposito della soluzione di ipoclorito di sodio per lunghi periodi. Questa efficienza di ossidazione ridotto può essere osservato durante la reazio...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto principalmente dal programma del Dottorato Scholar dell'Istituto per la Tecnologia Critica e Scienze Applicate (ICTAS) al Virginia Tech, il Virginia Tech Graduate School per sostenere il programma di nanotecnologia sostenibile, e anche il Dipartimento dell'Agricoltura degli Stati Uniti, NIFA codice di autorizzazione 2010-65504-20429. Gli autori ringraziano anche i contributi di Rick Caudill, Stephen McCartney, e W. Travis Chiesa a questo lavoro.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Polpa di solfatoWeyerhaeuserha donatoun livello di luminosità dell'88%
Organosolv ligninaSigma Aldrich371017fuori produzione
Lignina di legno fresata di latifoglievedi riferimento nella carta
Cloruro di polidiallildimetilammonioSigma Aldrich409022Mn = 7,2 x 104, Mw = 2,4 x 105
2,2,6,6-Tetrametilpiperidina 1-ossile (TEMPO)Sigma Aldrich214000di alcoli primari ad aldeidi con una purezza del 98%, peso molecolare è 156,25 g/mol
Bromuro di sodioSigma AldrichS4547purezza ≥ 99,0%, peso molecolare 102,89
Ipoclorito di sodioSigma Aldrich425044grado di reagente, disponibile cloro 10~15%, peso molecolare 74,44 g/mol
Idrossido di sodioVWRBDH7221-40,5 N soluzione acquosa, densità 1,02 g/ml, peso molecolare 40 g/mol
Idrossido di sodioAcros OrganicsAC12419-00100,1 N soluzione acquosa, peso specifico 1,0 g/ml, peso molecolare 40 g/ mol
Idrossido di ammonioAcros OrganicsAC39003-0025soluzione acquosa al 25%, pH 13,6, densità 0,89, peso molecolare 35,04 g/mol
Perossido di idrogenoFisher ScientificH325-10030,0~32,0% certificato ACS, pH 3,3, densità 1,11
Fogli di micaTED PellaNC9655733Pelco, grado V5, 10 x 40 mm, 23 mm T, aria e bolle minime, molto pulito
AcidosolforicoFisher ScientificA300-21295,0~98,0 w/w%, certificato ACS plus, peso molecolare 98,08 g/mol
Acetato di cellulosaMcMaster Carr8564K44grado di sostituzione 2,5
EthanolDecon Laboratories04-355-223200 proof (100%), USP
[header]
AcetoneFisher ScientificA18-4purezza ≥ 99,5%, grado di reagente ACS certificato, densità 0,79 g/ml, peso molecolare 58,08 g/mol
Pompa a siringaHarvard Apparatus552226pompa 22 infusione/prelievo con supporto siringa standard, portata 0,002 μ l/hr~55.1 ml/min
Sistema di purificazione dell'acqua Mill-QEMD MilliporeD3-UVDirect-Q, UV, conducibilità dell'acqua 18.5 MΩ · cm con serbatoio da 20 L
pHmetroMettler ToledoSeverMulti
BalanceMettler ToledoAB135-Sprecisione 0,1 mg
Microscopio a forza atomicaRicerca asiloMFP-3D, tavolino per microscopio a fluorescenza olimpico
EllissometroBeaglehole Instruments
Centrifuga in fibracestello sconosciuto stile centrifuga Waring frullatore
WaringCommercial
Processore ad ultrasuoniSonicsSonics 750 W, cabina insonorizzata
Microbilancia a cristalli di quarzo con monitoraggio della dissipazione (QCM-D)Q-Sense Inc.E4misura la frequenza fondamentale di 5 MHz e monitora gli armonici/armoniche dei numeri dispari da 3~13, utilizza cristalli di quarzo piezoelettrici rivestiti d'oro
Braccio a mestolo automatizzatoLynxmotion
Ossidazione catalitica

Riferimenti

  1. Fratzl, P., et al. On the role of interface polymers for the mechanics of natural polymeric composites. Phys. Chem. Chem. Phys. 6, 5575-5579 (2004).
  2. Terashima, N., Fukushima, K., He, L. F., Takabe, K. Forage cell wall structure and digestibity. American Society of Agronomy. , 247-270 (1993).
  3. Himmel, M. E., et al. Biomass Recalcitrance: Engineering Plants and Enzymes for Biofuels Production. Science. 315, 804-807 (2007).
  4. Terashima, N., et al. Nanostructural assembly of cellulose, hemicellulose, and lignin in the middle layer of secondary wall of ginkgo tracheid. J. Wood. Sci. 55, 409-416 (2009).
  5. Fahlén, J., Salmén, L. Pore and Matrix Distribution in the Fiber Wall Revealed by Atomic Force Microscopy and Image Analysis. Biomacromolecules. 6, 433-438 (2005).
  6. Baer, E., et al. Biological and synthetic hierarchical composites. Phys. Today. 45, 60-67 (1992).
  7. Tirrell, D. A., Aksay, I., Baer, E., Calvert, P. D., Cappello, J., Dimarzio, E. A., Evans, E. A., Fessler, J. Hierarchical structures in biology as a guide for new materials technology. National Academy of Sciences. , Washington DC. (1994).
  8. Fengel, D., Wegener, G. Wood: Chemistry, Ultrastructure, Reactions. , (1984).
  9. Santa-Maria, M., Jeoh, T. Molecular-Scale Investigations of Cellulose Microstructure during Enzymatic Hydrolysis. Biomacromolecules. 11, 2000-2007 (2010).
  10. Saar, B. G., et al. Label-free, real-time monitoring of biomass processing with stimulated Raman scattering microscopy. Angew. Chem. Int. Edit. 49, 5476-5479 (2010).
  11. Schmidt, M., et al. Label-free in situ imaging of lignification in the cell wall of low lignin transgenic Populus trichocarpa. Planta. 230, 589-597 (2009).
  12. Ding, S. -Y., Himmel, M. E. The maize primary cell wall microfibril: a new model derived from direct visualization. J. Agricul. Food Chem. 54, 597-606 (2006).
  13. Turon, X., et al. Enzymatic kinetics of cellulose hydrolysis: a QCM-D study. Langmuir. 24, 3880-3887 (2008).
  14. Dammströem, S., et al. On the interactions between cellulose and xylan, a biomimetic simulation of the hardwood cell wall. BioResources. 4, 3-14 (2009).
  15. Barakat, A., et al. Studies of xylan interactions and cross-linking to synthetic lignins formed by bulk and end-wise polymerization: a model study of lignin carbohydrate complex formation. Planta. 226, 267-281 (2007).
  16. Micic, M., et al. Study of the lignin model compound supramolecular structure by combination of near-field scanning optical microscopy and atomic force microscopy. Colloids Surf. B Biointerfaces. 34, 33-40 (2004).
  17. Li, Z., et al. Nanocomposites prepared by in situ enzymatic polymerization of phenol with TEMPO-oxidized nanocellulose. Cellulose. 17, 57-68 (2010).
  18. Gradwell, S. E., et al. Surface modification of cellulose fibers: towards wood composites by biomimetics. C. R. Biologies. 327, 945-953 (2004).
  19. Kaya, A., et al. Surface plasmon resonance studies of pullulan and pullulan cinnamate adsorption onto cellulose. Biomacromolecules. 10, 2451-2459 (2009).
  20. Gustafsson, E., et al. Direct adhesive measurements between wood biopolymer model surfaces. Biomacromolecules. 13, 3046-3053 (2012).
  21. Karabulut, E., Wagberg, L. Design and characterization of cellulose nanofibril-based freestanding films prepared by layer-by-layer deposition technique. Soft Matter. 7, 3467-3474 (2011).
  22. Decher, G., Hong, J. D. Buildup of ultrathin multilayer films by a self-assembly process: II. consecutive adsorption of anionic and cationic bipolar amphiphiles and polyelectrolytes on charged surfaces. Ber. Bunsen. Phys. Chem. 95, 1430-1434 (1991).
  23. Decher, G. Fuzzy nanoassemblies: toward layered polymeric multicomposites. Science. 277, 1232 (1997).
  24. Hammond, P. T. Form and function in multilayer assembly: new applications at the nanoscale. Adv. Mater. 16, 1271-1293 (2004).
  25. Decher, G., Schlenoff, J. B. Multilayer thin films- sequential assembly of nanocomposite materials. , Wiley-VCH. Weinheim. (2003).
  26. Mamedov, A. A., Kotov, N. A. Free-standing layer-by-layer assembled films of magnetite nanoparticles. Langmuir. 16, 5530-5533 (2000).
  27. Mamedov, A. A., et al. Molecular design of strong single-wall carbon nanotube/polyelectrolyte multilayer composites. Nat. Mater. 1, 257-257 (2002).
  28. Podsiadlo, P., et al. Fusion of seashell nacre and marine bioadhesive analogs: high-strength nanocomposite by layer-by-layer assembly of clay and L-3,4-dihydroxyphenylalanine polymer. Adv. Mater. 19, 949-955 (2007).
  29. Podsiadlo, P., et al. Ultrastrong and stiff layered polymer nanocomposites. Science. 318, 80-83 (2007).
  30. Podsiadlo, P., et al. Can nature's design be improved upon? High strength, transparent nacre-like nanocomposites with double network of sacrificial cross links. J. Phys. Chem. B. 112, 14359-14363 (2008).
  31. Becker, A. L., et al. Layer-by-layer-assembled capsules and films for therapeutic delivery. Small. 6 (17), (2010).
  32. Taylor, A. D., et al. Fuel cell membrane electrode assemblies fabricated by layer-by-layer electrostatic self-assembly techniques. Adv. Funct. Mater. 18, 3003-3009 (2008).
  33. Ashcraft, J. N., et al. Structure-property studies of highly conductive layer-by-layer assembled membranes for fuel cell PEM applications. J. Mater. Chem. 20, 6250-6257 (2010).
  34. Lee, S. W., et al. High-power lithium batteries from functionalized carbon-nanotube electrodes. Nat. Nano. 5, 531-537 (2010).
  35. Eriksson, M., et al. The influence on paper strength properties when building multilayers of weak polyelectrolytes onto wood fibres. J. Colloid Interf. Sci. 292, 38-45 (2005).
  36. Lvov, Y. M., et al. Dry and wet strength of paper: layer-by-layer nanocoating of mill broken fibers for improved paper. 21, 552-557 (2006).
  37. Lin, Z., et al. Nanocomposite-based lignocellulosic fibers 1. Thermal stability of modified fibers with clay-polyelectrolyte multilayers. Cellulose. 15, 333-346 (2008).
  38. Cranston, E. D., Gray, D. G., Barrett, C. J. Abstracts; 32nd Northeast Regional Meeting of the American Chemical Society. , Rochester, NY. (2004).
  39. Podsiadlo, P., et al. Molecularly engineered nanocomposites: layer-by-layer assembly of cellulose nanocrystals. Biomacromolecules. 6, 2914-2918 (2005).
  40. Cranston, E. D., Gray, D. G. Formation of cellulose-based electrostatic layer-by-layer films in a magnetic field. Sci. Tech. Adv. Mater. 7, 319-321 (2006).
  41. Cranston, E. D., Gray, D. G. Morphological and optical characterization of polyelectrolyte multilayers incorporating nanocrystalline cellulose. Biomacromolecules. 7, 2522-2530 (2006).
  42. Jean, B., et al. Structural details of cellulose nanocrystals/polyelectrolytes multilayers probed by neutron reflectivity and AFM. Langmuir. 24, 3452-3458 (2008).
  43. Renneckar, S., Zink-Sharp, A., Esker Alan, R., Johnson Richard, K., Glasser Wolfgang, G. Cellulose Nanocomposites. ACS Symposium Series. , 78-96 (2006).
  44. Podsiadlo, P., et al. Layer-by-layer assembled films of cellulose nanowires with antireflective properties. Langmuir. 23, 7901-7906 (2007).
  45. Jean, B., et al. Non-electrostatic building of biomimetic cellulose-xyloglucan multilayers. Langmuir. 25, 3920-3923 (2009).
  46. de Mesquita, J. P., et al. Biobased nanocomposites from layer-by-layer assembly of cellulose nanowhiskers with chitosan. Biomacromolecules. 11, 473-480 (2010).
  47. Wågberg, L., et al. The build-up of polyelectrolyte multilayers of microfibrillated cellulose and cationic polyelectrolytes. Langmuir. 24, 784-795 (2008).
  48. Aulin, C., et al. Buildup of polyelectrolyte multilayers of polyethyleneimine and microfibrillated cellulose studied by in situ dual-polarization interferometry and quartz crystal microbalance with dissipation. Langmuir. 24, 2509-2518 (2008).
  49. Aulin, C., et al. Self-organized films from cellulose I nanofibrils using the layer-by-layer technique. Biomacromolecules. 11, 872-882 (2010).
  50. Azizi Samir, M. A., et al. Review of recent research into cellulosic whiskers, their properties and their application in nanocomposite field. Biomacromolecules. 6, 612-626 (2005).
  51. Siró, I., Plackett, D. Microfibrillated cellulose and new nanocomposite materials: a review. Cellulose. 17, 459-494 (2010).
  52. Eichhorn, S., et al. Review: current international research into cellulose nanofibres and nanocomposites. J. Mat. Sci. 45, 1-33 (2010).
  53. Habibi, Y., et al. Cellulose nanocrystals: chemistry, self-assembly, and applications. Chem. Rev. 110, 3479 (2010).
  54. Teeri, T. T., et al. Biomimetic engineering of cellulose-based materials. Trends Biotechnol. 25, 299-306 (2007).
  55. Saito, T., et al. Homogeneous suspensions of individualized microfibrils from TEMPO-catalyzed oxidation of native cellulose. Biomacromolecules. 7, 1687-1691 (2006).
  56. Pillai, K. V., Renneckar, S. Cation-π Interactions as a Mechanism in Technical Lignin Adsorption to Cationic Surfaces. Biomacromolecules. 10, 798-804 (2009).
  57. Notley, S. M., Norgren, M. Adsorption of a strong polyelectrolyte to model lignin surfaces. Biomacromolecules. 9, 2081-2086 (2008).
  58. Aulin, C., et al. Buildup of polyelectrolyte multilayers of polyethyleneimine and microfibrillated cellulose studied by in situ dual-polarization interferometry and quartz crystal microbalance with dissipation. Langmuir. 24, 2509-2518 (2008).
  59. Argun, A. A., et al. Highly conductive, methanol resistant polyelectrolyte multilayers. Adv. Mater. 20, 1539-1543 (2008).
  60. Li, Q., Renneckar, S. Molecularly thin nanoparticles from cellulose: isolation of sub-microfibrillar structures. Cellulose. 16, 1025-1032 (2009).
  61. Höök, F., et al. Variations in coupled water, viscoelastic properties, and film thickness of a Mefp-1 protein film during adsorption and cross-linking: a auartz crystal microbalance with dissipation monitoring, ellipsometry, and surface plasmon resonance study. Anal. Chem. 73, 5796-5804 (2001).
  62. Naderi, A., Claesson, P. M. Adsorption properties of polyelectrolyte-surfactant complexes on hydrophobic surfaces studied by QCM-D. Langmuir. 22, 7639-7645 (2006).
  63. Kaufman, E. D., et al. Probing protein adsorption onto mercaptoundecanoic acid stabilized gold nanoparticles and surfaces by quartz crystal microbalance and z-potential measurements. Langmuir. 23, 6053-6062 (2007).
  64. Glasser, W. G., Barnett, C. A., Sano, Y. Classification of lignins with different genetic and industrial origins. J. Appl. Polym. Sci.: Appl. Polym. Symp. , (1983).
  65. Van de Steeg, H. G. M., et al. Polyelectrolyte adsorption: a subtle balance of forces. Langmuir. 8, 2538-2546 (1992).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Esplora altri articoli

Assemblaggio strato su stratoMicrobilancia a cristallo di quarzoMicroscopia a forza atomicaMicroscopia elettronica a scansioneNanocompositi polimericiSubstrato di acetato di cellulosaPolielettrolita PDDA
Verso Biomimicking Legno: Fabbricato Free-standing Films di Nanocellulose, lignina, e policatione sintetico
Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.