Articolo metodologico

Facial assotomia Nerve in topi: un modello per studiare motoneuroni risposta al danno

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DOI:

10.3791/52382

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23 febbraio 2015

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1Anatomy and Cell Biology, Indiana University School of Medicine, 2Research and Development Services, Richard L. Roudebush VA Medical Center, 3Department of Anatomy and Cell Biology, University of Illinois, Chicago

In questo articolo

Sommario

Presentiamo un protocollo chirurgico che descrive in dettaglio come eseguire un'assotomia di taglio o schiacciamento sul nervo facciale nel topo. L'assotomia del nervo facciale può essere impiegata per studiare la risposta fisiologica alla lesione nervosa e testare le tecniche terapeutiche.

Abstract

L'obiettivo di questo protocollo chirurgico è quello di esporre il nervo facciale, che innerva la muscolatura facciale, alla sua uscita dal forame stylomastoid e tagliate o schiacciarlo per indurre lesioni dei nervi periferici. I vantaggi di questo intervento sono la sua semplicità, alta riproducibilità, e la mancanza di effetto sulle funzioni vitali o di mobilità dal conseguente paralisi facciale, con il risultato di un risultato chirurgico relativamente mite rispetto ad altri modelli di lesioni nervose. Un importante vantaggio di utilizzare un modello di lesione del nervo cranico è che i motoneuroni risiedono in una popolazione relativamente omogenea nel nucleo motoria facciale nel ponte, semplificando lo studio dei corpi cellulari motoneuroni. A causa della natura simmetrica di innervazione del nervo facciale e la mancanza di diafonia tra i nuclei motori facciali, l'operazione può essere eseguita con il lato unilateralmente unaxotomized serve come controllo interno accoppiato. Una varietà di analisi può essere effettuata dopo l'intervento di asinis la risposta fisiologica, i cui dettagli sono oltre la portata di questo articolo. Ad esempio, il recupero della funzione muscolare può servire come marcatore comportamentale per reinnervation, o motoneuroni può essere quantificato per misurare la sopravvivenza cellulare. Inoltre, i motoneuroni possono essere catturati con precisione mediante microdissezione laser per l'analisi molecolare. Poiché il assotomia nervo facciale è minimamente invasiva e ben tollerato, può essere utilizzato in un'ampia varietà di topi geneticamente modificati. Inoltre, questo modello di intervento può essere utilizzato per analizzare l'efficacia dei trattamenti di lesioni dei nervi periferici. Lesione del nervo facciale fornisce un mezzo per indagare non solo i motoneuroni, ma anche le risposte del microambiente centrale e periferica gliali, il sistema immunitario, e bersaglio muscolatura. Il modello di lesione del nervo facciale è un modello di lesione dei nervi periferici ampiamente accettato che serve come un potente strumento per studiare lesioni nervose e rigenerazione.

Introduzione

Esistono molti modelli di lesione del nervo periferico, ma che si distingue per lo studio dei motoneuroni è il modello nervo assotomia facciale. Il nervo facciale, noto anche come VII nervo cranico, ha origine nel ponte e innerva i muscoli espressione facciale 1,2. In questo protocollo chirurgico, il nervo facciale è esposta alla sua uscita dal forame stylomastoid e tagliato o schiacciato. La gravità delle lesioni del nervo può essere classificato secondo le Sunderland 3 classificazioni, che differenzia il pregiudizio in base l'integrità del assoni, endoneurium, perineurio, e epinevrio, che sono strati di tessuto connettivo che in sequenza avvolgono i fasci degli assoni. Nella lesione da schiacciamento (assonotmesi), gli assoni sono interrotti, ma il perineurio e epinevrio sono conservati. Recupero funzionale completa da schiacciamento del nervo facciale si verifica in circa 11 giorni perché la guaina del nervo intatto funge da canale all'interno del quale gli assoni ricrescere 4,5. SulD'altra parte, nel pregiudizio taglio (neurotmesi), gli assoni e tutti i 3 strati di tessuto connettivo sono reciso, e l'intero nervo distale deve ricrescere per ripristinare muscolatura innervazione. Riconnessione chirurgica del epinevrio è spesso eseguita in pazienti umani con lesioni del nervo transection, tuttavia i risultati di recupero sono raramente ottimali. Sono necessarie ulteriori studi per capire il motivo per cui il coraggio non riesce a ricrescere al suo obiettivo e quali terapie possono essere impiegati per migliorare e accelerare il processo di rigenerazione.

Ci sono molti vantaggi a studiare lesioni nervose utilizzando il modello di nervo assotomia facciale. In primo luogo, la procedura di nervo assotomia facciale è veloce, facile e altamente riproducibile; e la paralisi risultante dei muscoli facciali non influisce funzioni vitali ed è ben tollerata dall'animale. Perché questo è un modello di lesione del nervo cranico, studiando i corpi cellulari dei motoneuroni è semplificata, poiché i motoneuroni risiedono in una popolazione relativamente omogenea in the nucleo motoria facciale nel ponte. La popolazione differisce in base al modello subnucleare all'interno del nucleo motoria facciale, in quanto vi sono sette subnuclei ogni specifico innervano uno specifico gruppo di muscoli, quindi le differenze subnucleari in risposta a assotomia può influire risultati 2,6,7.

Uno dei principali vantaggi del modello di lesione del nervo facciale è che il lato unaxotomized può servire come controllo interno accoppiato perché l'innervazione nervo è altamente simmetrica e non c'è alcuna interferenza tra i nuclei motori facciali 8. Un altro vantaggio di questo metodo chirurgico è la mancanza di un trauma diretto al sistema nervoso centrale o rottura della barriera emato-encefalica 9. Complicazioni, come eccessivo sanguinamento e le infezioni sono rare con questa procedura.

Una varietà di analisi può essere effettuata per valutare la risposta fisiologica al danno del nervo. Il recupero del riflesso corneale dell'occhio e attività whisker può essere utilizzato come comportamentalemisura di 10,11 funzionale recupero. Registrazione video di attività vibrisse è attualmente il metodo più efficace per individuare il recupero di innervazione del nervo facciale 12,13. Dopo eutanasia, analisi istologica del tronco cerebrale può essere eseguita sui corpi cellulari motoneuroni nel nucleo motore facciale. Il nucleo del motore del viso è suddiviso in sette subnuclei, ognuno specifico per certi muscoli facciali, che consente per l'esame differenziale delle risposte al danno 2,6. Motoneuroni facciali possono essere contati per quantificare la sopravvivenza delle cellule, o immunoistochimica possono essere utilizzati per identificare biomarcatori e specifiche popolazioni cellulari 14. Il nucleo del motore del viso può essere in paraffina precisione con cattura laser per l'analisi molecolare della risposta cellulare al danno del nervo 15,16. Impatti della assotomia nervo facciale possono essere analizzati nella corteccia motoria 17,18. Inoltre, il nervo può essere sezionato per studiare degenerazione walleriana 19 oassone rigenerazione 20, ed i muscoli possono essere rimosse per studiare giunzioni neuromuscolari 21. Il assotomia nervo facciale può anche essere usato per studiare gli allegati centrali e periferici cellule gliali 22, indirizzare muscolatura 21, e il sistema immunitario di risposta 23. Anche se molto è stato fatto nello studio del modello di assotomia nervo facciale 24, un ulteriore studio di lesioni dei nervi periferici è necessario perché danno del nervo è un problema significativo per i pazienti e trattamenti attuali non riescono a produrre risultati ottimali. Questo modello è un potente strumento per l'esame della risposta fisiologica di lesioni nervose e analizzare l'efficacia delle terapie di rigenerazione nervosa.

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Protocollo

Tutte le procedure eseguite sono approvati dalla Scuola di Medicina Istituzionale Animal Care and Use Committee Indiana University e seguono Istituto Nazionale di linee guida di salute.

1. Tecnica chirurgica

  1. Mantenere una tecnica asettica durante questa procedura utilizzando guanti sterili, strumenti, e un campo chirurgico sterile, secondo le linee guida NIH 25. Sterilizzare gli strumenti prima di iniziare l'intervento chirurgico da loro autoclave (vedi Tabella di reagenti specifici / Attrezzature per l'elenco completo). Utilizzare uno sterilizzatore perle di vetro per sterilizzare strumenti durante l'operazione.

2. Anestesia e preparazione

  1. Anestetizzare il mouse in una scatola anestesia con una miscela di 0,9 L / min ossigeno e 2,5% isoflurano utilizzando un sistema vaporizzatore isoflurano veterinaria. Assicurarsi che il mouse non risponde ai cambiamenti di posizione del corpo prima di rimuoverlo dalla scatola.
  2. Applicare una pomata oftalmica al mouGli occhi di SE per proteggerli dalla disidratazione.
  3. Passare il flusso di gas dalla casella a cono. Posizionare il mouse esattamente sul lato sinistro su un tappetino riscaldato coperto da un tappetino chirurgica e carta assorbente con panca il naso e la bocca all'interno del cono. Monitorare costantemente il ritmo del respiro del mouse e la velocità e regolare i livelli isoflurano come necessario (tra 2,5-3% isoflurano) per mantenere un adeguato livello di anestesia, e utilizzare la punta pizzico reflex per confermare sedazione totale.

3. Approccio chirurgico

  1. Allineare e mettere a fuoco lo stereoscopio con il campo operatorio. Regolare il cono e il nastro verso il basso in modo che sia posizionato lungo il bordo del campo visivo.
  2. Con il mouse sdraiato sul suo lato sinistro, il nastro il bordo dell'orecchio destro al cono, esponendo l'area dietro l'orecchio in cui verrà effettuata l'incisione. Assicurarsi che la vena auricolare posteriore percorre orizzontalmente l'orecchio. Si noti che il corretto posizionamento di tegli animali e taping dell'orecchio sono fondamentali al fine di trovare rapidamente il nervo facciale.
  3. Bagnare il pelo sopra e dietro l'orecchio con il 70% di etanolo e radere il sito chirurgico con una lama di rasoio o bisturi. Pre-bagnare il pelo rende la rasatura più facile in questa posizione anatomica.
  4. Pulire la pelle con una soluzione di iodio, come Betadine lavaggio chirurgico (7,5% povidone-iodio), seguito da 70% di etanolo. Ripetere questa pulizia due volte di più per disinfettare accuratamente la zona.
  5. Per determinare dove fare l'incisione, tracciare la vena auricolare posteriore dall'orecchio caudalmente alla zona posteriore alla protuberanza orecchio. Utilizzando forbici primavera, fare un 4 millimetri un'incisione 2 - 3 mm posteriormente alla protuberanza.
  6. Sezionare attraverso il grasso sottocutaneo e la fascia con smussa. Evitare il taglio diretto con le forbici, perché i vasi sanguigni o tessuto muscolare possono essere facilmente danneggiati.
  7. In caso di emorragia, applicare pressione al sito chirurgico con un tampone di cotone sterileper almeno 30 secondi. Se si verifica una significativa perdita di fluido, iniettare il mouse per via intraperitoneale con fino a 0,5 ml di soluzione salina sterile allo 0,9% utilizzando un ago G 25 o 27.
  8. Utilizzare diversi punti di riferimento chiave, il nervo accessorio spinale, canale uditivo, e anteriore del muscolo digastrico (descritto di seguito), per individuare il nervo facciale. Sezionare intorno a questi punti di riferimento fino a quando sono visualizzati i rami del nervo facciale. Il nervo apparirà come una significativa struttura di solido bianco quando viene rivelato e uno strato di fascia aderisce agli strutture sottostanti.
    1. Trova il nervo accessorio spinale, che viaggia dalla porzione caudale del cranio per innervare il muscolo trapezio, una volta che il grasso sottocutaneo e la fascia sono stati sezionati. Il nervo facciale è profondo al nervo accessorio spinale.
    2. Trovare il canale uditivo cartilagineo che sembra bianco perlato e può essere visto rostrale al nervo facciale.
    3. Trova il ventre muscolare del muscolo digastrico anteriore, che si trova in cima e caudal al nervo facciale.
  9. Quando i principali rami del nervo facciale sono visualizzati, li risalire dorsale di trovare la loro origine dal forame stylomastoid. Utilizzando punta fine Dumont pinze # 5/45 di tenere il sito chirurgico aperto, far avanzare le punte primavera forbice seguito il percorso del nervo, quindi spostare la pinza dorsale per mantenere la nuova area Advanced Open.
  10. Visualizza il tronco del nervo facciale con zigomatico, buccale, e rami mandibolari marginali a questo punto.
    NOTA: Il ramo temporale si troverà più vicino al forame. I rami marginali nervo mandibolare nelle sue parti superiore e inferiore più vicino alla mascella, pertanto quei rami nervose non saranno visibili a questo livello.
    1. Se si esegue una resezione del nervo, di stabilizzare il nervo delicatamente con le pinze punta fine e tagliare il nervo con le forbici a molla. Evitare di applicare troppa trazione al nervo con le pinze per evitare avulsing nervo dal tronco encefalico. Spingerei monconi distanti, o tagliare e rimuovere una porzione del nervo distale per garantire che nessun riconnessione può verificarsi.
    2. Se si esegue una lesione da schiacciamento, utilizzare Dumont # 5/45 pinze per comprimere il nervo per 30 secondi con una pressione costante a recidere tutti gli assoni, quindi ripetere questa cotta in un secondo angolo perpendicolare al primo sito cotta. Evitare l'applicazione di quantità variabili di pressione durante la 30 sec cotta, altrimenti il ​​danno non sarà coerente tra gli animali.

4. Chiusura e recupero

  1. Riposizionare il grasso e muscoli sopra le strutture sottostanti.
  2. Approssima i bordi dell'incisione e chiudere la ferita utilizzando un clip ferita 7,5 millimetri. Suture o colla sono accettabili per la chiusura della ferita. Analgesici postoperatoria possono essere forniti in questo momento.
  3. Rimuovere il nastro dal orecchio del mouse. Spegnere il flusso isoflurano e lasciare il mouse per respirare ossigeno puro per 30 secondi a 1 minuto. Plasso il mouse in una gabbia vuota senza biancheria da letto per recuperare da anestesia.
  4. Quando il mouse è recuperato, esaminare il suo comportamento per i segni di conferma della paralisi facciale. I baffi saranno paralizzati e angolati verso la guancia, il naso viene deviato, e l'occhio non lampeggia in risposta ad un soffio d'aria.
  5. Animali Casa congiuntamente dopo l'intervento chirurgico se sono di sesso femminile. Evitare ospitano topi maschi congiuntamente perché sono più aggressivi e tendono a rimuovere forzatamente clip ferita del loro cagemate, che porta a infezioni. Fornire analgesici postchirurgiche in questo momento, se necessario.
  6. Monitorare i topi una volta al giorno per diversi giorni dopo l'operazione per assicurarsi che nessuna infezione o altre complicanze si verifica dopo l'intervento. Rimuovere clip ferita 7 - 10 giorni dopo l'intervento chirurgico, se non sono caduti fuori da sè.
  7. Applicare lubrificante pomata occhio l'occhio interessato al giorno per prevenire le complicanze corneali, sia fino a quando il riflesso corneale occhio è recoperti o fino eutanasia.

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Risultati

Dopo aver eseguito l'assotomia nervo facciale, perdita motoneuroni si verifica come risultato della lesione. Sopravvivenza dei motoneuroni dopo l'infortunio dipende da molte variabili, come il sesso, l'età degli animali al momento della chirurgia, e il timepoint in cui i conteggi motoneurone sono fatto, e la Moran e Graeber revisione 24 e Jinno e Yamada recensione 22 sia riepilogare i dati di sopravvivenza dei motoneuroni. In genere, circa l'86% dei motoneuroni sopravvivere a 28 gio...

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Discussione

Il passaggio critico per questo protocollo è posizionare correttamente il mouse prima dell'inizio dell'intervento chirurgico. Se il topo non è sdraiato su un fianco, l'orecchio non è fissato con l'angolazione corretta o l'incisione è praticata in una posizione errata, trovare il nervo facciale diventa molto più difficile. Una volta padroneggiata questa tecnica, gli interventi chirurgici richiederanno solo pochi minuti per topo.

Per chiudere la ferita è possibile utilizzare suture, colla o cli...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è finanziato da NIH RO1 NS 40433 (K.J.J.).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
StereomicroscopioLeicaM60
Nastro adesivoFisher Scientific15-952
Vannas-Tü Forbici a molla Bingen - dritte/affilate/taglienti da 8,5 cm/5 mmFine Science Tools15003-08Sterilizzare prima dell'uso
Pinze Dumont #5/45 - punte standard/angolate a 45 gradi/Dumoxel/11 cmFine Science Tools11251-35Sterilizzare prima dell'uso
Clip per sutura Michel - 7,5 mm x 1,75 mmFine Science Tools12040-01Descritto come "clip per ferite" nel protocollo, sterilizzare prima dell'uso
Hagenbarth clip per ferite ad azione incrociata 5"George Tiemann & Co160-910Utilizzato per applicare la clip della ferita, sterilizzare prima dell'uso
Applicatore e riduttore di clip per sutura Michel - Per clip da 7,5 mmFine Science Tools12029-12Utilizzato per rimuovere la clip della ferita
0,9% Iniezione di cloruro di sodio, USPHospira0409-4888-10
Betadine, 16 oz, con dispenserFisher Scientific19-027132
70% Etanolo
a microsfere di vetro
Sterilizzatore

Riferimenti

  1. Kaufman, M., Bard, J. The Anatomical Basis of Mouse Development. , Elsevier. New York, NY. (1999).
  2. Ashwell, K. The adult mouse facial nerve nucleus: morphology and musculotopic organization. Journal of Anatomy. 135, 531-538 (1982).
  3. Sunderland, S. A classification of peripheral nerve injuries producing loss of function. Brain : A Journal Of Neurology. 74, 491-516 (1951).
  4. Beahrs, T., Tanzer, L., Sanders, V. M., Jones, K. J. Functional recovery and facial motoneuron survival are influenced by immunodeficiency in crush-axotomized mice. Experimental Neurology. 221, 225-230 (2010).
  5. Mesnard, N. A., Haulcomb, M. M., Tanzer, L., Sanders, V., Jones, K. J. Delayed functional recovery in presymptomatic mSOD1G93A mice following facial nerve crush axotomy. Journal of Neurodegeneration & Regeneration. 4, 21-25 (2013).
  6. Komiyama, M., Shibata, H., Suzuki, T. Somatotopic representation of facial muscles within the facial nucleus of the mouse. A study using the retrograde horseradish peroxidase and cell degeneration techniques. Brain Behav Evol. 24, 144-151 (1984).
  7. Canh, M. Y., Serpe, C. J., Sanders, V., Jones, K. J. CD4(+) T cell-mediated facial motoneuron survival after injury: Distribution pattern of cell death and rescue throughout the extent of the facial motor nucleus. Journal of Neuroimmunology. 181, 93-99 (2006).
  8. Isokawa-Akesson, M., Komisaruk, B. Difference in projections to the lateral and medial facial nucleus: anatomically separate pathways for rhythmical vibrissa movement in rats. Exp Brain Res. 65, 385-398 (1987).
  9. Streit, W., Kreutzberg, G. Response of endogenous glial cells to motor neuron degeneration induced by toxic ricin. The Journal of Comparative Neurology. 268, 248-263 (1988).
  10. Serpe, C. J., Tetzlaff, J. E., Coers, S., Sanders, V., Jones, K. J. Functional recovery after facial nerve crush is delayed in severe combined immunodeficient mice. Brain, Behavior, And Immunity. 16, 808-812 (2002).
  11. Lal, D., et al. Electrical stimulation facilitates rat facial nerve recovery from a crush injury. Otolaryngology--Head And Neck Surgery. Official Journal Of American Academy Of Otolaryngology-Head And Neck Surgery. 139, 68-73 (2008).
  12. Tomov, T., et al. An Example of Neural Plasticity Evoked by Putative Behavioral Demand and Early Use of Vibrissal Hairs after Facial Nerve Transection. Experimental Neurology. 178, 207-218 (2002).
  13. Skouras, E., Angelov, D. N. Experimental studies on post-transectional facial nerve regrowth and functional recovery of paralyzed muscles of the face in rats and mice. Anatomy (International Journal of Experimental and Clinical Anatomy). 4, 1-27 (2010).
  14. Xin, J., et al. IL-10 within the CNS is necessary for CD4+ T cells to mediate neuroprotection). Brain, Behavior, And Immunity. 25, 820-829 (2011).
  15. Mesnard, N. A., Sanders, V. M., Jones, K. J. Differential gene expression in the axotomized facial motor nucleus of presymptomatic SOD1 mice. The Journal of Comparative Neurology. 519, 3488-3506 (2011).
  16. Mesnard, N. A., Alexander, T. D., Sanders, V. M., Jones, K. J. Use of laser microdissection in the investigation of facial motoneuron and neuropil molecular phenotypes after peripheral axotomy. Experimental Neurology. 225, 94-103 (2010).
  17. Franchi, G. Changes in motor representation related to facial nerve damage and regeneration in adult rats. Experimental Brain Research. 135, 53-65 (2000).
  18. Munera, A., Cuestas, D. M., Troncoso, J. Peripheral facial nerve lesions induce changes in the firing properties of primary motor cortex layer 5 pyramidal cells. Neuroscience. 223, 140-151 (2012).
  19. Liu, L., et al. Hereditary absence of complement C5 in adult mice influences Wallerian degeneration, but not retrograde responses, following injury to peripheral nerve. Journal of the Peripheral Nervous System. 4, 123-133 (1999).
  20. Ferri, C., Moore, F., Bisby, M. Effects of facial nerve injury on mouse motoneurons lacking the p75 low-affinity neurotrophin receptor. Journal of Neurobiology. 34, 1-9 (1997).
  21. Zhou, R. Y., Xu, J., Chi, F. L., Chen, L. H., Li, S. T. Differences in sensitivity to rocuronium among orbicularis oris muscles innervated by normal or damaged facial nerves and gastrocnemius muscle innervated by somatic nerve in rats: combined morphological and functional analyses. The Laryngoscope. 122, 1831-1837 (2012).
  22. Jinno, S., Yamada, J. Using comparative anatomy in the axotomy model to identify distinct roles for microglia and astrocytes in synaptic stripping. Neuron Glia Biology. 7, 55-66 (2011).
  23. Jones, K. J., Serpe, C. J., Byram, S. C., Deboy, C. A., Sanders, V. M. Role of the immune system in the maintenance of mouse facial motoneuron viability after nerve injury. Brain, Behavior, And Immunity. 19, 12-19 (2005).
  24. Moran, L. B., Graeber, M. B. The facial nerve axotomy model. Brain research. Brain research. 44, 154-178 (2004).
  25. Council, N. R. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , The National Academies Press. New York, NY. (2011).
  26. Serpe, C. J., Kohm, A. P., Huppenbauer, C. B., Sanders, V., Jones, K. J. Exacerbation of Facial Motoneuron Loss after facial nerve transection in severe combined immunodeficient (scid) mice. Neuroscience. 19, (1999).
  27. Mesnard-Hoaglin, N. A., et al. SOD1(G93A) transgenic mouse CD4(+) T cells mediate neuroprotection after facial nerve axotomy when removed from a suppressive peripheral microenvironment. Brain, Behavior, And Immunity. 40, 55-60 (2014).
  28. Wang, H., et al. Establishment and assessment of the perinatal mouse facial nerve axotomy model via a subauricular incision approach. Experimental Biology And Medicine. 237, 1249-1255 (2012).
  29. Sharma, N., Moeller, C. W., Marzo, S. J., Jones, K. J., Foecking, E. M. Combinatorial treatments enhance recovery following facial nerve crush. The Laryngoscope. 120, 1523-1530 (2010).
  30. Lieberman, D. M., Jan, T. A., Ahmad, S. O., Most, S. P. Effects of corticosteroids on functional recovery and neuron survival after facial nerve injury in mice. Archives of Facial Plastic Surgery. 13, 117-124 (2011).
  31. Serpe, C. J., Coers, S., Sanders, V. M., Jones, K. J. CD4+ T, but not CD8+ or B, lymphocytes mediate facial motoneuron survival after facial nerve transection. Brain, Behavior, And Immunity. 17, 393-402 (2003).
  32. Haulcomb, M. M., et al. Axotomy-induced target disconnection promotes an additional death mechanism involved in motoneuron degeneration in ALS transgenic mice. The Journal of Comparative Neurology. , (2014).
  33. Bauder, A. R., Ferguson, T. A. Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (60), (2012).
  34. Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (54), (2011).

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