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Articolo metodologico

Monitoraggio Juxtacellular e localizzazione dei singoli neuroni nelle strutture cerebrali Sub-corticali di Alert, Rats Testa-trattenuto

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⸱

DOI:

10.3791/51453

⸱

27 aprile 2015

 ,  , 
1Department of Physics 0374, University of California, San Diego, 2Department of Psychiatry and Neuroscience, Centre de Recherche de l’Université Laval Robert-Giffard

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo descrive la progettazione e l'impianto chirurgico di un meccanismo di contenimento della testa per monitorare l'attività neuronale nelle strutture cerebrali sub-corticali nei ratti allertati. Delinea le procedure per isolare i singoli neuroni nella configurazione juxtacellulare e per identificare in modo efficiente le loro posizioni anatomiche.

Abstract

Ci sono una varietà di tecniche per monitorare l'attività extracellulare di singole unità neuronali. Tuttavia, il monitoraggio di questa attività dalle strutture cerebrali profonde negli animali che si comportano rimane una sfida tecnica, soprattutto se le strutture devono essere mirate in modo stereotassico. Questo protocollo descrive tecniche chirurgiche ed elettrofisiologiche convenienti che mantengono la testa dell'animale nel piano stereotassico e isolano in modo inequivocabile l'attività di picco dei singoli neuroni. Il protocollo combina il poggiatesta dei roditori in allerta, il monitoraggio iuxtacellulare con elettrodi per micropipette e l'iniezione di colorante ionoforetico per identificare la posizione dei neuroni nell'istologia post-hoc. Sebbene ciascuna di queste tecniche sia di per sé ben consolidata, il protocollo si concentra sulle specifiche del loro uso combinato in un singolo esperimento. Queste tecniche neurofisiologiche e neuroanatomiche si combinano con il monitoraggio comportamentale. Nel presente esempio, le tecniche combinate sono utilizzate per determinare come i movimenti autogenerati della vibrissa siano codificati nell'attività dei neuroni all'interno del talamo somatosensoriale. Più in generale, è semplice adattare questo protocollo per monitorare l'attività neuronale in combinazione con una varietà di compiti comportamentali in ratti, topi e altri animali. Criticamente, la combinazione di questi metodi consente allo sperimentatore di correlare direttamente i segnali neurofisiologici anatomicamente identificati al comportamento.

Introduzione

Monitoraggio attività neuronale in un animale avviso attivamente impegnato in un compito comportamentale è fondamentale per comprendere la funzione e l'organizzazione del sistema nervoso. Registrazione extracellulare dell'attività elettrica dalle unità neuronali singole è stato a lungo uno strumento fiocco di sistemi neuroscienze ed è ancora ampiamente in uso al momento. Una varietà di tipi di elettrodi e configurazioni sono disponibili a seconda delle esigenze scientifiche e tecniche di un particolare esperimento. Cronicamente impiantati microdrive o schiere di elettrodi vengono spesso utilizzati in animali liberi di muoversi, compresi gli uccelli, roditori e primati non umani 1-4. In alternativa, penetrazioni acuti di metallo o di vetro microelettrodi tramite un micromanipolatore esterna sono spesso utilizzati per registrare da animali anestetizzati o testa-trattenuto. Elettrodi micropipetta di vetro hanno il vantaggio che possono essere utilizzati nel juxtacellular o "cellule attaccate" configurazione per isolare l'ambiguitàattività dei neuroni singoli senza le complicazioni di picco post-hoc di ordinamento 5. Questi elettrodi consentono ulteriori registrazioni da cellule o posizioni anatomicamente identificati, in quanto possono essere utilizzati per iniettare piccoli depositi di tintura o neuroanatomici traccianti, o anche per riempire l'individuo registrato cella. Questa configurazione è stata applicata con successo in ratti, topi e uccelli 6-10. La tecnica attualmente descritta si concentra sul monitoraggio juxtacellular e depositi tintura extracellulari in allerta, ratti testa-trattenuto. Si noti che a differenza di singola cellula juxtacellular riempie, questi depositi di colorante non forniscono informazioni sulla morfologia cellulare o proiezioni assonale 11, ma consentire la localizzazione anatomica esatta a circa 50 micron e, criticamente, hanno un rendimento significativamente più alto in allarme animali. Informazioni riguardanti unicellulare juxtacellular riempie viene comunque fornito come una strategia alternativa per l'etichettatura anatomica.

In breve, laprotocollo consiste di tre fasi principali. Nella prima fase, il ratto è acclimatati per contenzione corpo in un calzino stoffa (Figura 1) in un periodo di 6 giorni. Nella seconda fase, un apparato poggiatesta (Figura 2) e la camera di registrazione vengono impiantati chirurgicamente tale che il topo può essere mantenuta nel piano stereotassico durante più sessioni di registrazione successivi (Figura 3); questa procedura consente lo sperimentatore di mirare determinati regioni sub-corticali del cervello per lo studio elettrofisiologico in base a coordinate di riferimento standard 12. La terza fase prevede il posizionamento del ratto in una maschera appropriato per effettuare gli esperimenti comportamentali ed elettrofisiologici (Figura 4), ​​costruendo l'elettrodo da un tubo di quarzo capillare (figura 5), effettuare registrazioni neuronali juxtacellular che inequivocabilmente isolano singole unità 6-9, e segnando i locati anatomicisul sito di registrazione con Chicago Sky colorante blu (figure 6 e 7). Le registrazioni sono eseguite con monitoraggio comportamentale simultanea; tuttavia, i dettagli tecnici del comportamento dipenderanno gli obiettivi scientifici di ogni esperimento e sono quindi oltre la portata di un unico protocollo. Dopo il completamento della procedura sperimentale, che può essere ripetuta più giorni, l'animale è eutanasia. Il cervello viene estratto e lavorato secondo le tecniche neuroanatomiche standard utilizzando sia in campo chiaro e microscopia a fluorescenza.

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Protocollo

Sono stati effettuati i protocolli sperimentali su ratti femmine lungo Evans (250-350 g) in conformità alle linee guida per la cura degli animali e uso federale prescritti e sono stati approvati dalla cura e l'uso degli animali Comitato Istituzionale presso l'Università della California a San Diego.

1. acclimatare il Ratto di Corpo Restraint

NOTA: Posizionare il ratto su una dieta ristretta. Alimentare il topo una volta al giorno immediatamente dopo ogni sessione di trattamento al giorno per ambientarsi il ratto al sistema di ritenuta (descritto di seguito). Fornire abbastanza alimentazione per mantenere l'animale al 80% del suo peso iniziale. Tale importo è di circa 6 grammi di mangime al giorno per 250 g femminile di lunga Evans ratto.

  1. Acclimatare il ratto di essere manipolati da esseri umani. Frenare delicatamente il ratto a mano per periodi di circa 5 sec ogni 30 sec. Fate questo per 15 minuti al giorno su 2 giorni consecutivi. Monitorare i ratti al giorno per i segni di stress durante il periodo di formazione. Segni includono lottando iRisposta n a moderazione, la vocalizzazione, e denti chattering.
  2. Al 3 ° giorno, collocare il ratto in un panno calzino-limitante corpo (Figura 1) per 15 minuti al giorno per due giorni consecutivi.
  3. Al 5 ° giorno, posizionare il ratto all'interno della calza, e posizionare il calzino all'interno di un tubo rigido sulla maschera sperimentale (Figura 4). Lasciare il ratto nel tubo per 15 min al giorno su 2 giorni consecutivi.
  4. Concime subito il ratto dopo ogni sessione di allenamento. Al termine dell'ultima sessione (6 ° giorno) darà accesso illimitato al cibo. Selezionare per l'impianto solo i topi che non presentano segni di stress eccessivo l'ultimo giorno di allenamento.
    NOTA: Sebbene selezione di ratti per l'impianto è soggettiva, nelle nostre mani oltre il 90% dei ratti sono stati trovati per essere sensibili alle assuefazione e in grado di subire l'impianto.

2. Impianto del meccanismo di camera di registrazione e poggiatesta

  1. Fare un reconferenza filo da saldatura filo di acciaio inossidabile nudo a un connettore pin. Tagliare il filo in modo che resti 3-5 mm scoperti dal perno. Sterilizzare il filo di riferimento, insieme a tutti gli strumenti chirurgici.
  2. Somministrare ketamina / xylazina anestesia. Somministrare 95 mg / kg ketamina mescolato con 5 mg / kg per via intraperitoneale xilazina. La dose iniziale dura 1½ a 2 ore. Supplemento anestesia ogni 30-45 minuti, successivamente, se necessario. Lubrificare occhi dell'animale con una pomata oftalmica.
  3. Controllare il riflesso recesso punta per determinare il piano di anestesia, e mantenere l'anestesia, se necessario.
  4. Posizionare il topo in una cornice di partecipazione stereotassico con barre orecchio (Figura 3A). Radersi i capelli sulla testa e disinfettare la ferita con povidone-iodio (soluzione al 10%). Fare attenzione a inserire le barre di orecchio in modo appropriato in modo che non danneggino il timpano. Barre di orecchio con punte smussate sono preferibili.
  5. Praticare un'incisione con un approxi bisturinell'intervallo lungo la linea mediana del cranio dal livello rostro-caudale degli occhi alla parte posteriore delle orecchie. Utilizzare forbici per tagliare e rimuovere una striscia di 2-3 mm di cute su entrambi i lati dell'incisione.
  6. Raschiare periostio per esporre la superficie del cranio verso le creste laterali. Coprire il cranio esposta con sottile strato di colla.
  7. Praticare un piccolo foro con un diametro leggermente inferiore rispetto 0-80 viti, utilizzando un trapano bava ½ mm di diametro (vedi sezione Materiali). Praticare il foro posteriormente immediatamente a dove la sutura bregma incontra la cresta laterale, e con un angolo di 30-45 ° nel cranio, in modo che la vite può andare a cima più laterale rispetto al fondo.
  8. Avvitare una vite 0-80 macchina a fondo piatto al foro (circa 3 giri), a 30-45 °. Fare attenzione a non avvitare troppo profondamente per evitare di danneggiare il tessuto cerebrale sottostante.
  9. Ripetere questa procedura per 6 viti supplementari nella configurazione mostrata (Figura 3B). Applicare colla alla base di tutte le viti.
  10. Inserire un ago della siringa nel manipolatore stereotax. Misurare dalla sutura bregma, e fare un'ammaccatura nel cranio con l'ago vicino, ma al di fuori del luogo craniotomia desiderata, come un marchio di riferimento.
    NOTA: In questa dimostrazione, le coordinate stereotassica del marchio sono di 3 mm posteriori e 1 mm laterali alla sutura bregma.
  11. Segna il dente con un pennarello indelebile. Nota le coordinate stereotassica del marchio, in quanto servirà come punto di riferimento stereotassico (Figura 3B).
  12. Fare una craniotomia centrato sulle coordinate desiderate (da 3 mm posteriormente e 3 mm laterali bregma in questo esempio). Lasciare la dura madre intatto. Coprire la craniotomia con liquido cerebro-spinale artificiale modificato (125 mM NaCl, il glucosio 10 mM, HEPES 10 mM, 3,1 mM CaCl 2, 1.3 mM MgCl 2, pH 7.4) 13 (Figura 3C).
  13. Tagliare un tubo di 0,2 ml centrifuga a 4 - 5 mm di lunghezza, e tagliare il tappo. Posizionare il tubo sul cranio e centrare la craniotomia.
  14. Applicare cemento dentale intorno alla parte inferiore del tubo per sigillare la base del tubo al cranio. Fare attenzione a non far trapelare il cemento in craniotomia esposta (Figura 3D).
  15. Praticare un piccolo foro (circa ½ mm di diametro) nella piastra cranica controlaterale e inserire delicatamente il filo di riferimento. Costruire il filo di riferimento saldando un perno che si interfaccia con l'amplificatore registrazione alla fine del filo (vedi sezione Equipment). Non spostare il cavo di riferimento una volta che è nel cervello in quanto ciò potrebbe causare danni.
  16. Applicare colla al foro in cui è stato inserito il filo. Questo sigillare il perno e il filo in luogo temporaneamente.
  17. Mescolare le due parti del kit gel di silicone (vedere la sezione Materiali) in porzioni di circa uguali. Attendere due minuti per la miscelazione e fill provetta di circa ⅓ completo con il gel.
  18. Fissare un diritto pinza angolare posta (vedere la sezione Materiali) alla barra di poggiatesta. Fissare la piastra di testa (figura 2A) per la barra di tenuta (Figura 2B) con un angolo di passo di 45 ° in modo che la parte inferiore della piastra sia verso il naso dell'animale. È utile utilizzare un inclinometro per impostare l'angolo di inclinazione corrispondente a quello della dima sperimentale (Figura 4).
  19. Fissare la barra di tenuta al braccio stereotax manipolatore in modo che la barra sia parallela alle barre orecchio. Abbassare la barra e la piastra in modo che la piastra è posteriore della sutura lambda e anteriore al caudale più a vite.
  20. Afferrare la testa bullone anteriore (a 8-32 perno o vite, vedere la sezione Materiali) a circa 45 ° con una mano aiutando braccio e pinza, in modo che la testa della vite rivolto verso il basso e verso la coda dell'animale. Abbassare la vite in modo che tocchi la formicaerior 0-80 viti (Figura 3F, G).
  21. Fissare il bullone e la piastra in posizione con acrilico dentale. Applicare acrilico dentale attorno alle teste delle viti dell'osso, perno di riferimento, e intorno ai lati del tubo da centrifuga. Attendere circa 10 minuti per l'acrilico dentale asciugare (Figura 3H).
  22. Applicare uno strato di cemento dentale attorno ai bordi del acrilico dentale, cementando la pelle per l'impianto. Attendere che il cemento si asciughi.
  23. Poke diversi fori nel tappo della provetta, e posizionare il tappo sul tubo.
  24. Rimuovere la fascetta mani aiutare. Quindi rimuovere con attenzione la barra testa-holding dalla stereotax, e quindi rimuovere la piastra testa dalla barra (Figura 3I).
  25. Rimuovere l'animale dal stereotax e amministrare cure post-operatorie e il monitoraggio in conformità con tutte le norme, i regolamenti e le leggi (ad esempio, Buprenorfina 0,02 mg / kg, ogni 8-12 ore per un minimo di 24hr). Se l'infiammazione si sviluppa intorno ai bordi della protesi, applicare uno strato sottile di unguento antibiotico al sito interessato giorni fino risolto.

3. Juxtacellular monitoraggio delle unità neuronali

  1. Tirare il tubo capillare di quarzo su un anidride carbonica micropipetta laser estrattore (vedi sezione Equipment) con diametro di punta di meno di 1 micron (Figura 5A).
    NOTA: i parametri di riscaldamento variano a seconda del particolare strumento, e che il diametro del collo richiesto varierà a seconda della struttura cerebrale di interesse. Per le registrazioni nel ratto talamo, micropipette sono colli che vanno da 5-7 mm.
  2. Fissare la pipetta in luogo sotto un contrasto di interferenza differenziale (DIC) microscopio equipaggiato con obiettivi distanza di lavoro. Utilizzare plastilina per tenere la pipetta in posizione sul palco del microscopio.
  3. Lentamente spostare un blocco di vetro (0,5 - 1 cm di spessore, un pezzo di vetro usato per making coltelli ultra-microtomo è conveniente) nel campo visivo, con la punta della pipetta. Utilizzando il micromanipolatore fase, toccare delicatamente la punta della pipetta di vetro, provocando la rottura. Ripetere se necessario fino a quando il diametro esterno punta della pipetta è tra 1-3 micron (Figura 5B, C). Assicurarsi che questi micropipette hanno impedenze tra circa 5-15 MW.
  4. Preparare salina extracellulare (135 mM NaCl, 5.4 mM KCl, 1,8 mM CaCl 2, 1 mM MgCl 2, 5 mM HEPES, pH 7,2 con NaOH) 8 e aggiungere 2% (w / v) Chicago Sky blu. Usando una siringa con un ago 30 G o minore, riempire la estremità posteriore della pipetta con la soluzione. In alternativa, per singola cellula etichettatura juxtacellular aggiungere 2% (w / v) Neurobiotin o biotinilato ammina destrano (BDA-3000 o BDA-10000) alla soluzione salina al posto di Chicago Sky blu.
  5. Posizionare il topo all'interno della calza panno all'interno del tubo rigido in adeguato maschera sperimentale ( Figura 4) .Wait un minimo di 72 ore dopo l'intervento chirurgico prima di mettere l'animale in maschera poggiatesta. Stringere la coulisse intorno sterno superiore, piuttosto che il collo, per evitare l'ostruzione delle vie aeree. Se la respirazione sembra essere lavorato o ostacolato, allentare la coulisse o spostarlo posteriormente. Effettuare questa procedura, mentre il topo è vigile.
  6. Fissare la piastra di testa di ritenuta sul ratto al pezzo corrispondente sulla maschera. Per fare questo, prima pin la piastra poggiatesta in luogo, e poi fissarlo con una vite 4-40. Ricordarsi di aspettare fino a quando l'animale è calma per evitare di applicare una coppia eccessiva alla testa. Successivamente, posizionare un 8-32 dado sul bullone testa frenare che viene impiantato nel topo. Quindi avvitare in un tondino di acciaio inossidabile filettato per la testa del bullone. Fissare l'asta alla maschera sperimentale in modo tale che possa essere serrato in posizione (figura 4).
    NOTA: Protezione animale con testa del bullone e la piastra poggiatesta minimizes piegatura dell'apparato e migliora la stabilità di registrazione. Nella maggior parte dei casi la registrazione può iniziare il primo giorno l'animale è capo-trattenuto. Tuttavia, se l'animale si agita eccessivamente o vocalizza, fornire una giornata di formazione assuefazione poggiatesta prima di iniziare le registrazioni. In questo caso, l'animale lasciato sulla maschera per 15 min e poi riposizionarlo nella sua gabbia. Ripetere questo passaggio il giorno successivo e continuare con il protocollo.
  7. Aprire la camera di registrazione e rimuovere il gel di silicone. Pulire la craniotomia utilizzando una pinza sottile se il tessuto è nuovamente cresciuta in craniotomia.
  8. Fissare la pipetta al micromanipolatore motorizzato, e collegare il headstage pre-amplificatore.
    NOTA: Nel presente dimostrazione, un piccolo circuito relè sul headstage viene utilizzato per passare i cavi amplificatore e una sorgente di corrente esterna con alta compliance (Figura 6A-C). Si noti che alcuni amplificatori hanno un adeguato incasso sorgente ad alta compliance(Vedi la discussione e Materiali sezioni).
  9. Utilizzare il micromanipolatore motorizzato per spostare la punta della pipetta a volume stereotaxically identificato nella camera di registrazione. Nota le coordinate di questa posizione. Fare attenzione a non rompere la punta della pipetta sul cranio.
  10. Spostare la pipetta nella posizione di registrazione desiderata negli assi antero-posteriore e medio-laterale. Poi avanzare la pipetta ventrale attraverso la dura fino a quando non è di circa 500 micron dorsale nella posizione di registrazione prevista.
  11. Lentamente avanzare la pipetta durante l'ascolto di chiodare eventi su un monitor audio della tensione amplificata registrata tra la punta della pipetta e il filo di riferimento. Una volta che gli eventi spiking sono identificati, continuano a spostare la pipetta 0-100 micron fino positive deviazioni di tensione in corso superiori si osservano circa 500 mV.
    NOTA: La resistenza dell'elettrodo aumenterà di un fattore di circa 1,5-10 when ciò si verifica.
  12. Iniziare a registrare una volta una unità è stato isolato come secondo punto 3.11, insieme a tutte le altre misure comportamentali e fisiologici di interesse. Nel presente manifestazione, i movimenti delle vibrisse auto-generati sono monitorati con videografia ad alta velocità (vedere la sezione Materiali).
  13. Per etichettare il sito di registrazione, passare l'elettrodo porta per la connessione al generatore di corrente. Ci sono diversi modi per farlo, utilizzando un circuito di relè (Figura 6A - C), dotato di un generatore di corrente dell'amplificatore, o manualmente (Figura 6D, vedere il punto 3.8 e discussione). Passare -4 μA con 2 impulsi sec al 50% duty cycle per 4 minuti di iniettare iontophoretically Chicago Blue Sky attraverso la pipetta.
  14. Uccidere e profumato l'animale dopo diverse procedure di etichettatura secondo la prassi consueta. Sezione del cervello e di contrasto se necessario per identificare la posizione anatomica della registrazione sederee. Controcolorare il tessuto per la citocromo ossidasi reattività secondo 14. In alternativa, individuare i depositi di Chicago Sky Blu usando la microscopia a fluorescenza.
    NOTA: Per distinguere con precisione tra le diverse unità etichettati, è importante che tutte le etichette sono realizzati con la stessa pipetta lo stesso giorno, senza che lo sbloccaggio la pipetta tra le etichette. In questo caso i siti di registrazione possono essere differenziati dai loro posizioni relative in istologia post-hoc insieme alle coordinate manipolatore noti di ogni sito (vedere il punto 3.9). Per l'identificazione univoca, contrassegnare le etichette di almeno 200 micron l'uno dall'altro, e non più di 3-5 etichette per regione del cervello.

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Risultati

Unità neuronali in ventrale posteriore mediale (VPM) talamo codificare la fase di movimento vibrissa durante autogenerata sbattere 15,16. Figura 7A mostra attività spiking del campione di un'unità talamica VPM come un topo è attivamente sbattere. Figura 7B mostra un istogramma di picco tempi allineati alla fase istantanea di vibrissa movimento 17. Ci sono più picchi durante la fase di retrazione di sbattere. Dopo la registrazione, la posizione dell'un...

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Discussione

Costruzione della maschera sperimentale

La descrizione delle parti meccaniche utilizzate per costruire la maschera sperimentale (Figura 4) viene omesso dal protocollo, in quanto può essere realizzato in una varietà di modi. In questo standard manifestazione sono utilizzati opto-meccaniche parti e morsetti di supporto per il montaggio del bar poggiatesta e il tubo di ritenuta corpo (vedere la sezione Materiali). Parti simili opt...

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Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Ringraziamenti

Siamo grati agli Istituti canadesi di ricerca sanitaria (sovvenzione MT-5877), agli Istituti Nazionali di Sanità (sovvenzioni NS058668 e NS066664) e alla Fondazione binazionale USA-Israele (sovvenzione 2003222) per aver finanziato questi studi.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Ketaset (Ketamina HCl)Fort DodgeN/A
Anased (soluzione di xilazina)Lloyd LaboratoriesN/A
Betadyne (povidone-iodio)CVS Pharmacy269281
Loctite 495Grainger Industrial Supply4KL8620 - 40 cp cianoacrilato
Vetbond3M1469SB
Grip cement polvereDentsply Intl675571Per la base della camera di registrazione
Grip liquido cementizioDentsply Intl675572Per la base della camera di registrazione
Gel di siliconeDow Corning3-4680
Jet polvere acrilica per la riparazione di protesi dentarieLang Dental Manufacturing Co.N/APer fissare l'apparecchio di ritenuta della testa al cranio
Ortho-Jet Liquido di resina acrilica ortodontica a polimerizzazione rapidaLang Dental Manufacturing Co.N/APer fissare l'apparato di ritenuta della testa al cranio
Chicago sky blueSigmaC8679
ParaformaldeideSigma158127Per la perfusione e la fissazione dei tessuti
Soluzione salina tamponata con fosfatoSigmaP3813Per la perfusione e la fissazione dei tessuti
Citocromo CSigmaC2506Per la colorazione con citocromo-ossidasi, Figura 7
DiaminobenzidinaSigmaD5905Per colorazione con citocromo-ossidasi, Figure 7
Rat sockSew Elegant (San Diego, CA)N/A Sumisura, Figure 1, 4
Tubo in PVC 2 ½ "Plastica statunitense Co.34108Figura 4
Pin e prese D subminiaturizzatiTE Connectivity205089-1Figura 3
Filo musicale in acciaio inossidabile diametro 0,010"Precision Brand Products, Inc.21010Figura 3
Telaio di supporto stereotassicoKopf InstrumentsModello 900Figura 3
Barre auricolari stereotassicheKopf InstrumentsModello 957Figura 3
Manipolatore stereotassicoKopf InstrumentsModello 960Figura 3
½ fresa per trapano a mmHenry Schein100-3995
Trapano odontoiatrico Quiet-AirMidwest Dental393-1600
Acciaio inossidabile 0-80 ⅛ ” viteDispositivo di fissaggio superstore247438Figura 3
0,2 ml provetta da centrifugaFisher Scientific05-407-8AFigura 3
Barra portatesta personalizzataUCSD SIO Officina meccanicaN/A Sumisura, Figure 2 - 4
Piastra portatesta personalizzataUCSD SIO Officina meccanicaN/ASu misura, Figure 2 - 4
Morsetto ad angolo rettoNewportMCA-1Figure 3, 4 anche le parti optomeccaniche standard per la maschera sperimentale (Figura 4) sono di Newport Corp.
8-32 ¾ ” viteFissaggio Superstore240181Per poggiatesta, Figura 3
4-40 ¼ ” viteDispositivo di fissaggio Superstore239958Per poggiatesta, Figure 3, 4
Tubi capillari al quarzoSutter InstrumentsQF-100-60-10Figura 5
Estrattore laser ad anidride carbonicaSutter instrumentsP-2000
Micromanipolatore motorizzatoSutter InstrumentsMP-285
Amplificatore per microelettrodiMolecular DevicesMulticlamp 700BParte alternativa: Molecular Devices Axoclamp 900A
Stadio principale dell'amplificatore per microelettrodiMolecular DevicesCV-7BParte alternativa: HS-9Ax10 con Molecular Devices Axoclamp 900A
Stimolatore di impulsi isolatoA-M SystemsModello 2100Parte alternativa: HS-9Ax10 con Molecular Devices Axoclamp 900A
Monitor audioRadio Shack32-2040
Porta pipettaWarner Instruments#MEW-F10TParti alternative: vedi Discussion, Figura 6ACavo dell'elettrodo
Filo coonerNEF34-1646(opzionale), Figura 6D
Relè per stadio principale dell'amplificatoreCOTO Technology#2342-05-000(Facoltativo) Utilizzato con un circuito stampato su misura (UCSD Physics Electronics Shop), Figura 6A-C
Videocamera digitaleBaslerA602fm(opzionale) Per il monitoraggio comportamentale, Figura 7
Puralube unguento veterinarioAmazon.com, IncNC0138063

Riferimenti

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