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Articolo metodologico

Vascolare Balloon Lesioni e intraluminale Amministrazione in Rat carotide

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⸱

DOI:

10.3791/52045

⸱

23 dicembre 2014

 , 
1Nanobioscience, State University of New York College of Nanoscale Science and Engineering (SUNY CNSE)

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo utilizza un catetere a palloncino per causare un danno endoluminale sull'arteria carotide di ratto e d'ora in poi suscitare iperplasia neointimale. Questo è un modello consolidato per lo studio dei meccanismi di rimodellamento vascolare in risposta al danno. È inoltre ampiamente utilizzato per determinare la validità dei potenziali approcci terapeutici.

Abstract

Il pallone modello di lesione carotidea nei ratti è stata consolidata per oltre due decenni. Rimane un importante metodo per studiare i meccanismi molecolari e cellulari coinvolti nella vascolare dedifferenziazione muscolatura liscia, la formazione di neointima e rimodellamento vascolare. Maschi ratti Sprague-Dawley sono gli animali più frequentemente impiegato per questo modello. Ratti femmina non sono preferiti come ormoni femminili sono protettivi contro le malattie vascolari e introducono una variante a questa procedura così. La carotide sinistra è tipicamente infortunato con la carotide destra serve come controllo negativo. Lesioni della carotide sinistra è causato dal pallone gonfiato che denudes l'endotelio e distend s la parete del serbatoio. Dopo lesioni, potenziali strategie terapeutiche come l'uso di composti farmacologici e sia gene o trasferimento shRNA possono essere valutati. Tipicamente per gene o il trasferimento shRNA, la sezione feriti del lume del vaso viene trasformata localmente per 30 minuti con vparticelle IRAL codificano sia una proteina o shRNA per la consegna e di espressione nella parete del vaso feriti. Neointimale ispessimento rappresentano cellule muscolari lisce vascolari proliferative solito picco di due settimane dopo l'infortunio. Le navi sono in gran parte raccolte in questo punto di tempo per l'analisi cellulare e molecolare delle vie di segnalazione cellulare, nonché l'espressione di geni e proteine. Le navi possono essere raccolte in precedenti punti di tempo per determinare l'insorgenza di espressione e / o l'attivazione di una proteina o percorso specifico, a seconda degli scopi sperimentali destinati. Le navi possono essere caratterizzati e valutati utilizzando colorazione istologica, immunoistochimica, test di proteine ​​/ mRNA, e saggi di attività. Il intatta carotide destra dello stesso animale è un controllo interno ideale. Cambiamenti lesioni indotte parametri molecolari e cellulari possono essere valutati confrontando l'arteria feriti all'arteria giusto controllo interno. Allo stesso modo, modalità terapeutiche possono essere valutati confrontando il injured e trattato dell'arteria al controllo feriti unica arteria.

Introduzione

Cateteri a palloncino sono dispositivi medici utilizzati nella procedura di angioplastica, allo scopo di ampliare sito ostruito (s) di ateroma o trombo in un vaso sanguigno. Il lume del vaso socchiusi è costretto ad aprire dal pallone gonfiato e la fornitura di sangue sarebbero stati ripristinati in sequenza per alleviare i sintomi di ischemia a valle, come angina, infarto del miocardio, e dolore alle gambe. Tuttavia, il grande successo di angioplastica è stata diminuita di complicanze post-operatorie, come i risultati di forza causando barotrauma vascolare (balloon injury), ovvero il rimodellamento parete del vaso e in molti casi ri-restringimento del lume vasale (restenosi) 1.

Un certo numero di modelli animali sono stati sviluppati imitando la procedura di angioplastica per aiutare gli investigatori a comprendere i meccanismi alla base del palloncino lesioni legate nave rimodellamento parete 2. Tra tutte le specie animali utilizzati per la modellazione, ratto è quello più utilizzato. Compared a conigli, cani e suina, i vantaggi di ratti sono il basso costo, la relativa facilità di utilizzo e l'attuale conoscenza della fisiologia ratto. Sebbene topi hanno un vantaggio in una vasta gamma di ceppi geneticamente manipolati, la nave topi è troppo piccolo per inserire un catetere a palloncino. Nel corso degli ultimi tre decenni, i topi sperimentali hanno permesso ai ricercatori di ottenere una migliore comprensione dei meccanismi molecolari e cellulari alla base di formazione neointima e rimodellamento vascolare 3-6. Al di là di balloon injury, rimodellamento vascolare sono coinvolti anche nella maggior parte delle malattie vascolari maggiori, come l'aterosclerosi 7,8, ipertensione 9, e 10 aneurismi. Così, le conoscenze acquisite attraverso il modello infortunio balloon è in generale vantaggioso per gli studi sulle malattie parete complessivi vascolari.

L'obiettivo generale del modello di danno topo pallone non è solo per capire meglio le malattie vascolari, ma anche per testare la potenza di nuovi agenti percontrollo della malattia 11,12. Trattamento farmacologico clinico attuale di restenosi è applicato da stent medicati posizionati mediante il lume del vaso dopo angioplastica. In modelli animali, un modo efficiente ma più economico per i nuovi test agente è un metodo di perfusione endoluminale locale ben sviluppata. Agenti candidati che sono stati testati con questo metodo includono farmaci piccola molecola 13,14, citochine o fattori di crescita 15,16, gene manipolando agenti (cloni di cDNA, siRNA, ecc) 17-20, e nuove formulazioni farmaceutiche 21,22.

Finora, il palloncino modello di lesioni ratto rimane uno dei modelli più utili per lo studio vascolare malattie / disordini. È il passo fondamentale dal laboratorio al letto, di solito come il primo passo passando da in vitro in vivo, ma non dovrebbe essere l'ultimo. Il risultato di esperimenti ratto deve essere deliberate e caratterizzato inoltre prima traduzione in umanauso clinico, a causa della differenza di letti vascolari e nave anatomia e le differenze intrinseche tra specie umana e di ratto 23-26. Tuttavia, è ancora uno strumento essenziale nella ricerca medica traslazionale. Mentre questo tipo di ricerca usato per essere limitato dalla mancanza di topi geneticamente modificati, è non è più stato un problema dal momento che gli approcci genomici innovative come le zinc-finger nucleasi 27, 28 e Talens CRISPR-Cas 29 hanno reso i topi knockout facilmente accessibile.

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Protocollo

NOTA: L'uso di animali per i seguenti esperimenti è stato esaminato e approvato dalla cura e l'uso Comitato Istituzionale Animal (IACUC).

1. Procedure preoperatori

  1. Sterilizzare strumenti chirurgici prima dell'uso.
    1. Autoclave tutti gli strumenti chirurgici 24 ore o meno prima di un intervento chirurgico. Se più interventi chirurgici vengono eseguiti nello stesso giorno, sterilizzare gli strumenti con uno sterilizzatore tallone secca tra ambulatori.
  2. Filtro-sterilizzare la soluzione salina prima dell'uso.
  3. Pesare il ratto e calcolare la dose di farmaci anestetici (ketamina 80 mg / kg e xilazina 7 mg / kg).
  4. Amministrare i farmaci anestetici intra-peritoneally (ip).
    1. Verificare l'adeguatezza della sedazione per pizzico piedi in 5-10 minuti. Somministrare una piccola dose supplementare di farmaci (ketamina 7 mg / kg e xilazina 0,6 mg / kg) se la sedazione non è completa.
    2. Assicurarsi che l'ago è abbastanza profonda per i farmaci di consegna intra-peritoneally perché mancata consegna l'intera soluzione di droga nella cavità peritoneale provoca sedazione inadeguata.
      NOTA: Ulcere e perdita dei capelli nella pelle al sito di iniezione saranno visibili diversi giorni dopo l'intervento, a causa involontaria sottocutanea (sc) iniezione di soluzione di droga.
  5. Iniettare 3 ml di soluzione salina sterile per via sottocutanea (SC). Utilizzando un tampone di cotone sterile, applicare una piccola quantità di pomata oftalmica per entrambi gli occhi per evitare che le cornee si secchi.
  6. Preparare degli impianti di riscaldamento. Pastiglie di calore Pre-caldo di forno a microonde oa bagnomaria.
  7. Mettere l'animale supinamente sulla piattaforma chirurgica.
    1. Rimuovere i capelli nella regione del collo ventrale. Applicare la rimozione dei capelli con un tampone di cotone, attendere 30 secondi e pulire completamente con una garza.
    2. Tampone collo con iodopovidone scrub e il 70% di etanolo.
  8. Indossare dispositivi di protezione individuale, tra cui l'abito, la copertura dei capelli, maschera chirurgica e occhiali. Indossare STERile guanti chirurgici alla fine prima di maneggiare gli strumenti chirurgici sterili e forniture.
  9. Telo ratto con un foglio chirurgica sterile con solo la regione del collo esposto.

2. Procedure chirurgiche

  1. Durante la procedura chirurgica, verificare la profondità di sedazione animale pizzico punta in ogni 15 min. Se animale risponde a pizzico punta, aggiungere piccola dose supplementare (10% della dose iniziale) di ketamina e xilazina.
  2. Sezionare sinistra carotide comune (CCA)
    1. Utilizzare un bisturi per fare una incisione longitudinale diritta nel mezzo del collo. La lunghezza approssimativa di incisione cutanea è 1,5-2 cm, allo scopo di isolare una porzione 1,5-2 cm di arteria. La durata può variare dipende dallo scopo dello studio.
    2. Bluntly sezionare il tessuto connettivo dalla pelle. Tenere le punte pinze e fare attenzione a non forare la pelle o il tessuto sottostante.
    3. Sezionare strati muscolari longitudinalmente along lato sinistro della trachea.
    4. Quando si apre lo strato muscolare, visualizzare il CCA sinistra con il nervo vago strettamente collegato. Senza mezzi termini sezionare lungo l'arteria carotide sinistra con estrema cautela per separare il nervo vago con il minimo di stretching.
    5. Sezionare CCA distalmente fino alla biforcazione. Sezionare con cura la biforcazione e due rami - arteria carotide interna (ICA) e carotide esterna (ECA).
    6. Mantenere dissezione attorno al CCA, fino a circa una porzione di 1,5-2 cm dell'arteria è isolato dai tessuti circostanti.
  3. Lesioni Balloon
    1. Definitivamente fare una legatura sul ECA a di circa 5 mm dalla biforcazione. Definitivamente legare il ramo occipitale ECA che è vicino alla biforcazione di ECA e ICA. Anche legare stabilmente altri rami eventuali localizzare fra la biforcazione e ECA legature - per esempio, il ramo superiore della tiroide. Sutura che utilizzato per tutte le legature è 4-0 neroseta. Clip sull'estremità prossimale del CCA e l'estremità distale della ICA.
      NOTA: Ora, il flusso di sangue è stato interrotto in modo permanente attraverso la legatura (a ECA) o temporaneamente attraverso la saturazione (in CCA e ICA). Contenuto luminale nell'area biforcazione sono stati isolati dalla circolazione sistemica.
    2. Praticare un'incisione arteriotomia su ECA da piccola-micro forbici. Assicurarsi che l'incisione è vicino alla sutura nodo distale. Sangue pulito con soluzione salina e tamponi di cotone.
    3. Inserire il uninflated catetere a palloncino 2F nel lume ECA. Far avanzare il catetere a palloncino prossimale al lume CCA. Mantenere avanzare il catetere prossimale fino alla sua punta raggiunge in cui la clip rimane.
    4. Collegare il dispositivo di gonfiaggio del palloncino di un luer lock femmina su un rubinetto a 3 vie e collegare il luer lock maschio del rubinetto a 3 vie al catetere a palloncino.
    5. Lentamente gonfiare il palloncino con circa 1,5 atm di pressione, per distendere la carotide a 1,5 volte il diametro.
    6. Tirare delicatamente il palloncino rotazione indietro alla biforcazione.
    7. Sgonfiare il palloncino e passare di nuovo alla fine prossimale. Gonfiare di nuovo e ripetere la procedura tirando-back altre due volte.
    8. Ritirare il catetere a palloncino dal lume dell'arteria.
  4. Amministrazione endoluminale di reagenti (ad esempio, siRNA, droga)
    NOTA: Qui, il reagente utilizzato era una soluzione contenente particelle lentivirali codificanti sia shRNA mira stromali Interaction Molecule 1 (STIM1) o non-targeting di controllo shRNA. STIM1 è un singolo transmembrana reticolo endoplasmatico (ER) proteina che è un 2 + sensore ER Ca controllare l'attivazione di membrana plasmatica Ca 2+ canali ed è up-regolata durante vascolare dedifferentiation muscolatura liscia in un fenotipo migratorio proliferativa 12,30-33.
    1. Attaccare un catetere intravascolare over-the-ago di una siringa (24 G 1,6 cm). Aspirare soluzione 30 ml di REAG testEnt. Inserire il catetere nella stessa incisione sulla ECA.
    2. Far avanzare la punta del catetere nel CCA e legare un pezzo di sutura con un singolo nodo sulla Corte dei conti per fissare il catetere e chiudere temporaneamente l'incisione.
    3. Iniettare la soluzione del reagente di prova nel lume del CCA. Conservare la soluzione nel lume del vaso per 30 min. Tenere il tessuto esposto umido con soluzione salina e coprire con una garza umida.
    4. Dopo l'incubazione, aspirare la soluzione rimanente. Allentare quel singolo nodo e ritirare il catetere.
    5. Legare l'ECA con un pezzo di sutura prossimale all'incisione arteriotomia. Rendere il nodo più vicino possibile alla biforcazione.
  5. Chiudere la ferita.
    1. Poiché il pregiudizio a palloncino e l'introduzione del catetere può causare una perdita o puntura del vaso sanguigno, rimuovere la clip sul ICA e verificare se ci sono perdite. Se l'emorragia si osserva, applicare un pezzo di garza e applicare una leggera pressione per fermare l'emorragia.
    2. Rimuoverel'altra clip su CCA.
    3. Assicurarsi che non ci sono segni di sanguinamento, e quindi rimuovere tutti i morsetti e altri strumenti chirurgici. Tagliare suture in eccesso.
    4. Chiudi ferite con suture cutanee (4-0 seta nera). Tampone su tutti i lati della ferita chiusa con la Povidon-iodio o altri anti-settico / battericida / fungicida agente. Iniettare 3 ml di soluzione fisiologica sterile sc

3. Procedure postoperatorie

  1. Tenere rat sul rilievo di calore dopo l'intervento chirurgico. Somministrare una dose di 0,05 mg / kg buprenorfina tramite iniezione intramuscolare (im) al ratto. Durante la procedura di ripristino, tenere gli occhi e la bocca animali umida. Monitorare l'animale fino a quando è sveglio e ambulatoriale.
  2. Posto l'animale in una gabbia pulita senza biancheria da letto finché non è completamente recuperato. Dopo il recupero, l'animale verrà restituito alla stanza degli animali e ospitato singolarmente.

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Risultati

Due settimane dopo la lesione, le arterie carotidi sono raccolte, sezionati e sottoposti ad analisi morfologica. Le arterie sono sezionata e colorate con H & E (figure 1, 2B, C e 3). Rat parete carotidea contiene quattro strati di lamina elastica, che appaiono come linee rosa. L'area tra la lamina esterna, lamina elastica esterna (EEL) e la lamina interna, lamina elastica interna (IEL) è il supporto liscio strato muscolare (Figura 1). L'area all'interno della IEL è l'intima, un mono...

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Discussione

Il ratto infortunio carotide balloon è stata ben descritta da Tulis nel 2007 34. E 'stato completamente discusso tutti i dettagli di questa procedura Dr. Tulis. I lettori che sono interessati a questa procedura, si consiglia vivamente di leggere il protocollo Tulis '. Tuttavia, c'è una cosa che non siamo d'accordo con il dottor Tulis: invece di gonfiare il palloncino con soluzione salina o qualsiasi tipo di liquido, abbiamo suggerito a gonfiare con l'aria. Secondo la nostra esperienza personale, gonfiando con ...

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Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti.

Ringraziamenti

Siamo grati al Dr. Clowes per aver sviluppato e descritto per primo questo metodo. Siamo anche grati al Dr. Tulis per il suo protocollo dettagliato che è stato fondamentalmente utile per il nostro lavoro precedente, attuale e futuro. Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni R01HL097111 e R01HL123364 dal NIH a M.T. e dalla sovvenzione 14GRNT18880008 dell'American Heart Association a M.T.

Vorremmo ringraziare Rachel Newton per il suo supporto tecnico esperto e per il suo prezioso aiuto durante il processo di ripresa.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Cateteri per embolectomia a palloncino Fogarty, 2 francesiEdwards Lifesciences, Germania 120602F
Scheda operativa Deltaphase - Include 2 cuscinetti e 2 isolanti BraintreeScientific, Inc.39OP
Fisher Scientific12-563-501 
Pinza per zanzare Hartmann 4" curvoApiary Medical, Inc. San Diego, CAgS 22.1670
Divaricatore Crile 4" a doppia estremitàApiary Medical, Inc.gS 34.1934
Altri strumenti chirurgiciRoboz Surgical Instrument Company, Inc., Gaithersburg, MD
Endovena periferica (I.V.) Cannula, 24 GBD381312
Ketamina HCl, 100 mg/ml, 10 mlKetaset- Patterson Vet07-803-6637 
Xilazina (AnaSed), 20 mg/ml, 20 mlKetaset- Patterson Vet07-808-1947
Buprenex, 0,3 mg/1 ml (5 fiale/scatola)Ketaset- Patterson Vet07-850-2280
Nair Baby Oil Lozione depilatoria - 9 ozAmazon/Walmart/CVSN/A
Dispositivo di gonfiaggioDemax MedicalDID30
D300 Rubinetto a 3 vieB.Braun Medical Inc.
Unguento per lacrime artificiali Laboratori di rugby, Duluth, GAN/A
fonte di luce LED 4599543

Riferimenti

  1. Landzberg, B. R., Frishman, W. H., Lerrick, K. Pathophysiology and pharmacological approaches for prevention of coronary artery restenosis following coronary artery balloon angioplasty and related procedures. Progress in Cardiovascular Diseases. 39, 361-398 (1997).
  2. Muller, D. W., Ellis, S. G., Topol, E. J. Experimental models of coronary artery restenosis. J. Am. Coll. Cardiol. 19, 418-432 (1992).
  3. Clowes, A. W., Reidy, M. A., Clowes, M. M. Kinetics of cellular proliferation after arterial injury. I. Smooth muscle growth in the absence of endothelium. Laboratory Investigation: A Journal of Technical Methods and Pathology. 49, 327-333 (1983).
  4. Clowes, A. W., Reidy, M. A., Clowes, M. M. Mechanisms of stenosis after arterial injury. Laboratory Investigation: A Journal of Technical Methods and Pathology. 49, 208-215 (1983).
  5. Clowes, A. W., Clowes, M. M. Kinetics of cellular proliferation after arterial injury. IV. Heparin inhibits rat smooth muscle mitogenesis and migration. Circulation Research. 58, 839-845 (1986).
  6. Li, G., Chen, S. J., Oparil, S., Chen, Y. F., Thompson, J. A. Direct in vivo evidence demonstrating neointimal migration of adventitial fibroblasts after balloon injury of rat carotid arteries. Circulation. 101, 1362-1365 (2000).
  7. Kiechl, S., Willeit, J. The natural course of atherosclerosis. Part II: vascular remodeling. Bruneck Study Group. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 19, 1491-1498 (1999).
  8. Yamamoto, S., et al. Derivation of rat embryonic stem cells and generation of protease-activated receptor-2 knockout rats. Transgenic Research. 21, 743-755 (2012).
  9. Intengan, H. D., Schiffrin, E. L. Vascular remodeling in hypertension: roles of apoptosis, inflammation, and fibrosis. Hypertension. 38, 581-587 (2001).
  10. Meng, H., et al. Complex hemodynamics at the apex of an arterial bifurcation induces vascular remodeling resembling cerebral aneurysm initiation. Stroke. 38, 1924-1931 (2007).
  11. Sun, C. K., Shao, P. L., Wang, C. J., Yip, H. K. Study of vascular injuries using endothelial denudation model and the therapeutic application of shock wave: a review. American Journal of Rranslational Research. 3, 259-268 (2011).
  12. Zhang, W., et al. Orai1-mediated I (CRAC) is essential for neointima formation after vascular injury. Circulation Research. 109, 534-542 (2011).
  13. Ollinger, R., et al. Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation. Circulation. 112, 1030-1039 (2005).
  14. Levitzki, A. PDGF receptor kinase inhibitors for the treatment of restenosis. Cardiovascular Research. 65, 581-586 (2005).
  15. Asahara, T., et al. Local delivery of vascular endothelial growth factor accelerates reendothelialization and attenuates intimal hyperplasia in balloon-injured rat carotid artery. Circulation. 91, 2793-2801 (1995).
  16. Lee, K. M., et al. Alpha-lipoic acid inhibits fractalkine expression and prevents neointimal hyperplasia after balloon injury in rat carotid artery. Atherosclerosis. 189, 106-114 (2006).
  17. Ji, R., et al. MicroRNA expression signature and antisense-mediated depletion reveal an essential role of MicroRNA in vascular neointimal lesion formation. Circulation Research. 100, 1579-1588 (2007).
  18. Merlet, E., et al. miR-424/322 regulates vascular smooth muscle cell phenotype and neointimal formation in the rat. Cardiovascular Research. 98, 458-468 (2013).
  19. Huang, J., Niu, X. L., Pippen, A. M., Annex, B. H., Kontos, C. D. Adenovirus-mediated intraarterial delivery of PTEN inhibits neointimal hyperplasia. Arteriosclerosis, Thrombosis, And Vascular Biology. 25, 354-358 (2005).
  20. Gonzalez-Cobos, J. C., et al. Store-independent Orai1/3 channels activated by intracrine leukotriene C4: role in neointimal hyperplasia. Circulation Research. 112, 1013-1025 (2013).
  21. Guzman, L. A., et al. Local intraluminal infusion of biodegradable polymeric nanoparticles. A novel approach for prolonged drug delivery after balloon angioplasty. Circulation. 94, 1441-1448 (1996).
  22. Lipke, E. A., West, J. L. Localized delivery of nitric oxide from hydrogels inhibits neointima formation in a rat carotid balloon injury model. Acta Biomaterialia. 1, 597-606 (2005).
  23. Osterrieder, W., et al. Role of angiotensin II in injury-induced neointima formation in rats. Hypertension. 18, II60-II64 (1991).
  24. Powell, J. S., et al. Inhibitors of angiotensin-converting enzyme prevent myointimal proliferation after vascular injury. Science. 245, 186-188 (1989).
  25. Does the new angiotensin converting enzyme inhibitor cilazapril prevent restenosis after percutaneous transluminal coronary angioplasty? Results of the MERCATOR study: a multicenter, randomized, double-blind placebo-controlled trial. Multicenter European Research Trial with Cilazapril after Angioplasty to Prevent Transluminal Coronary Obstruction and Restenosis (MERCATOR) Study Group. Circulation. 86, 100-110 (1992).
  26. Faxon, D. P. Effect of high dose angiotensin-converting enzyme inhibition on restenosis: final results of the MARCATOR Study, a multicenter, double-blind, placebo-controlled trial of cilazapril. The Multicenter American Research Trial With Cilazapril After Angioplasty to Prevent Transluminal Coronary Obstruction and Restenosis (MARCATOR) Study Group. J Am Coll Cardiol. 25, 362-369 (1995).
  27. Geurts, A. M., et al. Knockout rats via embryo microinjection of zinc-finger nucleases. Science. 325, 433(2009).
  28. Tesson, L., et al. Knockout rats generated by embryo microinjection of TALENs. Nature Biotechnology. 29, 695-696 (2011).
  29. Li, D., et al. Heritable gene targeting in the mouse and rat using a CRISPR-Cas system. Nature Biotechnology. 31, 681-683 (2013).
  30. Potier, M., et al. Evidence for STIM1- and Orai1-dependent store-operated calcium influx through ICRAC in vascular smooth muscle cells: role in proliferation and migration. FASEB Journal : Official Publication Of The Federation Of American Societies For Experimental Biology. 23, 2425-2437 (2009).
  31. Aubart, F. C., et al. RNA interference targeting STIM1 suppresses vascular smooth muscle cell proliferation and neointima formation in the rat. Molecular Therapy. The Journal Of The American Society Of Gene Therapy. 17, 455-462 (2009).
  32. Berra-Romani, R., Mazzocco-Spezzia, A., Pulina, M. V., Golovina, V. A. Ca2+ handling is altered when arterial myocytes progress from a contractile to a proliferative phenotype in culture. American journal of physiology. Cell Physiology. 295, C779-C790 (2008).
  33. Bisaillon, J. M., et al. Essential role for STIM1/Orai1-mediated calcium influx in PDGF-induced smooth muscle migration. American journal of physiology. Cell Physiology. 298, C993-C1005 (2010).
  34. Tulis, D. A. Rat carotid artery balloon injury model. Methods In Molecular Medicine. 139, 1-30 (2007).
  35. Zhang, W., Trebak, M. Balloon Injury in Rats as a Model for Studying TRP Channel Contribution to Vascular Smooth Muscle Remodeling. T TRP Channels in Drug DiscoveryMethods in Pharmacology and Toxicology. Szallasi, A., Bíró, T. , Humana Press. 101-111 (2012).
  36. Tulis, D. A. Histological and morphometric analyses for rat carotid balloon injury model). Methods In Molecular Medicine. 139, 31-66 (2007).
  37. Advanced Sterilization Products. How to use Cidex OPA solution. , Available at: http://www.hopkinsmedicine.org/hse/forms/cidexopa/OPAHowToUse.pdf (2014).

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