Articolo metodologico

Vescica muscolo liscio Striscia contrattilità come un metodo per valutare Lower Urinary Tract Farmacologia

DOI:

10.3791/51807

⸱

18 agosto 2014

 ,  ,  , 
1Department of Medicine, Renal division, University of Pittsburgh School of Medicine, 2Department of Pharmacology and Chemical Biology, University of Pittsburgh School of Medicine

In questo articolo

Sommario

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Questo manoscritto presenta una semplice, ma potente, metodo in vitro per valutare la contrattilità della muscolatura liscia in risposta ad agenti farmacologici o la stimolazione del nervo. Le applicazioni principali sono lo screening di stupefacenti e la fisiologia dei tessuti comprensione, farmacologia e patologia.

Abstract

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Descriviamo un metodo in vitro per misurare vescica contrattilità della muscolatura liscia, e il suo uso per indagare le proprietà fisiologiche e farmacologiche della muscolatura liscia così come i cambiamenti indotti dalla patologia. Questo metodo fornisce informazioni fondamentali per comprendere la funzione della vescica, mentre superando notevoli difficoltà metodologiche incontrate in vivo, come ad esempio le manipolazioni chirurgiche e farmacologiche che influenzano la stabilità e la sopravvivenza dei preparativi, l'uso di tessuti umani, e / o l'uso di prodotti chimici costosi. Esso fornisce anche un modo per indagare le proprietà di ogni componente della vescica (cioè muscolatura liscia, mucosa, nervi) in condizioni sane e patologiche.

La vescica urinaria è rimosso da un animale anestetizzato, posto in soluzione di Krebs e tagliato a listarelle. Le strisce sono posti in una camera riempita con soluzione calda di Krebs. Una estremità è collegata ad un tensioattivo isometrican trasduttore per misurare la forza di contrazione, l'altra estremità è collegata ad una canna fissa. Tissue è stimolata da aggiungere direttamente composti al bagno o da elettrodi di stimolazione di campo elettrico che attivano i nervi, simile a innescare le contrazioni della vescica in vivo. Dimostriamo l'uso di questo metodo per valutare la contrattilità della muscolatura liscia spontanea durante lo sviluppo e dopo una lesione del midollo spinale sperimentale, la natura della neurotrasmissione (trasmettitori e recettori coinvolti), fattori coinvolti nella modulazione dell'attività della muscolatura liscia, il ruolo dei componenti della vescica individuali, e le specie e le differenze di organi in risposta ad agenti farmacologici. Inoltre, potrebbe essere utilizzata per indagare meccanismi intracellulari coinvolti nella contrazione e / o rilassamento della muscolatura liscia, droga relazioni struttura-attività e la valutazione di rilascio del trasmettitore.

Il metodo di contrattilità della muscolatura liscia in vitro è stato ampiamente utilizzato for più di 50 anni, e ha fornito dati che hanno contribuito in modo significativo alla nostra comprensione della funzione della vescica, nonché allo sviluppo farmaceutico di composti attualmente utilizzati clinicamente per la gestione della vescica.

Introduzione

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La muscolatura liscia della vescica si rilassa per permettere il riempimento di urina, e contratti di suscitare l'eliminazione delle urine. Il relax è mediata da proprietà intrinseche della muscolatura liscia e tonica rilascio di noradrenalina (NE) dai nervi simpatici, che attiva i recettori adrenergici beta (β 3 AR in umana) nel detrusore. Svuotamento si ottiene inibendo l'ingresso simpatico e l'attivazione dei nervi parasimpatici che rilasciano ACh / ATP di contrarre la vescica muscolo liscio 1. Numerose condizioni patologiche, tra cui il cervello e / o lesioni del midollo spinale, malattie neurodegenerative, diabete, ostruzione dello sbocco vescicale o cistite interstiziale, possono alterare profondamente la funzione della vescica, con grave impatto sulla qualità di vita del paziente 2. Queste condizioni alterano la contrattilità del muscolo liscio influendo uno o più componenti della vescica: il muscolo liscio, afferenti o nervi efferenti e / o lamucosa.

Diversi in vivo e metodi in vitro per studiare la funzione della vescica sono stati sviluppati. In vivo, cistometria è la misura primaria di funzione della vescica. Anche se questo è un preparato intatto che permette la raccolta di informazioni in condizioni prossime a quelle fisiologiche, ci sono una serie di circostanze in cui è preferibile l'utilizzo di strisce muscolari lisce. Questi includono situazioni quando chirurgica e / o manipolazioni farmacologiche possano pregiudicare la sopravvivenza e la stabilità della preparazione in vivo, o quando gli studi richiedono l'uso del tessuto umano o chimici costosi. Questo metodo facilita anche un esame degli effetti dei farmaci, età e patologia su ogni componente della vescica, cioè la muscolatura liscia, mucosa, afferenti ed efferenti nervi.

Strisce della vescica sono stati impiegati nel corso degli anni da molti gruppi per rispondere a una serie di questioni scientifiche. Essi sono stati usati per evacambiamenti luate in attività spontanea miogenico indotto dalla patologia. Questa attività è creduto di contribuire ai frequenza ed urgenza i sintomi della vescica iperattiva (OAB), ed è quindi un bersaglio per i farmaci in fase di sviluppo per OAB 3-9. Strisce della vescica sono stati utilizzati anche per studiare i fattori miogenici e neuronali che modulano il tono della muscolatura liscia con l'obiettivo di scoprire canali ionici e / o recettori e / o le vie intracellulari che potrebbero essere mirati per indurre il rilassamento sia o contrazione della muscolatura liscia 3,10- 13. Altri studi si sono concentrati sulla natura della neurotrasmissione, compresi trasmettitori e recettori coinvolti e variazioni indotte dalla patologia 14,15. Inoltre, il metodo è stato utilizzato per il confronto di tessuti da 18 a 16 specie diverse, tra organi 19-21, e la valutazione delle relazioni struttura-attività farmaco 22-24. Un'estensione di questo metodo è stato utilizzato per MEASURvia e l'effetto dei farmaci sul rilascio del trasmettitore da nervi efferenti 25. Inoltre, una varietà di tessuti (vescica, uretra, tratto gastrointestinale, GI) raccolti da animali o esseri umani (da interventi chirurgici o tessuti donatore di organi riconosciuti per la ricerca) e da una varietà di modelli animali tra cui lesioni del midollo spinale (SCI), della vescica presa di ostruzione (BOO), o cistite interstiziale (IC) possono essere studiate usando questa tecnica.

In questo articolo illustriamo l'uso di questo metodo insieme a necessari protocolli sperimentali, per risolvere diverse questioni scientifiche di cui sopra.

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Protocollo

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Tutte le procedure descritte qui sono approvati dal comitato IACUC presso l'Università di Pittsburgh.

1. Solutions

  1. Preparare la soluzione Krebs secondo la ricetta. Composizione in mM: NaCl 118, 4.7 KCl, CaCl 2 1.9, MgSO4 1.2, NaHCO3 24.9, KH 2 PO 4 1.2, destrosio 11.7.
  2. Aerare Krebs con il 95% O 2, 5% di CO 2 e collocarlo in un bagno di 37 ° C acqua da utilizzare tutto l'esperimento. Inserire parte ~ 200 ml di soluzione di Krebs aerato a temperatura ambiente da utilizzare per dissezione tissutale.
  3. Misurare il pH (~ 7.4) e osmolarità (~ 300 mOsm) del aerato Krebs.

2 set-up sperimentale (Schema Figura 1A)

  1. Riempire aerato (95% O 2, 5% di CO 2) camere con 10 ml di Krebs.
  2. Avviare la pompa di circolazione per riscaldare le camere a 37 ° C; accendere l'attrezzatura necessaria: amplificatore (s), stimolatore (s) e la registrazione del software.
  3. Calibrare trasduttori con un peso di 1 g.

3 Tissue (Figura 1B)

Rimuovere la vescica da un adulto di sesso femminile ingenuo Sprague Dawley di ratto (200-250 g; ~ 10-12 settimane di età) seguendo questi passi:

  1. Preparare zona dissezione e strumenti necessari: rasoi elettrici, pinze con denti, lama di bisturi, forbici dissezione, microscissors, due dissettore (autori preferiscono Dumont pinza 3 #), clip di tessuto (o sutura di seta), un piatto dissezione Sylgard rivestita di Krebs e perni dissezione dei tessuti.
  2. Anestetizzare l'animale con inalazione isoflurano (4% in O 2) nella camera di induzione. Usare pomata veterinaria sugli occhi per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia. Monitorare costantemente il livello di anestesia osservando il tasso di respirazione, risposta a stimoli esterni, e la perdita di un arto posteriore ritirare reflex.
  3. Quando l'animale è anestetizzato rasatura minore un addominalerea. Esporre gli organi pelvici attraverso una incisione addominale mediana. Identificare la vescica e l'uretra. Rimuovere la vescica tagliando a livello del collo vescicale vicino alla uretra prossimale. Mettere immediatamente il tessuto nel piatto rivestito Sylgard riempito con soluzione di Krebs aerato.
  4. Se necessario, rimuovere il tessuto supplementare in questo momento: uretra, pezzi di gastrointestinale (GI) e / o della prostata, ecc
  5. Sacrifica l'animale con metodi approvati IACUC (ad esempio, overdose di anestetico o di CO 2 asfissia seguita da un metodo secondario).
  6. Inserire i perni dissezione dei tessuti attraverso la cupola della vescica, collo e ureteri, per stabilizzare il tessuto per un'ulteriore dissezione. Non tendere il tessuto. Togliere il grasso, tessuto connettivo, uretra prossimale, e ureteri se presenti.
  7. Aprire la vescica dalla base alla cupola per creare un foglio piatto, sierosa lato lungo / lato luminale (Figura 1B). Posizionare i perni dissezione su ogni angolo del tessuto. Rimuovere vescica domposta e dei tessuti del collo.
  8. Se lo scopo di questo esperimento è quello di determinare il contributo della mucosa (urotelio e lamina propria - vedi figura Figura 1C) per la contrazione della muscolatura liscia, confrontare le proprietà di strisce detrusore con e senza la mucosa aderente. Per questo, prima di tagliare il tessuto in strisce, rimuovere con attenzione lo strato mucoso con iris primavera forbici e una pinza sottile sotto un microscopio da dissezione. Alla fine dell'esperimento, fissare le strisce di colorazione H & E per confermare la rimozione completa della mucosa. Si noti che questa procedura è più facile nel topo che nel ratto vescica vescica.
  9. Tagliare il tessuto della lunghezza dalla base alla cupola in strisce di ~ 2 x 8 mm (Figura 1B). Legare o allegare un clip di tessuto a entrambe le estremità di ogni striscia.
    NOTA: Un ratto vescica di solito può essere tagliato in 4 strisce, ma il numero di strisce può aumentare o diminuire a seconda delle dimensioni degli animali / vescica.
  10. Trasferire le strisce al espericamere imental. Attaccare un'estremità di ogni striscia di un trasduttore di forza, che misura la contrazione del tessuto, e l'altra di una bacchetta di vetro / metallo fisso.
    NOTA: camere di tessuto di dimensioni variabili (da 0,2 ml a 20 ml o più). Camere tipiche per vesciche roditori sono 5-20 ml, che forniscono l'altezza sufficiente per le strisce siano completamente sommersi in soluzione. Alcune camere sono con built-in elettrodi di stimolazione, altri no. Si deve prestare attenzione per assicurare che tutti i collegamenti degli elettrodi sono in buone condizioni, altrimenti la stimolazione di campo elettrico non è affidabile.
  11. Applicare una quantità definita di forza per ogni striscia di stretching delicatamente il tessuto fino a quando la tensione della linea di base raggiunge 1 g (~ 10 mN). Inizialmente il tessuto tende a rilassarsi che viene registrata come una diminuzione della tensione di riferimento. Tessuto Wash circa ogni 15 minuti con il caldo aerato Krebs e regolare la tensione della linea di base di 1 g dopo ogni lavaggio. Lasciare che il tessuto si stabilizzi per ~ 1-2 ore o fino a quando la tensione della linea di base è stabile (cioè nessuna ulteriore rilassamento dei tessuti).
  12. Test di vitalità del tessuto con l'aggiunta di KCl (80 mM) direttamente al bagno per ~ 5 minuti, o fino a quando la risposta plateau viene raggiunto. Risposte ad alte concentrazioni di KCl possono essere ripetute durante l'esperimento o alla fine dell'esperimento e utilizzati per normalizzare le risposte ad altri farmaci o tra le strisce (vedi normalizzazione nella sezione di analisi dei dati).
  13. Tessuto Lavare più volte (3-5x) con il caldo aerato Krebs per consentire al tessuto per tornare alle condizioni pre-trattamento.

4. Stimolazione Protocolli

  1. Per studiare gli effetti della patologia sull'attività miogena spontanea o il tono della muscolatura liscia, utilizzare le strisce muscolari lisce di diversi modelli animali, quali SIC, BOO, o neonati. Figura 2 illustra l'uso di questo metodo per studiare i cambiamenti nella vescica attività spontanea durante lo sviluppo e dopo SCI. Inoltre, gli agenti farmacologici possono essere utilizzati per modulare spontaneous attività. figura 3 illustra l'effetto dei modulatori di canale KCNQ, flupirtine e XE991, sulle attività spontanea e il tono della muscolatura liscia.
  2. Per farmacologiche lisce stimolazione muscolare costruire curve concentrazione-risposta con l'aggiunta di composti di soluzioni madre concentrate direttamente al bagno ad intervalli di tempo definiti. Il consumo di droga e dei veicoli in strisce parallele per tenere conto di veicoli e di tempo gli effetti.
    1. Fate soluzioni stock di composti di prova desiderati al 1000x la concentrazione di lavoro finale. Per carbachol (CCh), un agonista del recettore muscarinico, preparare seguenti stock: 10 -5 M, 3 x 10 -5 M, 10 -4 M, 3 x 10 -4 M, 10 -3 M, 3 x 10 -3 M , 10 -2 M. Le concentrazioni finali nella vasca è di 10 -8 M a 10 -5 M (Figure 4C, D). Per neuromedin B (NMB), un recettore bombesin sottotipo 1 agonista, preparare seguenti stock: 10 -8 M, 10 -7M, 10 -6 M, 10 -5 M, 10 -4 M, 10 -3 M e concentrazioni finali in bagno sono 10 -11 M a 10 -6 M. Sia CCh e NMB dovrebbero aumentare la contrattilità del tessuto.
    2. Per un bagno tessuto 10 ml, aggiungere 10 ml di ciascuna soluzione madre CCh appena la risposta raggiunge un plateau (Figura 4C, D). Nel strisce parallele aggiungere pari quantità di veicolo (acqua). Allo stesso modo, aggiungere 10 ml di ciascuna soluzione neuromedin B ~ azione ogni 5 min.
      NOTA: Osservare l'effetto eccitatorio della NMB e CCh sul tono della muscolatura liscia in strisce da diverse specie in Figura 4.
    3. Indagare le proprietà di rilassamento dei muscoli lisci nel tessuto pre-contratto con un agente eccitatorio, di solito CCh o KCl.
    4. Per bloccare una risposta agonista, pretrattare il tessuto per 10-20 min con l'antagonista per consentire la penetrazione del tessuto, prima di agonista stimolazione.
  3. Per stim neuralilamento della muscolatura liscia, chiamata anche la stimolazione del campo elettrico (EFS) Seguire i punti 1-3,13 e continuare come descritto di seguito. EFS è destinato ad attivare selettivamente i nervi contro muscolatura liscia. I parametri per la stimolazione devono essere scelti con attenzione per evitare la stimolazione della muscolatura liscia diretta.
    1. Stabilire parametri di stimolazione: tipo di stimolo (impulsi singoli o treni), la durata (durata dell'impulso e durata treno), frequenza e intensità, come descritto nella procedura riportata di seguito e illustrato nelle figure 5A, B.
      1. Per singolo impulso di stimolazione, durata dell'impulso set, intervallo inter-stimolo e il numero di stimoli desiderati. Parametri di durata stimolazione usuali sono singoli impulsi di 0,05-0,3 durata msec consegnati a intervalli desiderati (Figura 5A). Seguire passo 4.3.1.4 per l'intensità dello stimolo.
      2. Per la stimolazione treno, impostare la durata treno e l'intervallo treno interregionale. Valori tipici per i tessuti della vescica sono 3-10 sec consegnati almeno 1 mnella parte (Figura 5B). In caso di affaticamento del tessuto (cioè EFS contrazioni diminuiscono durante il periodo di controllo), aumentare l'intervallo treno interregionale.
      3. Stabilire la frequenza degli stimoli del treno (numero di impulsi in un treno - Figura 5B). Eseguire una curva di risposta in frequenza che vanno 0,5-50 Hz. Frequenze tipiche della vescica sono 10-20 Hz, che danno contrazioni riproducibili e stabili mediati da ATP e ACh. Osservare le risposte in frequenza dipendenti alla stimolazione EFS in nastri topo vescica in Figura 5 che dimostrano come questo metodo può essere utilizzato per valutare il contributo di colinergica e meccanismi purinergici di neurotrasmissione.
      4. Stabilire intensità dello stimolo: aumentare sistematicamente l'intensità (tensione) dello stimolo finché l'ampiezza della contrazione raggiunge un plateau (se utilizzando treni mantengono costante la frequenza).
      5. Impostare l'intensità dello stimolo seconda delscopo dell'esperimento. Se l'obiettivo è quello di aumentare le contrazioni neuromediata evocata, quindi utilizzare intensità submassimale tale che l'ampiezza della contrazione è ~ 50% della contrazione massima. Se l'obiettivo è quello di diminuire le contrazioni neuro-evocato, quindi impostare l'intensità al ~ 80% di ampiezza massima per evitare l'affaticamento del tessuto.
    2. Una volta che i parametri di stimolazione (durata, frequenza e intensità) sono stabilite, consentire ~ 20-30 min per EFS- evocato contrazioni di stabilizzazione prima di test anti-droga.
      NOTA: Per verificare la selettività di EFS per la trasmissione neurale, blocco di trasmissione neurale con il bloccante dei canali del Na +, tetrodotossina (TTX; 0.5-1 mM). Eseguire questo passaggio all'inizio dell'esperimento, come TTX lava via relativamente facile. Inoltre, eseguire questo alla fine dell'esperimento (vedere fase 4.3.5. Sotto).
    3. Preparare le soluzioni madre a 1,000x le concentrazioni di lavoro finali per: alfa, beta-metilene ATP (ABMA, un attivatore del recettore purinergicoe desensibilizzante) 10 -2 M, atropina (un antagonista del recettore muscarinico) 10 -3 M (Figura 5C). Osservare altri esempi in Figura 6. L'agonista del recettore 5HT4, cisapride (3 x 10 -6 M, 10 -6 M, 3 x 10 -5 M, 10 -5 M, 3 x 10 -4 M, 10 -4 M, 3 x 10 -3 M, 10 -3 M), aumenta la contrattilità dei tessuti e SB-203186 (3 x 10 -3 M), un antagonista del recettore 5HT4, inverte gli effetti di cisapride.
    4. Per testare gli effetti di ABMA e atropina su EFS (Figura 5C), effettuare due curve di risposta in frequenza di controllo. Aggiungere 10 ml di 10 -2 M ABMA al bagno per una concentrazione finale di 10 mM. Questo si contrarrà il tessuto dovuto alla stimolazione diretta dei recettori purinergici nel muscolo liscio. Dopo la risposta ritorna al basale, ripetere le curve di risposta in frequenza. Aggiungere 10 ml di 10 -3 M atropina per un Concentrat finaleione di 1 micron. Dopo circa 10 minuti (necessario per la atropina per bloccare i recettori muscarinici), ripetere le curve di risposta in frequenza. Nel strisce parallele aggiungere 10 ml di veicolo, acqua, ad ogni passo.
      NOTA: Per altri esempi in Figura 6, aggiungere 10 ml di ciascuna soluzione cisapride magazzino ad intervalli di tempo definiti (~ ogni 15 min; vedi discussione), seguita da 10 ml di SB-203186 soluzione madre direttamente al bagno e monitorare il loro effetto sulla contrazione EFS-indotta. Nel strisce parallele aggiungere 10 ml di veicolo, DMSO. Osservare gli effetti di cisapride, un agonista del recettore 5HT4, su contrazioni EFS evocati in vescica e ileo tessuti umani in Figura 6. Inoltre, osservare l'effetto del DMSO, il veicolo per cisapride, su EFS-evocate contrazioni della vescica e tessuti umani ileo .
    5. Alla fine del protocollo EFS verificare la selettività di EFS bloccando la trasmissione neurale con il bloccante dei canali Na +, tetrodotossina (TTX; 0,5-1 &# 181, M). Se le contrazioni TTX resistenti sono ancora presenti, si raccomanda di regolare la durata e l'intensità dello stimolo in esperimenti successivi.
  4. Per determinare gli effetti dei farmaci su siti pre o post-sinaptica (Figura 7A) seguire i passi da 1 a 4.3.2. Stabilire risposte riproducibili a carbacolo e EFS, quindi aggiungere X. droga
  5. Alla fine dell'esperimento, sganciare o sciogliere le strisce, asciugare delicatamente su un pezzo di carta velina per eliminare liquidi in eccesso e misurare il peso di ogni striscia utilizzando una bilancia. Anche misurare la lunghezza del tessuto utilizzando un calibro per determinare area della sezione trasversale. Queste informazioni vengono utilizzate per la normalizzazione dei dati (vedere la sezione 5.4).

Analisi dei dati 5.

Analizzare i dati utilizzando un software adeguato (ad esempio, Windaq, LabChart).

  1. Per attività spontanea, selezionare una finestra di almeno 30 secondi prima e al picco della risposta indotta dal farmaco e miasure ampiezza e frequenza dell'attività miogenico (Figura 3).
    1. Utilizzare veloce analisi di trasformazione di Fourier per determinare lo spettro di frequenze che contribuiscono alla contrattili risposte e se ci sono differenze tra le diverse parti della vescica (ad esempio, la cupola vs collo) o con lo sviluppo, la patologia e la droga 8.
  2. Per gli effetti sul tono della muscolatura liscia selezionare una finestra di almeno 10-30 secondi prima e al picco della risposta indotta dal farmaco e misurare l'ampiezza di contrazione.
  3. Per gli effetti sulle contrazioni neuro-evocati misurare l'ampiezza, la durata e l'area sotto la curva delle contrazioni (almeno 3) prima e al picco della risposta farmaco-indotta.
    NOTA: E 'necessario misurare sia l'ampiezza e l'area sotto la curva delle contrazioni EFS-indotte perché i componenti purinergici e colinergici hanno diverse cinetiche. La componente purinergico è veloce e transitoria (ATP attiva purinergic canali ionotropici come P2X1 che permettono rapido afflusso di calcio, poi desensibilizzare), contribuendo così più della risposta di picco di ampiezza e meno per l'area sotto la curva. La componente colinergica è più lenta e sostenuta (ACh attiva i recettori muscarinici metabotropici, che richiedono più tempo per attivare meccanismi intracellulari che alla fine attivano i canali ionici che depolarizzano la muscolatura liscia di indurre una contrazione). Pertanto, il componente muscarinico viene catturata meglio misurando l'area sotto la curva.
  4. Normalizzare i dati per poter confrontare i risultati tra strisce e trattamenti farmacologici. Il parametro scelto per la normalizzazione non dovrebbe essere influenzata dai composti in esame, condizione patologica studiato o disegno sperimentale. Tra questi parametri, peso uso strip, sezione trasversale, risposte KCl (Figura 4B),% della risposta massima (Figura 7B) o% della massima risposta ad un altro agente contrattile(Ad esempio, CCH) o agenti rilassanti (ad esempio, papaverina).

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Risultati

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Spontanea Attività Miogenica

Attività miogena spontanea è una caratteristica importante della muscolatura liscia che subisce cambiamenti con lo sviluppo postnatale 6-9 e patologia (ad esempio, SCI, BOO) 3-5. Poiché questa attività è creduto di contribuire ai sintomi della vescica iperattiva (OAB) 2, una valutazione di recettori, vie intracellulari e agenti farmacologici che modulano essa, è di grande interesse per lo sviluppo di trat...

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Discussione

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In questo lavoro abbiamo descritto un semplice metodo in vitro liscio contrattilità muscolare che può essere utilizzato per affrontare una serie di importanti questioni scientifiche relative alla fisiologia della vescica e della patologia, oltre a favorire la scoperta di nuovi farmaci per il trattamento di disfunzioni della vescica. Abbiamo illustrato l'utilizzo di questo metodo per valutare le proprietà di sviluppo, patologiche e farmacologiche di contrattilità della vescica muscolo liscio (figure ...

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Dichiarazioni

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Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari in competizione.

Ringraziamenti

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Questo studio è stato sostenuto da NIH R37 e R01 DK54824 DK57284 sovvenzioni a LB.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Equipment
Sistema di bagno tissutale con serbatoioRadnoti, LLC159920bagni tissutali isolati Pompa
ricircolo dell'acqua caldaKent Scientific Corporation TPZ-749per mantenere i bagni di tessuto a 37 ° C
Computer
Data Acquisiton SystemDataQ InstrumentsDI-710-UHPer visualizzare, registrare e analizzare i dati
Trasduttore Transbridge AmplificatoreWorld Precision InstrumentsSYS-TBM4MTrasduttore
Amplificatore Stimolatore per erbaGrass TechnologiesModello S88Stimolatore
Sistema per anestesiaKent Società Scientifica ACV-1205SPer anestetizzare l'animale
Scatola di anestesiaHarvard Apparatus500116Per anestetizzare l'animale
Maschere per anestesiaKent Scientific CorporationAC-09508Per anestetizzare l'animale
Materiali e strumenti chirurgici
SylgardDow Corning Corp184 SIL ELAST KITPer appuntare, sezionare e tagliare il tessuto
Piastra diPetri Corning3160-152Per sezionare/tagliare il tessuto
Spilli per insettiENTOMORAVIA Austerlitz Spilli per insettiMisura 5Per appuntare il tessuto
Bench PadVWR International56617-014Assorbenti da banco underpads
Kit chirurgico per rattiKent Scientific Corporation INSRATKITPer rimuovere e sezionare il tessuto
2 Dumont #3 ForcepsKent Scientific Corporation INS500064Per rimuovere e sezionare i tessuti
Pinze per tessutiKent Scientific Corporation INS500092Per rimuovere e sezionare il tessuto
ScalpelKent Scientific Corporation INS500236Per rimuovere e sezionare il tessuto
Lama del bisturiKent Scientific Corporation INS500239Per rimuovere e sezionare i tessuti
Professional Clipper Braintree Scientifico, Inc.CLP-223  45della pelliccia
Fine Science Tools18020-50Legare il tessuto
Clip per tessutiRadnoti, LLC158802Fissare il tessuto all'asta/trasduttore 1
g di peso  Mettler Toledo11119525Per la calibrazione del
Chemicals
Krebs Soluzione:
Cloruro di sodio
Cloruro di potassio
Fosfato di potassio monobasico
Solfato di magnesio
Destrosio
Bicarbonato di sodio
Cloruro di calcio
Cloruro		di magnesio 
Sigma
Fisher
Fisher
Fisher
Fisher
Sigma
EMD
Baker		 
S7653
P211 P2153br/ 7-500
P285-3
M65-500
D16-500
S5761
CX0130-2
2444		Per preparare la soluzione di Krebs
IsofluranoHenry Schein029405A anestetizzare l'animale
  Bombola di ossigenoMatheson Tri Gasox251Da utilizzare con il sistema di anestesia
Serbatoio di carbogen (95% ossigeno; 5% anidride carbonica) Matheson Tri GasMoxn00hn36DPer aerare le soluzioni di Krebs
di Per rimuovere il filo di sutura trasduttore

Riferimenti

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