È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Aip1p Dynamics sono alterati dalla R256H mutazione in actina

7.9K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/51551

⸱

30 luglio 2014

 ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, Roy J. and Lucille A. Carver College of Medicine, University of Iowa, 2Department of Biochemistry, Roy J. and Lucille A. Carver College of Medicine, University of Iowa

In questo articolo

Sommario

Malattia mutazioni che causano in actina possono alterare la funzione del citoscheletro. Dinamica del citoscheletro vengono quantificati attraverso l'imaging di proteine ​​con targhetta modo fluorescente utilizzando totale microscopia a fluorescenza interna. Come esempio, la proteina del citoscheletro, Aip1p, ha modificato la localizzazione e il movimento in cellule esprimenti l'isoforma actina mutante, R256H.

Abstract

Mutazioni in actina causare una serie di malattie umane dovute a cambiamenti molecolari specifici che spesso alterano la funzione del citoscheletro. In questo studio, l'imaging di fluorescenza tagged proteine ​​mediante fluorescenza interna totale (TIRF) microscopio viene utilizzato per visualizzare e quantificare i cambiamenti nelle dinamiche del citoscheletro. Microscopia TIRF e l'uso di tag fluorescenti consente inoltre per la quantificazione dei cambiamenti nelle dinamiche del citoscheletro causata da mutazioni in actina. Usando questa tecnica, quantificazione della funzione del citoscheletro in cellule vive integra pregevolmente studi in vitro della funzione della proteina. Come esempio, mutazioni di senso influenzano il residuo actina R256 sono stati identificati in tre isoforme di actina umani suggerendo questo aminoacido svolge un ruolo importante nelle interazioni regolamentazione. Gli effetti della actina mutazione R256H sui movimenti del citoscheletro sono stati studiati utilizzando il modello di lievito. La proteina, Aip1, che è noto per assistere cofilin in actina depolimerizzazione, eraetichettati con la proteina fluorescente verde (GFP) al N-terminale e tracciati in vivo mediante microscopia TIRF. La velocità di movimento Aip1p sia wild type e mutanti è stata quantificata. Nelle cellule esprimenti mutante R256H actina, Aip1p movimento è limitata e la velocità di movimento è circa la metà della velocità misurata in cellule di tipo selvatico (0,88 ± 0,30 micron / sec in cellule R256H rispetto a 1,60 ± 0,42 micron / sec in cellule di tipo selvatico, p <0.005).

Introduzione

Actina è la proteina dominante comprendente il citoscheletro e partecipa ai processi cellulari critici compresi divisione cellulare, movimento organello, la motilità cellulare, la contrazione e segnalazione. Negli ultimi dieci anni, le mutazioni che causano la malattia di actina sono stati scoperti in ciascuna delle sei isoforme di actina umani che portano a una serie di disturbi, da miopatie a malattia coronarica 1-7. I processi attraverso i quali le mutazioni di actina portano alla malattia continuano ad essere chiariti. Il modello di lievito resta il gold standard per studiare gli effetti biochimici di mutazioni sulla funzione actina causa dei vantaggi della singola isoforma actina essenziale, trattabilità genetica ed elevata conservazione di sequenza e funzione di actina. Gli studi dimostrano che le singole mutazioni di actina portano a specifiche disfunzioni molecolari con effetti negativi dominanti 8. Ad esempio, mutazioni che causano sordità in actina γ-non-muscolare che influenzano il residuo Lys-118 alterano regolamentazione da partela proteina di legame actina Arp2 / 3 9. Studi frequentemente utilizzano in vitro analisi di proteine: interazioni proteina. Indagini l'effetto di actina mutazioni in biologia cellulare e, in particolare, actina localizzazione delle proteine ​​di legame nella cella sono limitati.

Studi del citoscheletro lievito in vivo convenzionalmente basano su immagini di cellule fissate da un microscopio invertito a fluorescenza 10. Questi esperimenti hanno fornito dati fondamentali sulla morfologia del citoscheletro actina. Le indagini hanno dato inserito tridimensionale confocale per visualizzare la complessa rete del citoscheletro 11, 12. Questa rappresentazione consente di quantificare l'abbondanza e la posizione relativa di patch di actina e filamenti. Sottile sezione tomografia elettronica è stato usato per l'immagine della morfologia delle reti filamentosi dense relativi alle strutture subcellulari conservate 13. S Crowded cellularipassi con una piccola sezione trasversale possono essere esaminate in dettaglio fine con questa tecnica. Studi di imaging sono stati estesi per le cellule viventi usando la microscopia a fluorescenza time lapse. Quando fotoindotto e fluorescenza di fondo possono essere moderato, imaging lasso di tempo permette indagini alla dinamica delle proteine ​​citoscheletriche e la risposta alle condizioni ambientali 11, 14. Separatamente, la visualizzazione della dinamica dei filamenti di actina in vitro è stata avanzata dall'introduzione di riflessione interna totale fluorescenza (TIRF) microscopia. Rispetto alla microscopia campo ampio, TIRF ha il vantaggio di una ridotta fluorescenza di fondo e maggiore contrasto per monitorare singoli filamenti 15, 16. Con queste qualità, la microscopia TIRF è stato adattato da biologi cellulari per monitorare strutture cellulari a livello della membrana plasmatica 17, 18. Eventi cellulari, inclusi i cambiamenti nel citoscheletro, puòessere visualizzati in tempo reale con un basso fototossicità, contrasto massimo, e lo sfondo minimal fioritura 19.

Per comprendere meglio l'effetto di mutazioni actina sul movimento, localizzazione, e turnover di proteine ​​citoscheletriche nella cellula, microscopia TIRF e proteina codifica sono stati utilizzati. Qui, sono descritti metodi per studiare gli effetti di una mutazione clinicamente rilevante sulla dinamica del citoscheletro di actina in Saccharomyces cerevisiae. Specificamente, la localizzazione e il movimento della proteina di legame actina, Aip1p, è stata visualizzata e quantificati in cellule che esprimono la mutazione R256H in actina. Queste tecniche si completano a studi biochimici in vitro e consentono una maggiore comprensione delle interazioni proteiche e funzioni.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

1. Clonazione nella PB1996 plasmidi

  1. Progettazione e ordinare primer di DNA da un oligonucleotide società di produzione che fiancheggiano la sequenza bersaglio e contenere siti di restrizione unici nel plasmide principale selezionato. NOTA: In questo caso, i primer sono stati progettati per amplificare le 400 coppie di basi all'estremità 5 'della sequenza Aip1. Il sito di restrizione XhoI è stato incorporato nel fondo circa 20 bp prima sequenza Aip1, e XmaI era inclusa circa 20 bp dopo la sequenza bersaglio Aip1. Il plasmide usato per la clonazione era PB1996, che contiene un tag 3XGFP per fluorescenza, un gene URA per la selezione ceppo di lievito, e un gene di resistenza all'ampicillina per la selezione batterica.
  2. Purificare il DNA genomico da un Ura-ceppo di lievito aploidi. Nota: Fare riferimento alla Figura 1 per un diagramma di processo di clonazione.
  3. Eseguire una reazione di PCR standard utilizzando due primer e il DNA genomico di lievito per amplificare il gene Aip1p con i siti di restrizione su entrambi end. Digerire il prodotto PCR e il plasmide PB1996 con gli enzimi di restrizione in reazioni separate per fabbricante protocolli negativa. In questo caso XmaI e XhoI sono stati usati con il buffer di accompagnamento a 37 ° C per 1 ora.
  4. Eseguire un gel elettroforesi di agarosio 0,8% per separare i frammenti di DNA digeriti. In un pozzetto, caricare un DNA bassa scala di massa e, in pozzetti separati, caricare l'intera reazione da ciascuna digestione. Attivare il gel a 100 volt per circa 1 ora, finché il fronte del colorante è vicino alla fine del gel. Visualizzare il gel sotto una luce UV e purificare il segmento corrispondente al segmento proteina e il plasmide taglio.
  5. Legare il segmento Aip1 digeriti e PB1996 plasmide. Trasformare il prodotto in cellule DH5a utilizzando protocolli fabbricante (10 microlitri di DNA con 100 cellule microlitri per 30 min in ghiaccio, shock termico a 42 ° C per 2 min, crescere in mezzi SOC per 2 ore a 37 ° C) e la piastra su piastre di coltura che comprendono l'antibiotico per la selezione, in questo caso LB +Piatti Amp. Selezionare e crescere una colonia in coltura liquida. Purificare il plasmide di nuova concezione.

2. Mutant ceppo di lievito Generation

  1. Utilizzare un ceppo di lievito aploide in cui l'allele actina è stata soppressa per costruire un ceppo mutante di lievito. Nota: In questo caso, il ceppo è stato un dono generoso da Dr. Peter Rubenstein (University of Iowa) e la costruzione è stato descritto da Cook et al 20 Questo ceppo manca il gene cromosomico actina e contiene un plasmide che codifica tipo selvatico lievito. actina e uracile.
  2. Utilizzare il plasmide codificante PRS wild type lievito actina con una Trp + selezione come il plasmide base per mutagenesi 21.
  3. Eseguire mutagenesi sito-diretta sul plasmide PRS per progettare la mutazione missense in actina.
    1. Per la mutazione R256H in actina, rendere il primer 5 'ggtaacgaaagattccatgccccagaagc 3' per cambiare il Arg 256 alla sua 256. Eseguire un mutagenesi standard diReazione di PCR con il plasmide dal punto 2.2.
    2. Trasformare l'actina plasmide mutante dalla PCR in cellule DH5a. Isolare il DNA plasmidico e sequenziare il gene actina per verificare la mutazione.
  4. Trasforma il plasmide codificante mutante lievito actina nel ceppo di lievito aploidi dal punto 2.1.
  5. Cultura cellule trasformate su Trp piastre per selezionare il lievito contenente il Trp + contenente mutante di lievito actina plasmide.
  6. Selezionare per le celle manca il plasmide originale che codifica wild type actina e uracile (descritto in 2.1) da parte delle cellule sub-coltura di dei Trp-piastre su piastre contenenti 5-Fluoroorotic Acid (5-FOA). 5-FOA viene convertito nella forma tossica, 5-fluorouracile, in yeas ceppi che esprime il gene URA3 funzionale. Le cellule che crescono dopo la selezione stepwise conterranno solo l'actina plasmide mutante.
  7. Purificare il DNA plasmidico dal nuovo ceppo di lievito. Sequenziare il plasmide per garantire il gene mutante actina è presente. Utilizzare questo sallenarsi in ulteriori studi. Questo processo è schematizzata in figura 2.

3. Trasformare il plasmide in cellule di lievito

  1. Digerire il plasmide Aip1p-GFP con un enzima di restrizione per consentire l'integrazione nel cromosoma di lievito. NOTA: Il sito di restrizione deve essere al di fuori del blocco sequenza che contiene l'etichetta fluorescente, gene di interesse, e marcatore di selezione. In questo caso, utilizzare 1 ml di HpaI enzima di restrizione con 8 microlitri DNA e 1 ml di 10x buffer di accompagnamento per 1 ora a 37 ° C.
  2. Cultura S. cellule cerevisiae (dal punto 2.5) che sono in grado di sintetizzare uracile (Ura-deformazione) durante la notte in 5 ml in mezzi YPD (estratto di lievito 1%, 2% peptone, e 2% destrosio) su una ruota a 30 ° C. Centrifugare 1 ml delle cellule per 5 minuti a 1000 x g.
  3. Fai la miscela PLATE. Effettuare 10XTE aggiungendo 5 ml di 1 M Tris pH 7,5 e 2 ml di 250 mM di acido etilendiamminotetraacetico (EDTA) a 43 ml di DDH 2 O. Aggiungi 00,204 g di acetato di litio a 20 ml di 1XTE, poi 8 g di polietilene glicole (PEG) (MW ~ 3.300) e filtro sterilizzare.
  4. Decantare il supernatante dalle cellule filate al passo 3.2 e risospendere le cellule nel liquido rimanente. Per le cellule sospese, aggiungere 2 ml di 10 mg / ml testicoli salmone vettore DNA. Aggiungere 10 ml di DNA plasmidico digerito dal punto 3.1 e vortice. Aggiungere 0,5 ml della piastra e vortex. Aggiungere 20 ml di 1 M DTT e vortex.
  5. Incubare la miscela per 6-8 ore a 25 ° C. Heat Shock le cellule in un bagno d'acqua a 42 ° C per 10 min. Piastre 100 microlitri di cellule dal fondo della provetta cui si sono stabiliti su un-Ura piastra. Incubare a 30 ° C per 2-3 giorni o fino a formare colonie.
  6. Selezionare singole colonie e realizzato su un-Ura piatto. NOTA: Queste cellule contengono il plasmide con il gene Aip1-GFP e Ura integrato nel cromosoma, consentendo la crescita. Queste cellule saranno poi utilizzati in microscopy.

4. Visualizzazione della proteina Movimento Aip1p Uso Total Internal Reflection microscopia a fluorescenza

  1. Coltivare una coltura delle cellule di lievito con il incorporato Aip1p-GFP in YPD durante la notte su una ruota a 30 ° C. Subculture 1 ml della cultura durante la notte in 9 ml di Ura-media. Crescere le cellule per un ulteriore 3-4 ore su un agitatore a 30 ° C per assicurare che siano in fase di crescita logaritmica.
  2. Aggiungere 3 ml di cellule di un vetrino da microscopio in vetro e aggiungere un vetrino. Permettono alle cellule di stabilirsi sul vetrino per 5 min. Porre il vetrino nella staffa del piattello.
  3. Osservare la proteina Aip1p-GFP con un totale fluorescenza a riflessione interna (TIRF) microscopio (488 nm) usando una immersione in olio 100X TIRF obiettivo e una camera CCD digitale. Utilizzando il software SlideBook 5.0, di ottenere immagini per 20 secondi ad una velocità di 5 fotogrammi / sec (frames individuali di immagini acquisite sono presentati nella Figura 2A).
    1. Per mettere a fuoco il cells, aperto software SlideBook 5.0 e fare clic sul pulsante Finestra di messa a fuoco nella barra degli strumenti per accedere ai controlli di messa a fuoco. Selezionare la scheda Ambito e selezionare l'obiettivo 100X-TIRF. Accendere la lampada e far scorrere la barra della lampada al 15%. Modificare l'impostazione Bin 2 x 2. Cambiare il filtro a campo chiaro.
    2. Al microscopio, usare il selettore di messa a fuoco fine per portare le cellule a fuoco come si è visto sullo schermo del computer.
    3. Utilizzando i controlli all'interno della finestra di messa a fuoco, spegnere la lampada, sostituire il filtro per vivere, e fare clic sul pulsante TIRFM.
    4. L'illuminatore TIRFM collegato alla porta lato destro del microscopio, ruotare l'emissione laser On.
    5. Selezionare la scheda flusso all'interno della finestra di messa a fuoco, selezionare la casella accanto per avviare la registrazione e quindi fare clic su pulsante di campo luminoso.
    6. L'illuminatore TIRFM, ruotare il micrometro per regolare l'angolo di incidenza del laser. Questo viene utilizzato per ottimizzare l'emissione di fluorescenza dai fuochi Aip1-GFP e minimizzare la fluorescenza di fondo dalcellule e scivolo.
    7. Quando viene visualizzata l'immagine desiderata, premere Start. Dopo 20 secondi, premere Stop. Salvare le immagini. Nella scheda File nella barra del menu principale, selezionare Salva presentazione come e inserire il percorso del file e il nome.
  4. Utilizzare il software ImageJ per analizzare le immagini. Utilizzare il plugin macro "Tracker manuale" per tracciare il movimento e la velocità del Aip1p foci fluorescente. Modificare il parametro intervallo di tempo di 0,2 sec.
    1. Utilizzando la selezione delle tracce add, selezionare e tenere traccia di una proteina fluorescente individuo attraverso 4-8 fotogrammi connettivi. Utilizzare il comando traccia finale e la velocità di movimento proteine ​​tra ogni fotogramma viene visualizzata in una finestra dei risultati.
    2. Determinare il tasso medio tra ogni frame utilizzando un foglio di calcolo di Microsoft Excel. Utilizzare i valori per calcolare la velocità media di movimento Aip1p per ogni ceppo cellulare di interesse. NOTA: Un grafico a dispersione della velocità di movimento Aip1p e la velocità media non lineare è mostrato in Figuri 2B.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Un metodo per immagine dinamica di proteine ​​citoscheletriche nella cellula è presentato. La proteina-actina vincolante, Aip1p, è stato taggato con GFP. Il motivo per il plasmide codificante il prodotto etichettato è mostrato in Figura 1. Il plasmide è stato poi trasformato in cellule di lievito. Espressione dei fluorescente etichettato Aip1p permesso visualizzazione del comportamento proteina nella cellula. Aip1p localizza tipicamente a chiazze actina nei siti di endocitosi 22. Per quantifi...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Una strategia efficace per visualizzare la dinamica del citoscheletro e l'utilità nelle indagini sulle mutazioni patogene è stato descritto qui. Modalità di imaging avanzate hanno creato nuove opportunità per comprendere il movimento intracellulare di proteine ​​nei pressi della membrana cellulare. Totale microscopia a fluorescenza di riflessione interna (TIRF) è una tecnica sensibile per studi funzionali in cellule viventi. TIRF utilizza un laser di eccitazione angolato che crea un campo evanescente a causa della d...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Gli autori ringraziano Peter Rubenstein per una discussione utile e consulenza tecnica e David Pellman per il clone PB1996 originale. Questo lavoro è stato sostenuto da un finanziamento della March of Dimes e finanziamenti dal Ride for Kids.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Agarosiorpi9012-36-6
Blu di bromofenoloAmresco115-39-9
BSANEBB9001S
Change-IT Kit di mutazione multipla diretta al sito USBCorporation4166059
CutSmart BufferNEBB7204S
DNA, a filamento singolo da testicoli di salmoneSigma9007-49-2
EDTA pH 7.4Sigma93302
Bromuro di etidioInvitrogen15585-011Attenzione! Irritazione dannosa
Kit DNA fungino/battericoSymo ResearchD6005
HpaINEBR0105S
Acetato di litioAlfaAesar6108-17-4
Scala a bassa massa di DNAInvitrogen10068-013
NE Buffer #4NEBB7004S
Platinum PCR SuperMix High FidelityInvitrogen12532-016
Kit MiniprepQiagen27106Qualsiasi kit funzionerà
Kit di legatura rapidaNEBM2200S
Sodio azideSigma26628-22-8
PBSInvitrogen10010-023
PEGAmresco25322-68-3
Tris Base Ultrapurerpi77-86-1
Wizard SV Gel e PCR Clean-Up SystemPromega1/6/2015
XhoINEBR0146S
XmaINEBR0180S
YPD mediaLabExpress3011-URA
MediaLabExpress3010
PCR MachineInvitrogen4359659Qualsiasi macchina PCR funzionerà
Microscopio TIRFOlympus IX81
Hamamatsu ORCA-R fotocameraHamamatsu

Riferimenti

  1. Lehtonen, H. J., et al. Segregation of a missense variant in enteric smooth muscle actin gamma-2 with autosomal dominant familial visceral myopathy. Gastroenterology. 143, e1483 1482-1491 (2012).
  2. Matsson, H., et al. Alpha-cardiac actin mutations produce atrial septal defects. Hum Mol Genet. 17, 256-265 (2008).
  3. Zhu, M., et al. Mutations in the gamma-actin gene (ACTG1) are associated with dominant progressive deafness (DFNA20/26). Am J Hum Genet. 73, 1082-1091 (2003).
  4. Nowak, K. J., et al. Mutations in the skeletal muscle alpha-actin gene in patients with actin myopathy and nemaline myopathy. Nat Genet. 23, 208-212 (1999).
  5. Olson, T. M., Michels, V. V., Thibodeau, S. N., Tai, Y. S., Keating, M. T. Actin mutations in dilated cardiomyopathy, a heritable form of heart failure. Science. 280, 750-752 (1998).
  6. Riviere, J. B., et al. De novo mutations in the actin genes ACTB and ACTG1 cause Baraitser-Winter syndrome. Nat Genet. 44, S441-442 440-444 (2012).
  7. Guo, D. C., et al. Mutations in smooth muscle alpha-actin (ACTA2) lead to thoracic aortic aneurysms and dissections. Nat Genet. 39, 1488-1493 (2007).
  8. Sparrow, J. C., et al. Muscle disease caused by mutations in the skeletal muscle alpha-actin gene (ACTA1). Neuromuscul Disord. 13, 519-531 (2003).
  9. Kruth, K. A., Rubenstein, P. A. Two deafness-causing (DFNA20/26) actin mutations affect Arp2/3-dependent actin regulation. J Biol Chem. 287, 27217-27226 (2012).
  10. Amberg, D. C. Three-dimensional imaging of the yeast actin cytoskeleton through the budding cell cycle. Mol Biol Cell. 9, 3259-3262 (1998).
  11. Pelham, R. J., Chang, F. Role of actin polymerization and actin cables in actin-patch movement in Schizosaccharomyces pombe. Nat Cell Biol. 3, 235-244 (2001).
  12. Vavylonis, D., Wu, J. Q., Hao, S., O'Shaughnessy, B., Pollard, T. D. Assembly mechanism of the contractile ring for cytokinesis by fission yeast. Science. 319, 97-100 (2008).
  13. Bertin, A., et al. Three-dimensional ultrastructure of the septin filament network in Saccharomyces cerevisiae. Mol Biol Cell. 23, 423-432 (2012).
  14. Senning, E. N., Marcus, A. H. Actin polymerization driven mitochondrial transport in mating S. cerevisiae. Proc Natl Acad Sci U.S.A. 107, 721-725 (2010).
  15. Breitsprecher, D., Kiesewetter, A. K., Linkner, J., Faix, J. Analysis of actin assembly by in vitro TIRF microscopy. Methods Mol Biol. 571, 401-415 (2009).
  16. Popp, D., Narita, A., Iwasa, M., Maeda, Y., Robinson, R. C. Molecular mechanism of bundle formation by the bacterial actin ParM. Biochem Biophys Res Commun. 391, 1598-1603 (2010).
  17. Trache, A., Lim, S. M. Live cell response to mechanical stimulation studied by integrated optical and atomic force microscopy. J Vis Exp. (44), (2010).
  18. Spira, F., Dominguez-Escobar, J., Muller, N., Wedlich-Soldner, R. Visualization of cortex organization and dynamics in microorganisms, using total internal reflection fluorescence microscopy. J Vis Exp. (63), e3982(2012).
  19. Manneville, J. B. Use of TIRF microscopy to visualize actin and microtubules in migrating cells. Methods Enzymol. 406, 520-532 (2006).
  20. Cook, R. K., Sheff, D. R., Rubenstein, P. A. Unusual metabolism of the yeast actin amino terminus. J Biol Chem. 266, 16825-16833 (1991).
  21. Feng, L., et al. Fluorescence probing of yeast actin subdomain 3/4 hydrophobic loop 262-274. Actin-actin and actin-myosin interactions in actin filaments. J Biol Chem. 272, 16829-16837 (1997).
  22. Lin, M. C., Galletta, B. J., Sept, D., Cooper, J. A. Overlapping and distinct functions for cofilin, coronin and Aip1 in actin dynamics in vivo. J Cell Sci. 123, 1329-1342 (2010).
  23. Malloy, L. E., et al. Thoracic Aortic Aneurysm (TAAD)-causing Mutation in Actin Affects Formin Regulation of Polymerization. J Biol Chem. 287, 28398-28408 (2012).
  24. Smyth, J. W., Shaw, R. M. Visualizing ion channel dynamics at the plasma membrane. Heart Rhythm. 5, S7-S11 (2008).
  25. Bhattacharya, R., et al. Recruitment of vimentin to the cell surface by beta3 integrin and plectin mediates adhesion strength. J Cell Sci. 122, 1390-1400 (2009).
  26. Hetheridge, C., et al. The formin FMNL3 is a cytoskeletal regulator of angiogenesis. J Cell Sci. 125, 1420-1428 (2012).
  27. Bergeron, S. E., et al. Allele-specific effects of thoracic aortic aneurysm and dissection alpha-smooth muscle actin mutations on actin function. J Biol Chem. 286, 11356-11369 (2011).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

Mutazione dell actina R256Hmicroscopia TIRFtagging con proteine fluorescentidinamica del citoscheletrosistema modello del lievitodepolimerizzazione dell actinaquantificazione del movimento proteicoimaging di cellule vivetracciamento della GFP
Aip1p Dynamics sono alterati dalla R256H mutazione in actina
Contattaci
Raccomanda alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.