Method Article

Utilizzo sinergico delle cellule neurali e precursori peptidi autoassemblanti in Sperimentale Cervical Spinal Cord Injury

DOI:

10.3791/52105

⸱

February 23rd, 2015

 ,  ,  ,  , 
1Department of Genetics and Development, Toronto Western Research Institute and Spinal Program, University Health Network, Krembil Neuroscience Centre, 2Department of Surgery, University of Toronto, 3Institute of Medical Sciences, University of Toronto

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Il trattamento della lesione del midollo spinale cervicale sia con peptidi autoassemblanti (SAP) che con cellule precursori neurali (NPC), insieme a fattori di crescita, è un approccio promettente per promuovere la rigenerazione e il recupero. Viene stabilito un modello di ratto con clip per contusione/aneurisma da compressione di lesione spinale cervicale e un trattamento combinato che prevede l'iniezione di SAP e il trapianto di NPC.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lesioni del midollo spinale (SCI) causano gravi danni neurologici e conseguenze psicologiche, economiche e sociali per i pazienti e le loro famiglie. Clinicamente, più del 50% del SCI influisce sulla colonna cervicale 1. Come conseguenza della lesione primaria, una cascata di meccanismi secondari tra cui l'infiammazione, apoptosi, e demielinizzazione si verificano infine porta alla cicatrizzazione dei tessuti e sviluppo di cavità intramidollari 2,3. Entrambi rappresentano barriere fisiche e chimiche per il trapianto di cellule, l'integrazione, e la rigenerazione. Pertanto, plasmare l'ambiente inibitorio e bridging cavità per creare un ambiente favorevole per il trapianto di cellule e la rigenerazione è un promettente target terapeutico 4. Qui, un modello contusione / compressione cervicale SCI utilizzando una clip da aneurisma è descritto. Questo modello è più clinicamente rilevante rispetto ad altri modelli sperimentali, poiché transezione completa o rotture del cavo sono rare. Anche in CONFRONTOn al modello carico di caduta, quali in particolare i danni colonne dorso, la compressione circonferenziale del midollo spinale appare vantaggiosa. Clip forza di chiusura e la durata possono essere regolati per ottenere diverse gravità infortuni. Una molla anello facilita calibrazione precisa e costanza della clip di forza. In condizioni fisiologiche, peptidi autoassemblanti sintetici (SAP) di auto-assemblarsi in nanofibre e, quindi, sono attraenti per l'applicazione in SCI 5. Possono essere iniettato direttamente nella lesione minimizzare danneggiamento del cavo. SAP sono strutture biocompatibili erigere ponteggi per colmare le cavità intramidollari e quindi, dotare il cavo danneggiato per i trattamenti rigenerativi. K2 (QL) 6K2 (QL6) è un romanzo SAP introdotto da Dong et a l. 6 In confronto ad altri peptidi, QL6 auto-assembla in β-sheets a pH neutro 6 0,14 giorni dopo SCI, dopo la fase acuta, SAP vengono iniettati nel centro della lesione e cellule precursori neurali (NPC) sono InjeCTED in colonne dorsali adiacenti. Al fine di sostenere la sopravvivenza delle cellule, il trapianto è combinato con la somministrazione continua subdurale di fattori di crescita da parte di micro pompe osmotiche per 7 giorni.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Più del 50% delle lesioni del midollo spinale sono legati alla colonna cervicale. Nella clinica impostazione due principali meccanismi patofisiologici sono descritti: il primo contusione del midollo spinale e successivamente, la compressione continua causata da fratture ossee, emorragie o gonfiore tessuto.

Le clip da aneurisma contusione modello / compressione imita entrambi i meccanismi fisiopatologici: scattare la clip produce una contusione e la durata del ritaglio rappresenta la componente di compressione, ammettendo che la compressione in ambito clinico causate da fratture ossee, emorragie o gonfiore dei tessuti ultima più significativa più a lungo. La clip da aneurisma utilizzato viene modificato da una molla ad anello che garantisce esatte e riproducibili forza clipping. Soprattutto in confronto al emi-resezione o il modello contusione, questa clip aneurisma modello imita migliori ambienti clinici. Mentre i pazienti con lesioni toraciche soffrono di paraplegia, la maggior parte dei pazienti con inj cervicaleuries sono tetraplegico e completamente dipendente. La struttura anatomica del midollo cervicale, tuttavia, mostra differenze significative rispetto alla toracica o lombare della colonna vertebrale, e quindi, è rivolto in particolare in questo protocollo.

Lo sviluppo di cavità intramidollari e cicatrici di tessuto sono ostacoli per il recupero e la rigenerazione. Per superare questi ostacoli l'uso di materiale scaffold è un approccio promettente. Peptidi autoassemblanti possono essere iniettati direttamente nel epicentro della lesione. Ci si riuniscono in scaffolds nano-fibre ponte della cavità e migliorare l'ambiente inibitorio, riducendo l'infiammazione e spaventare i tessuti. Mentre i materiali rigidi provocano danni considerevoli del midollo spinale durante l'impianto, i peptidi fluidi possono essere iniettati in modo sicuro e senza gravi danni aggiuntivi.

Migliorare l'ambiente inibitorio con peptidi autoassemblanti prima del trapianto di cellule staminali, quindi, sostenere cella integrazione, differenziazione e, infine, il recupero funzionale, dopo una lesione del midollo spinale cervicale.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

NOTA: La seguente protocollo sperimentale è stato approvato dal comitato cura degli animali della University Health Network (Toronto, Canada), ed è in conformità con le politiche stabilite nella guida per la cura e l'uso di animali da esperimento preparata dal Consiglio canadese della cura degli animali .

1. cervicale Contusione Aneurysm Clip / compressione Modello

  1. Prima di strumenti autoclave chirurgia e mantenere condizioni di sterilità durante tutta la procedura surgcial mettendo gli strumenti in un bagno di alcool al 70%.
  2. Anestetizzare ratti Wistar (250-270 g) con una combinazione di ossigeno (O 2), protossido di azoto (N 2 O) (1: 1), e 1,8-2,2% isoflurano e sostenere la respirazione spontanea mediante una maschera di anestesia gas. Per l'induzione dell'anestesia iniziare con 5% isoflurano per 1 minuto e ridurre in seguito. Prima di iniziare l'intervento chirurgico, il controllo di profondità dell'anestesia, dando uno stimolo doloroso (ad es. Le zampe). Applicare pomate grassenegli occhi per evitare secchezza e per prevenire le infezioni successive.
  3. Mettere i ratti su un cuscino di riscaldamento (37 ° C) e fissare la testa in un telaio stereotassico.
  4. Radere la regione chirurgica attorno alla colonna vertebrale cervicale e disinfettare con povidone iodio e il 70% di alcol.
  5. Eseguire un'incisione mediana sopra la spina dorsale della vertebra cervicale (C2), raggiungendo al processus spicco della toracico vertebrale corpo 2 (T2).
  6. Tagliare lo strato esterno dei muscoli vertebrali direttamente sulla linea mediana (per evitare sanguinamenti) in direzione cranio-caudale e ulteriormente sezionare gli strati muscolari più profondi senza mezzi termini, fino a raggiungere il spinosus processus e le lamine. Inserisci divaricatori.
  7. Orientare il processus spinosus spicco del corpo vertebra T2 ad osservare i livelli previsti per laminectomia. Dopo l'identificazione e la micro-chirurgica la preparazione delle lamine selezionato, tagliare il flavae ligamenti per allentare le lamine e la spinosus processus. Infine, cut attraverso le lamine laterali con un Clipper ossea al midollo spinale e rimuovere quelli delicatamente, evitando la compressione del midollo spinale stesso.
    NOTA: I più comuni sono i livelli C5 / 6, C6 / 7, o C7 / T1. Il tasso di mortalità perioperatoria aumenta il più rostrale il livello di pregiudizio. Sanguinamento dal seno venoso paravertebrale è comune e può essere affrontato da compressione attento con la spugna.
  8. Prima di inserire il clip per traumatizzare il cavo, identificare emergenti radici nervose per risparmiare loro di clipping (soprattutto a livello C5 / 6).
  9. Per garantire la clip un'induzione, allentare la dura ventrale dal lato dorsale dei corpi vertebrali con un gancio e preparare un corridoio per la clip.
  10. Infine, inserire la clip aperta e farlo scattare chiuso (chiusura rapida) per ottenere un infortunio contusione. Clip forza di chiusura e la durata della chiusura a clip determinano l'intensità del trauma e l'entità della compressione. Comunemente utilizzati sono forze di clip di tra 15-35 g ed un clipping durata es 1 min. (Figura 1).
  11. Dopo la rimozione della clip, adattare muscoli in 2 strati e chiudere la ferita.
  12. Smettere di anestesia e lasciare che il risveglio degli animali sotto la vostra osservazione continua fino a quando non riprende conoscenza sufficiente decubito sternale. Infine, mettere il topo in una singola gabbia e seguire le linee guida di trattamento post-operatorio.
  13. Poiché gli animali lottano con la gravità di questo tipo di lesioni, è necessario prestare particolare attenzione ai trattamenti post-operatori:
    1. Somministrare antidolorifici (buprenorfina e Meloxicam per 3 giorni e 5 giorni, rispettivamente e in base ai sintomi clinici).
    2. Dare ulteriore sottocutanea soluzione salina per 3 giorni (2 volte al giorno, 5-10 millilitri (ml)).
    3. Fornire antibiotici nell'acqua potabile 2 giorni prima e entro 7 giorni dopo l'intervento chirurgico (es moxifloxacina)
    4. Premere la vescica urinaria 2-3 volte al giorno fino al recupero della funzione della vescica è costantely apparente.
    5. Osservare deficit neurologici e condizioni fisiologiche degli animali operati, almeno una volta al giorno.

2. Iniezione SAP e NPC (14 giorni dopo la lesione)

  1. Indurre l'anestesia come descritto in 1.1. a 1,3, fissare la testa del topo in un telaio stereotassico, togliere i punti o clip ferita, e disinfettare la ferita e la zona chirurgica con povidone iodio e 70% di alcol.
  2. Sezionare con cura i muscoli paravertebrali, inserire divaricatori, rimuovere il tessuto cicatriziale microscopicamente dalla dura, e ri-esporre il sito della lesione.
  3. Preparare PAS in una concentrazione di 1% (w / v) effettuare un gel matrice extracellulare. SAP QL6 hanno un pH fisiologicamente compatibili e non devono essere tamponato prima dell'iniezione. Per la visualizzazione dei SAP nel midollo spinale, usare un derivato fluorescente QL6 (QL6-FITC).
  4. Iniettare SAP (5 microlitri (microlitri) al centro della lesione, distribuito in 2 porzioni, ciascuna2.5 bilaterali microlitri della linea mediana. Utilizzare una siringa Hamilton collegata al telaio stereotassico con un bicchiere micro capillare (100 micrometri (micron) di diametro esterno (OD)). Aprire la dura accuratamente con la punta di un ago appuntito, e inserire il capillare di vetro stereotactically 2 millimetri (mm) nel midollo spinale traumatizzato.
  5. Dopo l'iniezione 1/3 del volume, rimuovere l'ago alla profondità 1,5 mm e dopo altri 1/3 a 1 mm. Dopo l'iniezione dell'intero volume, e prima della rimozione della siringa, attendere 5 minuti per stabilizzare la formazione di gel.
  6. Per generare NPC, utilizzare topi adulti DsRed (o YFP topi positivi, verdi) e isolare e coltivare dalla zona paraventrical 4,18,21.
  7. Valutare la vitalità di NPC di Trypan Blue colorazione che indicano la presenza di cellule vive ~ 90% nella sospensione cellulare. Diluire le cellule nel terreno di crescita (50 x 103 cellule vive / ml) e poi li usano per il trapianto di cellule.
  8. Fare quattro 2 ml (8 microlitri vo totalelume, contenente 4 x 10 5 NPC) iniezioni intraspinali bilaterale a 2 mm rostrale e caudale del luogo di ferita. Dopo l'apertura della dura, inserire il vetro micro capillare Hamilton 1,5 millimetri sotto la superficie dorsale del midollo spinale e iniettare 2 ml di sospensione cellulare. Scegliere una velocità di iniezione a circa 0,5 ml / min (min).
  9. Alla fine di ogni iniezione e prima della rimozione del capillare fuori del cavo, attendere almeno 1 min permettendo tessuto estende per accogliere il nuovo volume cellulare. (Figura 2)

3. L'impianto di subdurale pompe per la crescita Application Factor

  1. Al fine di arricchire il liquido cerebro-spinale (CSF) con fattori di crescita sostenendo la sopravvivenza cellulare, utilizzare pompe micro-osmotica diluitivi fattori di crescita sub-durally tutto 7-14 giorni, con un tasso di diluizione di 0,5 microlitri / hr, un diametro del catetere di 0,04 OD cm, e un volume serbatoio di 100 microlitri.
  2. Scegli fattori di crescita preferiti(Ad esempio, il cervello derivato fattore di crescita (BDGF), fattore di crescita epidermico (EGF), fattore di crescita dei fibroblasti (FGF)), riempire le pompe 6-10 ore prima dell'impianto, e equilibrare le pompe in un bagno d'acqua a 37 ° C.
  3. Subito dopo iniezioni NPC, preparare un incavo sottocutaneo per posizionare la pompa. Località preferiti sono i fianchi laterali della regione addominale thoraco- evitando grande fastidio locale causati dalla pompa stessa.
  4. Per ottenere la più alta concentrazione di fattori di crescita, assicurarsi che la punta aperta del catetere finisce vicino al luogo della lesione. Pertanto, eseguire un salto-laminectomia del livello superiore o inferiore adiacente. Ad esempio, se il SCI è a C7 / T1, eseguire una piccola laminectomia C5.
  5. Mettere la pompa nella cavità sottocutaneo, abbreviare il catetere alla lunghezza necessaria, e fissarlo con diversi punti di sutura (6.0) sui muscoli paravertebrali evitando qualsiasi movimento lussazione associata.
  6. Dopo l'apertura della dura (per esempio, in C5) con la punta affilatadi un ago, introdurre il catetere nello spazio subdurale e farlo scivolare in una direzione caudale senza alcuna resistenza e senza danneggiare il cavo. La lamina saltato di esempio C6 serve come punto supplementare di fissazione e la stabilizzazione del catetere.
  7. Assicurarsi che il catetere senza intoppi e non si piega.
  8. Chiudi muscoli di strato, e la pelle, con suture o clip. (Figura 3)
  9. Smettere di anestesia e lasciare che il risveglio degli animali sotto la vostra osservazione continua fino a quando non riprende conoscenza sufficiente decubito sternale. Infine, riporli in una singola gabbia e seguire le linee guida di trattamento post-operatorio.
  10. Fornire un trattamento speciale post-operatorio, anche se, gli animali potrebbero aver recuperato in parte in questo momento-point:
    1. Somministrare antidolorifici (Buprenorthine e Meloxicam per 3 giorni e 5 giorni, rispettivamente e in base ai sintomi clinici).
    2. Fornire antibiotici in bottiglie d'acqua fino a 2 giorni prima7 giorni dopo l'intervento chirurgico (es moxifloxacina).
    3. Continuare comprimendo la vescica urinaria, se ancora necessario.
    4. Dare fluidi sottocutanei aggiuntive, se i topi appaiono disidratati.
    5. Mantenere osservando la funzione neurologica e condizioni fisiologiche degli animali operati almeno una volta al giorno.
    6. Somministrare trattamento immunosoppressione 2 giorni prima dell'iniezione NPC e entro 7 giorni dopo transplanation (minociclina) e fino al sacrificio (Sandimmune), rispettivamente.

4. Tissue Assessment

  1. Sacrifica animali alla fine del periodo di osservazione (ad es. 4 settimane dopo SCI) in anestesia profonda (5% isoflurano per 2-3 min) e li transcardially profumato con 50 ml freddo (4 ° C) seguito da soluzione fisiologica 150 ml freddo 4 % paraformaldeide in 0,1 M tampone fosfato salino (PBS).
  2. Rimuovere il midollo spinale e metterlo in 4% paraformaldeide in 0,1 M tampone fosfato salino (PBS) per 24 ore.
  3. Mettere midollo spinale in soluzione di saccarosio al 25% per crioprotezione per 48 ore.
  4. Fornire criosezioni longitudinali con spessore <30 micron.
  5. Per la colorazione immunoistochimica di tutti i cellulari-nuclei fornire un uso di sfondo DAPI (1: 1.000). DsRed NPC positivi appaiono di colore rosso, QL-6 FITC appare verde, e sia quindi non ha bisogno di essere tinto appositamente. (Figura 4).
  6. Per la microscopia elettronica a scansione (SEM) lasciano i campioni in ammollo in glutaraldeide a 4 ° C per 2 ore, disidratano lentamente in 10 passi% di incremento di etanolo per 5 minuti e metterli in un liquido in pressione di CO 2 sifone per 1 ora. Ponteggi cappotto con oro utilizzando una verniciatura polverizzazione. Prendete le immagini con un microscopio elettronico a scansione Hitachi S-3400N. (Figura 5)

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Quando si esegue il procedimento sopra descritto, si otterrà un ponteggio SAP colmare la cavità e offrendo un miglioramento dell'ambiente inibitorio, meno spaventare tessuti e l'aumento di sopravvivenza NPC. Figura 4 mostra una sezione longitudinale di un ratto midollo spinale ottenuto al luogo di ferita sei settimane dopo SCI e 4 settimane dopo QL6 SAP iniezione e NPC trapianto. Peptidi QL6 sono state iniettate con successo nel cavo, aggregato nell'epicentro e diffusi rostro-caudale nella penombra. Mic...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo protocollo è stato sviluppato per consentire al lettore di eseguire un modello di lesione cervicale nei ratti e di utilizzare un approccio di trattamento combinato con SAP e NPC favore di un migliore recupero dopo cervicale SCI.

Soprattutto in confronto ad altri modelli traumi cervicali, come il (emi) -transection modello o modelli di peso goccia e concussione, il modello / compressione clip di contusione rappresenta sia principali meccanismi fisiopatologici traumi - contusione e per ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Covidien ha fornito il SAP QL6 per questo studio.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Vorremmo riconoscere il sostegno finanziario per questo lavoro dal Canadian Institutes of Health Research (CIHR), Family Foundation Krembil, il Halbert cattedra di riparazione Neural and Regeneration, Phillip e Peggy DeZwirek, e Gordon Yao per il contributo alla Figura 2 . Klaus Zweckberger è stato finanziato da una sovvenzione della "Deutsche Forschungsgesellschaft" (DFG).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

figure-materials-1 Alzet micropompa osmotica 1007D

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Clip aneurismaticaSharpTech
Microscopio operatorioLeica
Micro sistema di iniezioneWorld Precision Instruments, Inc.
Strumento stereotassico per piccoli animaliDavid Kopf Instruments
Siringa HamiltonAzienda
subdurali
Strumento chirurgico Strumenti perle scienze
Isoflurano USPPharmaceutical Partners of Canada Inc.
Iniezione di cloruro di sodio allo 0,9% USPBaxter
7,5% iodio povidonePurdue Pharma
70% alcol isopropilico USPGreenField Ethanol Inc.
QL6 SAPCovidien
0,4% Tripano BluGibco
Fattore di Crescita Derivato dalle Piastrine (PDGF)Sigma
Fattore di Crescita Epidermico (EGF)Sigma
Fattore di Crescita dei Fibroblasti (FGF)Sigma
Hamilton Pompe

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sekhon, L. H., Fehlings, M. G. Epidemiology, demographics, and pathophysiology of acute spinal cord injury. Spine (Phila Pa 1976). 26, S2-S12 (2001).
  2. Fehlings, M. G., Tator, C. H., Linden, R. D. The relationships among the severity of spinal cord injury, motor and somatosensory evoked potentials and spinal cord blood flow). Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 74, 241-259 (1989).
  3. Thuret, S., Moon, L. D., Gage, F. H. Therapeutic interventions after spinal cord injury. Nat Rev Neurosci. 7, 628-643 (2006).
  4. Iwasaki, M., Wilcox, J. T., Nishimura, Y., Zweckberger, K., Suzuki, H., Wang, J., Liu, Y., Karadimas, S. K., Fehlings, M. G. Synergistic effects of self-assembling peptide and neural stem/progenitor cells to promote tissue repair and forelimb functional recovery in cervical spinal cord injury. Biomaterials. 35, 2617-2629 (2014).
  5. Holmes, T. C., de Lacalle, S., Su, X., Liu, G., Rich, A., Zhang, S. Extensive neurite outgrowth and active synapse formation on self-assembling peptide scaffolds. Proc Natl Acad Sci U S A. 97, 6728-6733 (2000).
  6. Dong, H., Paramonov, S. E., Aulisa, L., Bakota, E. L., Hartgerink, J. D. Self-assembly of multidomain peptides: balancing molecular frustration controls conformation and nanostructure. J Am Chem Soc. 129, 12468-12472 (2007).
  7. Rivlin, A. S., Tator, C. H. Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat. Surg Neurol. 10, 38-43 (1978).
  8. Poon, P. C., Gupta, D., Shoichet, M. S., Tator, C. H. Clip compression model is useful for thoracic spinal cord injuries: histologic and functional correlates. Spine (Phila Pa 1976). 32, 2853-2859 (2007).
  9. Fehlings, M. G., Tator, C. H. The relationships among the severity of spinal cord injury, residual neurological function, axon counts, and counts of retrogradely labeled neurons after experimental spinal cord injury. Exp Neurol. 132, 220-228 (1995).
  10. Joshi, M., Fehlings, M. G. Development and characterization of a novel, graded model of clip compressive spinal cord injury in the mouse: Part 2. Quantitative neuroanatomical assessment and analysis of the relationships between axonal tracts, residual tissue, and locomotor recovery. J Neurotrauma. 19, 191-203 (2002).
  11. Joshi, M., Fehlings, M. G. Development and characterization of a novel, graded model of clip compressive spinal cord injury in the mouse: Part 1. Clip design, behavioral outcomes, and histopathology. J Neurotrauma. 19, 175-190 (2002).
  12. Cigognini, D., Satta, A., Colleoni, B., Silva, D., Donegà, M., Antonini, S., Gelain, F. Evaluation of early and late effects into the acute spinal cord injury of an injectable functionalized self-assembling scaffolds. PLoS One. 6 (5), e19782(2011).
  13. Hou, T., Wu, T., Wang, L., Liu, Y., Li, M., Long, Z., Chen, H., Li, Y., Wang, Z. Cellular prostheses fabricated with motor neurons seeded in self-assembling peptides promotes partial functional recovery afters spinal cord injury in rats. Tissue eng Part A. 18 (9-10), (2012).
  14. Gelain, F., Cigognini, D., Caprini, A., Silva, D., Colleoni, B., Donegà, M., Antonini, S., Cohen, B. E., Vescovi, A. New bioactive motifs and their use in functionalized self-assembling peptides for NPC differentiation and neural tissue engineering. Nanoscale. 4 (9), 2946-2957 (2012).
  15. Liu, Y., Ye, H., Satkunendrarajah, K., Yao, G. S., Bayon, Y., Fehlings, M. G. A self-assembling peptide reduces glial scarring, attenuates post-traumatic inflammation and promotes neurological recovery following spinal cord injury. Acta Biomater. 9, 8075-8088 (2013).
  16. Rosner, J., Avalos, P., Axosta, F., Liu, J., Drazin, D. The potential for cell therapy combined with growth factors in spinal cord injury. Stem Cell Int. , 826754(2012).
  17. Lu, P., Wang, Y., Graham, L., McHale, K., Gao, M., Wu, D., Brock, J., Blesch, A., Rosenzweig, E. S., Havton, L. A., Zheng, B., Conner, J. M., Marsala, M., Tuszynsky, M. H. Long distance growth and connectivity of neural stem cells after severe spinal cord injury. Cell. 150, 1265-1273 (2012).
  18. Karimi-Abdolrezaee, S., Schut, D., Wang, J., Fehlings, M. G. Chondrioitinase and grwoth factors enhance activation and oligodendrocyte differentiation of endogenous neural precursor cells after spinal cord injury. PLoS One. 7 (5), e37589(2012).
  19. Awad, B. I., Carmody, M. A., Steinmetz, M. P. Potential role of growth factors in the management of spinal cord injury. World Neurosurg. (13), 1875-8750 (2013).
  20. Kojima, A., Tator, C. H. Intrathecal administration of epidermal growth factor and fibroblast growth factor 2 promotes ependymal proliferation and functional recovery after spinal cord injury in adult rats. J Neurotrauma. 19 (2), 223-238 (2002).
  21. Karimi-Abdolrezaee, S., Eftekharpour, E., Wang, J., Cindi, M. M., Fehlings, M. G. Delayed trasplantation of adult neural presursor cells promotes remyelination and functional neurological recovery after spinal cord injury. J Neurosci. 26 (13), 3377-3389 (2006).
  22. Burdick, J. A., Ward, M., Liang, E., Young, M. J., Langer, R. Stimulation of neurite outgrowth by neurotrophins delivered from degradable hydrogels. Biomaterials. 27, 452-459 (2006).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Cervical Spinal Cord InjuryNeural Precursor CellsSelf assembling PeptidesAneurysm Clip ModelSAP InjectionNPC TransplantationOsmotic Pump DeliveryFluorescence MicroscopyScanning Electron MicroscopyStereotaxic Frame

Related Articles