Imaging spine dendritiche di Rat Primaria neuroni dell'ippocampo utilizzando Structured Illumination Microscopy

Sommario

Questo articolo descrive un protocollo di lavoro di immagine spine dendritiche di neuroni dell'ippocampo in vitro utilizzando Structured Illumination Microscopy (SIM). Microscopia super-risoluzione usando SIM fornisce risoluzione di immagine notevolmente oltre il limite di diffrazione della luce in tutte le tre dimensioni spaziali, permettendo l'imaging di singole spine dendritiche con maggiore dettaglio.

Abstract

Spine dendritiche sono sporgenze che emergono dal dendrite di un neurone e rappresentano gli obiettivi primari di ingressi postsinaptici eccitatori nel cervello. I progressi tecnologici hanno identificato queste strutture come elementi fondamentali di connettività neuronale e nella plasticità sinaptica. L'analisi quantitativa della morfologia della colonna vertebrale mediante microscopia ottica resta un problema essenziale a causa di limitazioni tecniche connesse con il limite intrinseco di rifrazione della luce. Spine dendritiche possono essere facilmente identificati da confocale a scansione laser microscopia a fluorescenza. Tuttavia, misurando sottili cambiamenti nella forma e dimensioni delle spine è difficile perché le dimensioni della colonna vertebrale diverse lunghezza sono generalmente più piccole rispetto alla risoluzione ottica convenzionale fissata dal limite di risoluzione teorica di microscopia luce di 200 nm.

Diverse tecniche di risoluzione di super sviluppate recentemente sono stati utilizzati per immagine strutture cellulari di dimensioni inferiori a 200 nm, comprese le spine dendritiche. Tueste tecniche sono basate su operazioni di campo lontano classici e consentono quindi l'uso di metodi di preparazione dei campioni esistenti e di immagine oltre la superficie di un campione. Qui descritto è un protocollo di lavoro per applicare la risoluzione strutturata eccellente illuminazione microscopia (SIM) per l'imaging di spine dendritiche in colture di neuroni ippocampali primarie. Le possibili applicazioni di SIM si sovrappongono con quelli della microscopia confocale. Tuttavia, le due tecniche presentano differente applicabilità. SIM offre risoluzione laterale maggiore efficacia, mentre microscopia confocale, grazie all'utilizzo di un pinhole fisica, raggiunge miglioramento risoluzione a scapito della rimozione di fuori fuoco luce. In questo protocollo, neuroni primari sono coltivate su vetrini utilizzando un protocollo standard, trasfettate con plasmidi di DNA codificanti proteine ​​fluorescenti e ripreso con SIM. L'intero protocollo qui descritto dura circa due settimane, perché spine dendritiche vengono esposte dopo 16-17 giorni in vitro, quandosviluppo dendritico è ottimale. Dopo il completamento del protocollo, spine dendritiche possono essere ricostruiti in 3D da una serie di SIM stack di immagini utilizzando software specializzati.

Introduzione

Una spina dendritica è una piccola protrusione della membrana del neurone. Questa caratteristica struttura è specializzata per ricevere tipicamente ingresso di una singola sinapsi e rappresenta l'area di contatto fisico tra due neuroni. La maggior parte delle spine dendritiche funzionalmente maturi sono costituiti da una punta globulare, testa definito, e un collo sottile che collega la testa all'albero dendritica. Tuttavia, spine non sono statici e si muovono attivamente e cambiano la loro morfologia continuamente anche nel cervello adulto ^2. Entro un periodo di due settimane di tempo, colture primarie di neuroni dell'ippocampo di ratto derivati ​​da tempo postnatale ritardo embrionale o all'inizio sviluppano complessi pergole dendritiche con numerose sporgenze di membrana che si evolvono da inizio filipodia alle strutture della colonna vertebrale, come ^3. Sulla base di questo comportamento dinamico e le altre caratteristiche, spine dendritiche sono pensati per fornire un substrato anatomico per memorizzazione e ^4,5 trasmissione sinaptica.

Dato the il ruolo fondamentale che le dimensioni spina dendritica e la forma sono in funzione sinaptica, è importante misurare le dimensioni con precisione. Spine variano da circa 200 a 2.000 nanometri di lunghezza e possono essere facilmente identificati da confocale a scansione laser microscopia a fluorescenza. Tuttavia, le dimensioni della colonna vertebrale diversi lunghezza sono di solito sotto la risoluzione dei tradizionali sistemi ottici ', teoricamente fissato dalla diffrazione di circa 200 nanometri ^6. Questi poteri non sono sufficienti per risolvere l'imaging più fini dettagli, come la larghezza della colonna vertebrale colli e teste. Molto lavoro è stato dedicato a risolvere questo problema e molte relativamente nuove tecniche di microscopia a super-risoluzione hanno fornito notevoli progressi. In particolare, è possibile ottenere una risoluzione al di là del limite classico senza scartare alcuna emissione di luce utilizzando lateralmente strutturato microscopia illuminazione (SIM) in un ampio campo, microscopio confocale non ^7-10. Utilizzando questa tecnica in combinazione con non-lineatecniche di microscopia r, è teoricamente possibile migliorare la risoluzione laterale del microscopio ottico per un fattore di merito ^11. Tuttavia, nella maggior parte dei casi sperimentali, SIM consente di superare il limite di risoluzione di un fattore due ^1. Altri super-risoluzione di tecniche di microscopia ottica, quali l'esaurimento emissione stimolata (STED) microscopia a ¹² e la foto-attivazione di localizzazione di microscopia (PALM) ¹² sono stati applicati alla rappresentazione delle spine dendritiche. Metodi basati localizzazione, come ad esempio PALM richiedono un gran numero di immagini raw per ottenere super-risoluzione e sono quindi limitati nella velocità. D'altra parte, STED può ottenere un'elevata velocità di esposizione, sebbene relativamente basso numero di fotoni e piccoli campi di vista, che non può essere il caso per SIM ^13.

In questo articolo l'obiettivo è quello di realizzare un protocollo di lavoro di immagine spine dendritiche di neuroni ippocampali di ratto primari in coltura in vitro utilizzando SIM. Il protocollo si compone di due fasi distinguibili: uno iniziale composto di stabilimento, lo sviluppo, trasfezione ed immunoistochimica delle primarie colture di neuroni dell'ippocampo di ratto e una fase tardiva dedicata al campione di imaging.

Protocollo

Tutte le procedure sperimentali su animali sono stati ottimizzati per ridurre la sofferenza degli animali e sono stati approvati dalla Commissione per la Sperimentazione Animale, Università di Amsterdam, il protocollo DEC # DED204 e DED250.

1. Coverslip Preparazione

1. Tagliare i coprioggetti a una dimensione di 15 millimetri x 15 mm con un carburo o diamante scriba, in modo che si inseriscono nei pozzetti di una piastra 12 pozzetti.
2. Mentre si lavora in una cappa aspirante, avviare rivestimento vetrino coprioggetto immergendo completamente in soluzione di acido nitrico concentrato (70% p / p) in un contenitore di vetro. Per assicurare una scossa di distribuzione, poi incubare per un minimo di 4 ore. È possibile riutilizzare la soluzione di acido nitrico concentrato per circa 2 volte, ma può perdere colore per esposizione alla luce.
3. Rimuovere la soluzione concentrata di acido nitrico e lavare i coprioggetti quattro volte in acqua distillata per 30 minuti, agitando accuratamente dopo ogni lavaggio.
4. Con cautela rimuovere l'acqua.
   Nota: le prossime tre passaggi vengono eseguiti in una cappa a flusso laminare sterile.
5. Mettere a bagno i coprioggetti nel 96% EtOH. Togliere i coprioggetti dalla soluzione EtOH e lasciarli asciugare.
6. Fiamma i coprioggetti e metterli in un contenitore di vetro. Utilizzare una pinza sottile per gestire i coprioggetti (stile Dumont pinze no.5 per esempio).
7. Coprire il contenitore con un foglio di alluminio e cuocere in forno a calore secco per 12-16 ore a 180 ° C. Coprioggetto cotti possono essere conservati a temperatura ambiente fino a 1 mese se coperti ermeticamente.

2. Coverslip Coating

La procedura di rivestimento coprioggetto favorisce attaccamento neurone alla superficie del vetro e arborization dendritica ^14.

1. In una cappa laminare sterile, utilizzare sterili piccole pinze per posizionare i singoli vetrini in singoli pozzetti di una piastra 12 pozzetti.
2. Aggiungere 500 ml di Poli-L-lisina soluzione (o una quantità sufficiente a sommergere i coprioggetti).
3. Avvolgere tegli piastra in un foglio di alluminio per evitare l'evaporazione e lasciare tutta la notte a temperatura ambiente.
4. Prima di iniziare la coltura, aspirare accuratamente la soluzione di poli-L-lisina in una cappa laminare sterile.
5. Lavare ogni pozzetto con 1 ml di acqua sterile due volte, pur impedendo loro di asciugarsi.
6. Aspirare acqua completamente, aggiungere 1 ml di placcatura medio e lasciare i coprioggetti nel tessuto culturale incubatore fino al momento piastra le cellule. Si raccomanda alla piastra le cellule entro 24 ore.

3. Rimozione di Brains da E16-E19 Rat Embrioni

1. Sterilizzare gli strumenti chirurgici riscaldandoli in uno sterilizzatore a secco durante la notte o di lavarli con il 70% EtOH. Asciugare accuratamente se si utilizza EtOH.
2. Preparare diversi piatti 30 millimetri con 1x tampone HBSS e tenerli su ghiaccio.
3. Euthanize diga ratto con una iniezione intraperitoneale di Euthasol (160 mg / kg Euthasol in un volume di ± 0,4 ml).
4. Controllare l'assenza di riflessi.
5. Spruzzare l'addome della diga con il 70% EtOH.
6. Effettuare un'incisione lungo l'addome e rimuovere l'utero.
7. Rimuovere gli embrioni dall'utero e metterli in una capsula di Petri del diametro di 100 mm.
8. Togliere le teste degli embrioni con grandi forbici e posizionare le testine in un nuovo piatto di Petri contenente freddo 1x tampone HBSS.
   Nota: da qui al punto 7.1 la procedura viene eseguita in condizioni di sterilità in una cappa a flusso laminare.
9. Tenere premuto le teste lungo i lati con grandi pinze.
10. Con piccole forbici, fare un taglio sagittale in pelle sulla parte superiore della testa, poi lateralmente staccare la skin giù con una grande pinza.
11. Utilizzare lo stesso approccio nel passaggio 3.10 per rimuovere il cranio. Effettuare un taglio sagittale a partire dalla fine caudale; aprire delicatamente il cranio senza danneggiare il tessuto cerebrale. Piegare le due metà del cranio via laterale esponendo il cervello.
12. Con la spatola smussata, scavare il cervello e metterlo in acqua dolce freddo 1x HBSS.

4. Dissezione degli ippocampi

E 'molto importante che la dissezione avviene più rapidamente possibile in condizioni sterili per garantire la vitalità cellulare. Mantenere i campioni freddo sul ghiaccio.

1. Rimuovere e gettare il cervelletto con le belle forbici.
2. Separare i due emisferi del cervello, facendo un taglio sagittale lungo la linea mediana.
3. Prendere ogni emisfero e posizionare sia in un nuovo piatto 30 millimetri contenente fredda 1x HBSS.
4. Posizionare ciascun emisfero tale che il lobo temporale affronta il fondo del piatto.
   NOTA: Da qui in poi, si consiglia di utilizzare un microscopio da dissezione.
5. Premere delicatamente il mesencefalo utilizzando una piccola pinza e rimuovere il mesencefalo con un altro paio di pinze. Lasciare il resto dell'emisfero intatta contenente la corteccia e nell'ippocampo.
6. Girare il tessuto, in modo che l'ippocampo sta affrontando il fondo del piatto.
7. Premere delicatamente l'emisfero in ppizzo con una pinza sottile. Utilizzando un altro pinza sottile, con attenzione e rimuovere delicatamente le meningi. E 'più facile iniziare al bulbo olfattivo. Usare cautela in modo da non danneggiare l'ippocampo.
8. Orientare il tessuto in modo che l'ippocampo è ora rivolto verso l'alto. L'ippocampo può ora essere visto da sua caratteristica struttura a forma di C.
9. Utilizzando una pinza sottile, sezionare l'ippocampo. Raccogliere in un nuovo piatto 30 millimetri contenente fredda 1x HBSS.

5. Dissociazione Cellulare e placcatura

1. Contare il numero totale di ippocampi, poi tagliateli a pezzetti.
2. Raccogliere i pezzi in un tubo da centrifuga da 15 ml contenente 3 ml 1x HBSS.
3. Centrifugare a 300 xg per 5 minuti e rimuovere con cura il supernatante.
4. Aggiungere 6 ml di tripsina per ippocampo.
5. Incubare per max 20 min a 37 ° C. Agitare dopo 3 min.
6. Lavare due volte con 5 ml di fresco freddo 1x HBSS e scartare il surnatante.
7. Dopo il second lavare, aggiungere 1,5 ml di mezzo di placcatura, pre-riscaldato a 37 ° C. Il siero nel mezzo di placcatura inattivare l'attività tripsina.
8. Lentamente triturare 30x con una pipetta Pasteur lucidati a fuoco fino a quando tutti i pezzi di tessuto sono omogeneamente dispersi in singole cellule. Evitare qualsiasi bubbling.
9. Aggiungere 5 ml di placcatura medio preriscaldata a 37 ° C.
10. Contare le cellule utilizzando un Trypan blu colorazione vitale.
11. Seed 50.000 cellule per pozzetto di una piastra a 12 pozzetti in 1 ml di placcatura mezzo, preparati nella Sezione 2 (volume totale di 2 ml).
12. Agitare delicatamente la piastra per distribuire uniformemente le cellule.
13. Incubare a 37 ° C, 5% CO _2. Dopo 2-3 giorni, sostituire la metà del mezzo placcatura (0,5 ml) con terreno di coltura contenente 10 mM FUDR.
    Nota: Dendritic di imaging della colonna vertebrale viene effettuata 16-17 giorni dopo la placcatura (16-17 giorni in vitro, DIV).

6. Rat ippocampale primaria Neuron Transfezione utilizzando Lipofectamine

Su DIV 14-15 neuroni sono trasfettate utilizzando il seguente protocollo:

1. Preparare plasmide DNA che esprime GFP e mezzo di incubazione (10 ml di mezzo Neurobasal con 100 ml di glutamax).
2. Pre-riscaldare il mezzo di incubazione a 37 ° C.
3. Preparare mix DNA (metro A). Per ogni vetrino aggiungere 1 mg di DNA in 100 ml di pianura medio Neurobasal. Mescolare delicatamente.
4. Preparare mix Lipofectamine (metro B). Per ogni vetrino aggiungere 2 ml Lipofectamine in 100 ml di pianura medio Neurobasal. Mescolare delicatamente.
5. Aggiungere la miscela Lipofectamine goccia a goccia alla miscela DNA.
6. Incubare nella cappa a flusso laminare per 30 minuti a temperatura ambiente.
7. Aggiungere 1 ml di terreno di incubazione pre-riscaldato alla piastra 1.
8. Conservare piastra 2 per 5 min a 37 ° C, 5% CO _2.
9. Aggiungere delicatamente goccia a goccia 200 ml di DNA / Lipofectamine mescolano in ciascun pozzetto e incubare per 45 min a 37 ° C, 5% di CO _2.
10. Con l'uso di piccole pinze sollevare il coverslips contenente i neuroni e li lavare immergendoli in un piatto 3 centimetri contenente fresco caldo medie Neurobasal e spostarli alla piastra 2.
11. Incubare i neuroni trasfettati a 37 ° C, 5% CO ₂ per 48 ore.
12. Controllare l'efficienza di trasfezione 24 ore dopo la trasfezione.

7. Immunostaining e del montaggio di ratto neuroni primari

Per migliorare l'intensità di fluorescenza in cellule trasfettate, eseguire un protocollo di immunocolorazione per migliorare il rilevamento GFP 48 ore dopo la trasfezione.

1. Preparare 4% PFA e 0,05 M TBS.
2. Riscaldare la soluzione PFA 4% a 37 ° C.
3. Aspirare delicatamente il terreno dai pozzetti contenenti le lamelle.
4. Aggiungere 500 ml di caldo 4% PFA con attenzione per evitare di danneggiare i dendriti.
5. Incubare a temperatura ambiente per 15 min.
6. Lavare con 1x HBSS 3 volte per 5 min.
   NOTA: a questo punto i campioni possono essere conservati fino a 3 settimane a 4 ° Co immunoistochimica può essere avviato immediatamente.
7. Se i campioni sono stati conservati, lavare con 0,05 M TBS 3 volte per 5 min.
8. Bloccare con la soluzione TBS-BSA (1%) a temperatura ambiente per 30 min.
9. Lavare con 0,05 M TBS 3 volte per 5 min.
10. Aggiungere l'anticorpo primario diluito in miscela di incubazione.
11. Incubare le piastre per 1 ora a temperatura ambiente.
12. Inoltre, incubare una notte a 4 ° C con un leggero scuotimento.
13. Rimuovere l'anticorpo primario.
14. Lavare con 0,05 M TBS 3x per 5 min.
    NOTA: da questo punto in poi, tenere i vetrini al riparo dalla luce.
15. Aggiungere l'anticorpo fluorescente coniugato secondario diluito in mix di incubazione.
16. Incubare a temperatura ambiente per 2 ore.
17. Rimuovere l'anticorpo secondario.
18. Lavare con 0,05 M TBS 3 volte per 5 min.
19. Lavare con 1X TB 2 volte per 5 min.
20. Utilizzare le pinzette multa da rimuovere per vetrini dai pozzetti.
21. Asciugare ogni eccesso di TB con un tessuto e montare la coverslips con mezzo di montaggio.
22. Sigillare con smalto per evitare l'evaporazione del mezzo di montaggio.

8. Spine dendritiche Imaging utilizzando Struttura Illumination Microscopy

Dendritica di imaging spina dorsale usando il sistema SIM descritto nel materiale ha una risoluzione laterale (XY) valore di circa 85-110 nm e un valore assiale (Z) risoluzione tra 200-250 nm, fornendo un fattore di miglioramento 2 volte in risoluzione rispetto microscopia a grande campo.

NOTA: Dendritic immagini della colonna vertebrale utilizzando SIM viene fatto di solito due giorni dopo il passo 7.22, ma potrebbe essere fatto fino a 3 settimane più tardi se i campioni vengono tenuti al buio e sotto una temperatura controllata di 22-23 ° C.

1. Accendere il laser 488 nm, la lampada al mercurio, il controllore fase, il controller piezo, la lampada alogena per la luce trasmessa e il PC e avviare il software SIM in modalità "dell'ANDOR per N-SIM".
2. Pulire l'oggetto TIRF 100xive con etanolo al 95% per tre volte, e se necessario con etere di petrolio.
3. Utilizzare le seguenti impostazioni del filtro: 520 LP con 488 dicroico.
4. Mettere una goccia di olio di immersione sull'obiettivo. Verificare che non vi siano bolle d'aria nel-goccia di olio. Spostare l'obiettivo verso l'alto finché l'olio tocca il campione.
   Nota: Posizionare un coperchio sopra il palco per proteggere il campione dalla luce ambientale e abbassare le luci nella stanza più possibile.
5. Impostare il collare di correzione dell'obiettivo a 37 ° C, 200 micron, per ottenere la migliore simmetria del PSF. Per impostare la posizione del collare corretta, prima posizione l'anello obiettivo alla posizione nominale ottimale e quindi controllare un campione di cordone 100 nm. Secondo la simmetria il meglio del PSF, cambiare leggermente la posizione del collare attorno a quello nominale.
6. Per l'illuminazione, utilizzare 3D-SIM reticolo (3D 1layer 100X/1.49 tutte le lunghezze d'onda). Per iniziare il luogo allineamento reticolo blocco reticolo selezionato nell'illuminatore SIM, con la 100X 1.49 obiettivo posto. Utilizzare un campione tallone 100 nm montato in media, con una concentrazione che può consentire l'isolamento 10-15 perline per un campo di vista (FOV). Dopo aver impostato il collare di correzione obiettivo nella posizione desiderata, selezionare l'illuminazione 3D-SIM e avviare la procedura di allineamento guidata dal software. Verrà eseguito (5 fasi) x (1) direzione x (100 z-aerei) immagini, da cui sarà ricostruire il FOV con perline. Dopo aver selezionato un unico cordone attraverso un ROI adeguato, che copre l'intera tallone compresa la luce offuscata out-of-focus, il software si avvia un PSF automatico di raccordo e che consente di regolare la posizione di reticolo in base al risultato.
7. Per verificare le prestazioni del microscopio, ripetere l'allineamento reticolo ogni 2 settimane, a causa del possibile disallineamento causato da movimenti del tavolo e / o alla deriva di temperatura. Inoltre, controllare anche l'intensità del laser e la stabilità in base ai suggerimenti del produttore.
8. Pulire la superficie del campione con il 95% ethAnol tre volte.
   Nota: Per i prossimi passaggi vedi figura 3 per una panoramica dei pannelli di controllo e le impostazioni corrette nel software SIM.
9. Nel software SIM, selezionare la configurazione ottica FITC Eye e selezionare un blocco di filtro vuoto a Torretta 1 per l'ispezione visiva con luce bianca.
10. Impostare la velocità di messa a fuoco e la velocità di traslazione della tavola XY su "Fine".
11. Aprire l'otturatore e rapidamente concentrarsi sul campione.
12. Richiudere il pulsante di scatto e impostare la coordinata Z a zero.
13. Selezionare il filtro verde in Torretta 1 per l'ispezione visiva utilizzando il canale verde.
14. Impostare l'intensità della lampada al mercurio al valore più basso.
15. Spostare al confine del campione con attenzione, facendo in modo che l'obiettivo non tocchi il sigillante.
16. Aprire l'otturatore e rapidamente la scansione attraverso il campione con il più basso possibile intensità.
17. Dopo aver incontrato un dendrite sufficientemente luminosa di interesse e centraggio un segmento di interessenel campo di vista, chiudere l'otturatore.
18. Impostare il software di configurazione 3D Optical-SIM 488 e le impostazioni della fotocamera per leggere-out modalità di EM, guadagnare 1 MHz a 16 bit, tempo di esposizione di 100 msec, potenza del laser 5% e EM guadagnare 200.
    NOTA: Controllare che il filtro verde in torretta 2 è selezionata e che Turret 1 è vuoto.
19. Verificare che il reticolo sia impostato su 'Moving' e fare clic su Live per visualizzare il campione con luce laser e attraverso la fotocamera.
20. Attivare il Look Up Table.
21. Centrare l'oggetto di interesse, se necessario, e mettere a fuoco con la velocità di messa a fuoco è impostato su Extra Fine.
    NOTA: in modalità read-out EM guadagnare 1 MHz a 16 bit, l'intensità di destinazione per una buona immagine di SIM è tra 30,000-45,000.
22. Regolare rapidamente le impostazioni della fotocamera per ottenere un valore di intensità tra 30,000-45,000 in modalità read-out EM guadagnare 1 MHz a 16 bit. Inizialmente utilizzare:
    1. Potenza del laser: 0% - 20% (con campioni preparati come sopra descritto, 5% o 2,6 mW è sufficiente)
    2. Tempo di esposizione:50 msec-2 sec
    3. Modalità read-out: EM guadagnare 1 MHz a 16 bit
    4. EM guadagno: 0-300
    5. Guadagno di conversione: 1x - 5.1x
    6. Formato per Live: No binning
    7. Formato per Capture: No binning
       NOTA: con queste impostazioni 6,3% ± 1,3% sbiancamento è di routine raggiunto, entro un limite del 10% di accettabile sbiancamento massimo, che potrebbero influenzare significativamente la qualità dell'immagine ^15.
23. Fare clic su Stop per disattivare la visualizzazione Live.
24. Configurare le impostazioni dello stack Z 3D nel pannello Sequenza ND a:
    1. Range: 2 micron
    2. Imposta la dimensione: 120 nm
    3. Piano Z
    4. Clicca posizione di Home
    5. Selezionare la configurazione ottico 3D-SIM 488 nella sezione Lambda
25. Selezionare 3D-SIM come modalità di acquisizione del tappetino N-SIM.
26. Eseguire l'acquisizione Sequence ND e salvare i dati grezzi.
27. Selezionare nuovamente la configurazione ottica FITC Eye e ripetere i passaggi 8,15-8,27 fino a quando è stato ripreso l'intero campione
28. Ricostruzione 3D Image: I dati acquisiti nel passo 8.23 ​​possono sia essere ricostruiti subito o in seguito. Inizia ricostruendo lo stack Z con le impostazioni predefinite di ricostruzione in modalità Ricostruire Slice o ricostruire Stack e regolare se necessario.
    NOTA: per i migliori risultati, pile Z devono essere effettuate con il passo indicato e ricostruite nel modo Ricostruire Stack. Controllare sempre la validità della immagine ricostruita confrontandolo con i dati grezzi o, preferibilmente, un'immagine a grande campo. I parametri che possono essere regolati per il processo di ricostruzione sono il contrasto e la soppressione del rumore ad alta frequenza. Entrambi si influenzano come le diverse immagine proprietà greggio sono presi in considerazione durante il processo di ricostruzione. In caso di bassa profondità di modulazione di dati grezzi, il parametro contrasto gioca un ruolo importante. Se l'utente dispone di dati con un basso rapporto segnale-rumore, il parametro di soppressione del rumore ad alta frequenza può influenzare la qualità ricostruzione SEseveramente.
29. Quando imaging finito, centro XY e spostare l'obiettivo fino in fondo alla sua posizione di riposo.
30. Smontare e pulire il campione sia il campione e oggettivo con etanolo al 95%.
31. Arrestare il software e il PC e spegnere tutti gli altri dispositivi.
32. 3d ricostruzione e della colonna vertebrale classificazione delle immagini acquisite può essere effettuata dopo la conversione dei file TIFF come descritto prima di utilizzare software NeuronStudio (vedi Figura 4) ^16.
33. Utilizzare i seguenti parametri per la ricostruzione nel software NeuronStudios:
    1. Volume: Dimensioni Voxel: X: 0.03 micron; Y: 0.03 micron; Z: 0.120 micron.
    2. Rilevazione Dendrite: Allega rapporto: 1.3; Durata minima: 5 micron; Rapporto Discretizzazione: 1; Riallineare giunzioni: sì.
    3. Spine di rilevamento: Altezza minima: 0,2 micron; Altezza massima: 5.001 micron; Larghezza massima: 3 micron; Dimensione tozzo minima: 10 voxel; Dimensione minima non tozzo: 5 voxels.
    4. Spine Classifier: rapporto Neck (rapporto testa-collo): 1,1; Thin Rapporto: 2,5; Dimensione del fungo: 0,35 micron;
34. Parametri NeuronStudio utilizzati per il rendering: Forma vertice neuriti: eclipse solido; Colore neurite vertice: per tipo; Forma bordo neurite: line; Neurite colore del bordo: singolo colore; Spine forma: eclipse solido; Colore Spine: per tipo.
    Nota: Dopo la ricostruzione 3D è anche possibile impostare il volume di rendering. La soglia predefinita è stato impostato a 20 con l'opzione 'Rigenerare il volume di rendering' attivo. Opacità è stato fissato da 'Intensity Automatic' controllato. 'Solo superficiale' e le opzioni 'uso Point Pre-rendering' erano anche attivi

Risultati

Qui descritto è un protocollo di lavoro standardizzato per l'imaging spine dendritiche di topo neuroni primari in vitro utilizzando SIM. Il flusso di lavoro protocollo ei suoi passi fondamentali sono illustrati nella Figura 1. Nel complesso, il protocollo richiede circa 2 settimane di lavoro sperimentale separate in una prima fase di preparazione del campione, compresi cultura, sviluppo e trasfezione di neuroni ippocampali di ratto primari e immunoistochimica e seconda fase dell'imaging campion...

Discussione

In questo articolo viene descritto un protocollo di lavoro di immagine spine dendritiche di topo neuroni primari in coltura in vitro utilizzando SIM. Il metodo di coltura neurone dell'ippocampo primaria è un adattamento del metodo originale descritto da Kaech e Banker ^18. Le differenze principali sono l'uso di Neurobasal/B27 terreno di coltura, che elimina la necessità di culture alimentazione astrogliali, e l'aggiunta del FUDR inibitore mitotico il giorno 3 che promuove la sopravvivenza ...

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Pinze
Pinze grandi Forbice
fine Forbice
grande
Spatola
Microscopio da dissezione con illuminazione
Microscopio
37 & Deg; C bagno
			colture cellulari a flusso laminare
Forno
Bruciatore
Incubatore per colture cellulari (5% CO2, 37 ° C)
Microcentrifuga
Agitatore
[header]
Configurazione del microscopio a illuminazione strutturata Nikon composta da:
Microscopio invertito da ricerca Nikon Eclipse Ti con sistema
Lente dell'obiettivo a olio Nikon CFI Apo TIRF 100x (N.A. 1,49)
4 laser allo zaffiro coerenti (lunghezza d'onda di uscita 458, 488, 514 e 561 nm)
SIM Illuminatore
Nikon Stage Controller
MCL Nano-Drive controller
Nikon Intensilight C-HGFIE lampada
al mercurio SIM Microscopio Controllo
Andor EM-CCD Camera iXon DU897
PC con Microsoft Windows 7 Home Edition
Nikon' s NiS Elements 6.14 Pacchetto
Nikon tipo A olio