Transfection, selezione, e Colonia-picking di cellule staminali umane pluripotenti indotte TALEN-mirati con Gene GFP nel AAVS1 Safe Harbor

Sommario

L'editing genetico mediato da TALEN presso il locus AAVS1 consente l'aggiunta di transgeni ad alta efficienza nelle iPSC umane. Questo protocollo descrive le procedure per la preparazione delle iPSC per la somministrazione di TALEN e del vettore donatore, la trasfezione delle iPSC e la selezione e l'isolamento di cloni di iPSC per ottenere un'integrazione mirata di un gene GFP per generare linee reporter.

Abstract

L'aggiunta mirata di transgeni può fornire un'espressione genica persistente eludendo il silenziamento genico e la mutagenesi inserzionale causata dall'integrazione casuale mediata da vettori virali. Questo protocollo descrive una piattaforma universale ed efficiente per l'aggiunta mirata di transgeni nelle iPSC umane basata sull'utilizzo di TALEN open-source convalidati e di un donatore simile a una trappola genica per fornire transgeni in un locus di approdo sicuro. È importante sottolineare che l'editing genetico efficace è limitato dall'efficienza di consegna dei vettori di editing genetico. Pertanto, questo protocollo si concentra innanzitutto sulla preparazione di iPSC per la trasfezione per ottenere un'elevata efficienza di consegna nucleare. Quando le iPSC vengono dissociate in singole cellule utilizzando un reagente di dissociazione cellulare delicato e trasfettate utilizzando un programma ottimizzato, il >50% delle cellule può essere indotto ad assorbire i grandi vettori di editing genetico. Poiché il locus AAVS1 si trova nell'introne di un gene attivo (PPP1R12C), è stato utilizzato un gene resistente alla puromicina (PAC) legato all'accettore di splicing (SA) per selezionare iPSC mirate, escludendo le cellule di sola integrazione casuale e non trasfettate. Questa strategia aumenta notevolmente la possibilità di ottenere cloni mirati e può essere utilizzata anche in altri esperimenti di targeting genico attivo. Due settimane dopo la selezione della puromicina alla dose aggiustata per la linea iPSC specifica, i cloni sono pronti per essere prelevati mediante dissezione manuale di grandi colonie isolate in pezzi più piccoli che vengono trasferiti in terreno fresco in un pozzetto più piccolo per un'ulteriore espansione e screening genetico e funzionale. È possibile seguire questo protocollo per ottenere facilmente più linee di iPSC reporter GFP utili per l'imaging in vivo e in vitro e l'isolamento cellulare.

Introduzione

La possibilità di riprogrammare le cellule somatiche umane in cellule staminali pluripotenti indotte cellule simil-staminali embrionali (iPSCs) fu scoperto da Takahashi et al., Nel 2007 ^1. Fibroblasti dermici umani trasdotte con retrovirus che esprime quattro fattori di trascrizione (Il Yamanaka così soprannominato Fattori Oct3 / 4, Sox2, c-Myc e Klf4) hanno mostrato di essere molto simili alle cellule staminali embrionali umane (hESC) basati sulla morfologia, la proliferazione, l'espressione genica, e lo stato epigenetico; cruciale, iPSCs sono anche in grado di differenziarsi in cellule di tutti e tre i foglietti embrionali ^1. Il potenziale proliferativo e la differenziazione della capacità di iPSCs li rende strumenti molto interessanti; riprogrammando cellule di pazienti affetti da malattie specifiche, iPSCs possono essere utilizzati sia come sistemi modello in vitro di malattia e come potenziali terapie.

Per quest'ultimo scopo, diverse questioni devono essere affrontate prima che il pieno potenziale di iPSCsin un ambiente clinico può essere realizzato; il potenziale oncogeno di hESC coltivate in vitro e iPSCs, l'uso di derivati ​​xenogeniche durante la riprogrammazione e la manutenzione delle cellule, e la necessità di tenere traccia di cellule trapiantate in vivo sono tutti ostacoli cruciali per l'applicazione clinica delle cellule staminali pluripotenti (Inviato da Hentze et al. ^2). Una soluzione ideale per la necessità di monitoraggio cellule differenziate post-trapianto comporterebbe un marcatore visivamente rilevabile che resiste tacere e variegatura indipendentemente dall'applicazione. Espressione robusta e sostenuta di transgeni integrati è più facilmente realizzabile quando il DNA esogeno viene introdotto in porto sicuro loci; cioè, i siti genomici che consentono sufficienti trascrizione di un vettore integrato mentre allo stesso tempo mitigare perturbazioni di espressione in geni vicini ^3. Uno di questi siti che è stato molto ben caratterizzati dalla sua scoperta è il virus integr adeno-associatosito zione 1 (AAVS1), nel primo introne della proteina fosfatasi 1 subunità 12C regolamentazione (PPP1R12C) gene. Questo locus è stato dimostrato non solo di permettere sostenuta e robusta espressione dei transgeni integrati attraverso il tempo prolungato nella cultura e nella differenziazione vitro ^3, ma anche per proteggere i geni di perturbazione trascrizionale ⁴ circostante; entrambe le funzioni si pensa sia dovuto alla presenza di elementi endogeni isolante cromatina che fiancheggiano il sito AAVS1 ^5.

Advances in strumenti di ingegneria del genoma sul proprio nell'ultimo decennio hanno notevolmente facilitato la facilità e l'efficienza con cui le manipolazioni genetiche in qualsiasi tipo di cellula possono essere raggiunti. Mentre i primi esperimenti riusciti invocati estremamente bassi livelli di endogena ricombinazione omologa (HR) con un donatore introdotte per ottenere gene targeting in CES ^6,7, l'uso di nucleasi sito-specifiche, quali nucleasi dita di zinco (ZFNs), che signi, significativamente indurre ricombinazione omologa attraverso la generazione di un doppio filamento rottura del DNA ha notevolmente aumentato l'efficienza di tali esperimenti ^8,9. La riproposizione di entrambi trascrizione attivatore come effettori (racconti) di pianta patogeno xanthomonas generi e le procariote cluster brevi ripetizioni palindromiche regolarmente intervallati (CRISPR) Sistema / Cas9 in efficienti nucleasi progettista site specific ha fatto gene targeting nelle cellule staminali pluripotenti un accessibile e metodologia possibile ^10-13.

Un recente ha descritto un metodo efficace per l'integrazione stabile di una cassetta reporter fluorescente verde nel AAVS1 porto sicuro locus in iPSCs umani con nucleasi Tale (Talens) ^14. Questi iPSCs mirati hanno mantenuto la loro fluorescenza, anche dopo la differenziazione diretta a cardiomiociti e il trapianto in un modello murino di infarto del miocardio (MI), che fornisce una forte evidenza per l'utilità di talestabilmente pluripotenti fluorescente cellule staminali ^14. Per ottenere colonie mirati, un metodo gene-trap è stato usato cui un splicing-accettore (SA), 2A sequenza peptidica auto-scissione colloca la puromicina N-acetil-transferasi (PAC) gene sotto il controllo del promotore PPP1R12C endogena; quindi, solo iPSCs che hanno incorporato il donatore DNA a livello del locus AAVS1 esprimono PAC, rendendoli selezionabili in base puromicina-resistenza; (Figura 1, ^15). Dettagli Questo protocollo le procedure di generare AAVS1-GFP iPSCs segnalato nel recente documento ^14, tra cui il processo di trasfettando iPSCs con Talens e 9,8 kb donatori di integrare un frammento di 4.2kb DNA nel locus AAVS1 porto sicuro, selezionando iPSCs basati su puromicina-resistenza, e le colonie di prelievo per l'espansione clonale. Le tecniche qui descritte possono essere applicate a vari esperimenti di ingegneria genoma.

Protocollo

1. Preparazione della matrice di membrana basale e rivestimento dei Plasticware

1. Posizionare il congelato membrana basale matrice magazzino da -20 ° C su ghiaccio e scongelare una notte a 4 ° C.
2. Dopo lo scongelamento, pipetta 2 mg aliquote di matrice membrana basale in tubi Eppendorf pre-refrigerati. Conservare questi a -20 ° C fino al momento dell'uso.
3. Per preparare piatti matrice rivestite membrana basale, scongelare un'aliquota sul ghiaccio fino a quando l'ultimo pezzo di ghiaccio nei scompare provetta Eppendorf (di solito entro ~ 2 ore).
4. Dopo lo scongelamento, aggiungere matrice membrana basale a 12 ml di freddo (4 ° C) DMEM / F12 per rendere membrana basale soluzione di rivestimento matrice.
5. Aggiungere la soluzione di matrice membrana basale alla nave cultura appropriata. Per un 6-pozzetti, dispensare 1 ml per pozzetto. Agitare la piastra per assicurarsi che la soluzione di matrice membrana basale copre completamente ogni pozzetto.
6. Parafilm sigillare la membrana basale matrice rivestite piatto / piatto, e incubare a room temperatura per 1 ora prima dell'uso. In alternativa, le piastre matrice rivestite negozio membrana basale / piatti a 4 ° C e utilizzare entro 2 settimane di rivestimento.
   NOTA: Aggiungere ulteriore DMEM / F12 alla membrana basale matrice rivestite piatto / piatto per evitare l'essiccazione. Prima di utilizzare 4 ° C membrana basale memorizzato matrice rivestite piatto / piatto, mettetelo in una cappa di sicurezza biologica e lasciare che raggiunga la temperatura ambiente per almeno 30 minuti.
7. Aspirare matrice membrana basale completamente prima della aggiunta del mezzo e cellule.

2. Preparazione di E8 media

1. Preparare E8 terreno di coltura da scongelamento E8 supplemento notte a 4 ° C.
2. Rimuovere 10 ml di E8 media basale del magazzino da 500 ml e scartare.
3. Pipettare l'intero flaconcino da 10 ml di E8 supplemento direttamente in 490 ml di E8 medio basale. Non caldo terreno completo E8 in un bagno d'acqua a 37 ° C, come sbalzi di temperatura ripetuti possono degradare il bFGF nel complete E8 media.
4. Utilizzare mezzo completo E8 entro 2 settimane di aggiunta del supplemento.

3. scongelamento dei iPSCs

1. Rimuovere una fiala di iPSCs congelati da azoto liquido e posto in ghiaccio secco.
2. Scongelare rapidamente la provetta in un bagno d'acqua a 37 ° C; agitare il flacone a bagnomaria fino a quando solo un piccolo frammento di resti di ghiaccio.
3. Spruzzare il flaconcino con il 70% di etanolo e trasferimento in una cappa di sicurezza biologica.
4. Aggiungere 1 ml di temperatura ambiente E8 medio a gocce direttamente al flacone.
5. Con una pipetta 2 ml, trasferire la sospensione cellulare a gocce in 9 ml di E8 media in un tubo da 15 ml. Agitare il tubo frequentemente per assicurare che le cellule e medie mescolare bene rapidamente.
6. Centrifugare le cellule a 200 xg per 5 min.
7. Aspirare il surnatante e risospendere il pellet cellulare in un volume adeguato di E8 supplementato con 10 micron Y-27632.
8. Aggiungere le cellule ad un numero adeguato di seminterrato membrane pozzi matrix-rivestito, e posto a 37 ° C, 5% CO ₂ incubatore durante la notte. Si raccomanda al piatto almeno 0,2 x 10 ⁶ iPSC per pozzetto di un 6-pozzetti per consentire rapido recupero dopo lo scongelamento.

4. Manutenzione e Passaging routine di iPSCs

1. Aggiorna E8 media giornaliera.
2. Monitorare la morfologia e la confluenza di cellule con un microscopio invertito. iPSCs di alta qualità crescono in colonie piatte con bordi distinti; singole colonie in possesso di un aspetto "acciottolato-like".
3. Passage le cellule iPSCs quando raggiungono ~ 70% di confluenza.
4. Preparare una soluzione EDTA passaging aggiungendo 0,9 g NaCl e 500 microlitri 0,5 M EDTA a 500 ml DPBS. Mescolare bene per sciogliere NaCl, e filtro di vuoto per sterilizzare. Scaldare una aliquota della soluzione passaging in un bagno d'acqua a 37 ° prima passaging.
5. Per il passaggio, aspirare speso terreno di coltura e lavare le cellule una volta con un uguale volume di pas caldiSaging soluzione. Aspirare, e pipetta abbastanza EDTA soluzione passaging per rivestire le celle (1 ml per pozzetto di un 6-pozzetti).
6. Mettere le cellule al microscopio invertito e osservare le colonie IPSC. La comparsa di fori all'interno colonie e bordi rialzati dovrebbe diventare evidente entro 2 a 5 min.
7. Aspirare accuratamente la soluzione di EDTA passaging.
8. Con una pipetta 10 ml, a meno di 4 ml di E8 medio (se si utilizza un 6-pozzetti) ad alta pressione direttamente in ogni pozzetto da diversi passaggi.
9. Raccogliere le macchie IPSC, e suddiviso in un numero adeguato di pozzi in funzione del rapporto di divisione da 1: 8 a 1:12. Non over-pipetta, come disaggregazione dei grumi di cellule si provocherebbe un calo della redditività.
10. Porre la piastra in un incubatore, e oscillare la piastra posteriore e indietro e da lato a lato diverse volte per disperdere le cellule.

5. Preparazione di MEF e iPSCs per Tansfection

1. 48 ore prima transfection, iPSCs passaggio a ~ 1: 6 in quattro o più pozzi di un 6-pozzetti membrana basale matrice rivestite, in modo che siano il 70% confluenti due giorni da qui.
2. Il giorno successivo, scongelare DR4 MEF in media MEF costituito da DMEM (glucosio) supplementato con 10% FBS e 1x MEM-NEAA.
3. Piatto DR4 MEF in due piatti da 10 cm a ~ 2 x 10 ⁴ cellule / cm ² e incubare una notte a 37 ° C.
4. Il giorno della trasfezione, modificare medio MEF a E8 supplementato con 10 mM Y-27632 30 min prima di eseguire trasfezione su iPSCs.
5. Opzionale: Se si desidera citometria a flusso di iPSCs post-trasfezione, rimuovere una piastra a matrice rivestita membrana basale tra 4 ° C e posto a temperatura ambiente.
6. Optional: 4 ore prima della trasfezione, completare pre-trasfezione cultura iPSC con Y-27632 alla concentrazione finale di 10 micron.

6. Gentle cellule dissociazione reagente Treatment unnd Transfection di iPSCs tramite un sistema di elettroporazione

1. Rimuovere P3 soluzione trasfezione cellula primaria di 4 ° C e lasciare che raggiunga la temperatura ambiente per ~ 30 min. Aggiungere l'intero complemento 100 microlitri della soluzione di trasfezione prima dell'uso.
2. Warm dolce-cell reagente dissociazione in un bagno di 37 ° C dell'acqua.
3. Ottenere AAVS1 Talens (PZT-AAVS1-L1 e PZT-AAVS1-R1) e AAVS1-CAG-EGFP donatore da -20 ° C.
4. Rimuovere iPSCs dal termostato e lavare una volta con DPBS.
5. Aggiungere 1 ml di delicata cellule dissociazione reagente per pozzetto e incubare iPSCs a 37 ° C per 5 minuti, o fino superiore al 50% delle cellule sono dissociato dal recipiente di coltura.
6. Pipettare le cellule su e giù per un paio di volte con una pipetta P1000 a dissociarsi tutte le rimanenti cellule dalla nave in cultura, e per rompere grumi IPSC.
7. Aggiungere 2 ml di E8 media ad ogni bene, e pipetta su e giù più volte con una pipetta 10 ml a Fürther disaggregare grumi di cellule in cellule singole
   NOTA: l'efficienza Transfection declina in modo significativo se grumi di cellule non sono sufficientemente disaggregati.
8. Raccogliere iPSCs in un tubo da 15 ml e centrifugare a 100 xg per 3 min.
9. Aspirare il surnatante e risospendere le cellule in una quantità minima di E8 medie.
10. Contare le cellule utilizzando un emocitometro dopo l'applicazione di una macchia vitali come 0,4% Trypan blu. Assicurarsi che le cellule siano sufficientemente dissociati, mentre il conteggio (1-3 cellule per "macchia").
11. Dispensare 3 x 10 ⁶ cellule in ciascuno dei due 15 ml conici, e far girare di nuovo a 100 xg per 3 min.
    NOTA: bassa centrifugazione velocità riduce lo stress cellulare e permette un facile risospensione di iPSCs prima elettroporazione.
12. Impostare il sistema di elettroporazione per il programma specifico di cellule-tipo per la linea di cellule staminali embrionali umane H9 (programma CB-150).
13. Dopo centrifugazione, aspirare il supernatante dal celpellets l. Per un pellet, aggiungere 10 mg del donatore HR come campione di controllo. Per l'altra pellet aggiungere 10 mg del donatore HR, insieme a 5 mg di ogni TALEN (PZT-AAVS1-L1 e PZT-AAVS1-R1) come campione sperimentale.
14. Risospendere ogni pellet cellulare in 100 ml di soluzione di trasfezione cellulare primaria P3, e trasferire in una provetta.
15. Eseguire la trasfezione e aggiungere immediatamente 500 ml di temperatura ambiente medio E8 ad ogni provetta.
16. Trasferire il iPSCs gocce transfettate per un piatto di 10 cm contenente MEF DR4 preparati in fase 5.4.
17. Optional: Aggiungere qualche goccia di ciascun esperimento in un pozzetto di un 6-pozzetti membrana basale matrice rivestite se citometria a flusso anaylsis di efficienza di trasfezione è desiderato.
18. Ripetere i passaggi da 6,15-6,17 a finire entrambi i campioni. Il giorno seguente, lavare le cellule con DPBS due volte e passare terreno di coltura per NutriStem, che sembra sostenere la cultura iPSC su alimentatori meglio di E8.
19. TrAnsient picchi di espressione EGFP da 48 a 72 ore dopo la trasfezione; valutare l'efficienza di trasfezione, se lo desideri.

7. puromicina Selezione iPSCs mirati

1. Inizio selezione puromicina 72 ore dopo la trasfezione quando i iPSCs raggiungono il 70% di confluenza.
2. Per NCRM5 iPSCs, iniziare selezione puromicina a 0,5 mg / ml puromicina (1/2 la dose completa) diluito in NutriStem terreno di coltura. La concentrazione ottimale può variare puromicina 0,25-1 mg / MLL per alcune linee IPSC.
3. IPSCs cultura in NutriStem + 0,5 mg / ml puromicina per 3 giorni, rinfrescanti medio quotidiano.
4. Dopo 3 giorni, aumentare la concentrazione di puromicina a 1 ug / ml.
5. IPSCs Cultura inferiore a 1 mg / ml puromicina selezione per altri 7 a 8 giorni, o fino a quando le colonie distinte appaiono abbastanza grande per colonia picking.

8. Colony Picking ed espansione di iPSCs mirate

1. Usa membrana basaleMatrice per rivestire una piastra a 96 pozzetti dispensando 50 ml di soluzione di rivestimento matrice membrana basale (2 mg matrice membrana basale diluito in 12 ml DMEM / F12) in ogni pozzetto. Conservare la piastra a 4 ° C per una notte prima dell'uso.
2. Dopo aver lasciato la piastra a matrice rivestita membrana basale a venire a temperatura ambiente, aspirare la matrice membrana basale e versare 100 ml E8 supplementato con 10 micron Y-27632 in ogni pozzetto.
3. Inserire un microscopio invertito in una cappa di sicurezza biologica, e inumidire con il 70% EtOH per sterilizzare.
4. Estrarre una pipetta Pasteur di vetro su un becco Bunsen per ottenere uno strumento colonia picking ideale che ha un piccolo "gancio" sulla punta. Sterilizzare con il 70% EtOH, e mettere nella cappa ad asciugare.
5. Rimuovere il piatto contenente colonie IPSC mirati dal termostato, e collocarle nel cofano sotto il microscopio.
6. Scegli iPSCs tracciando un cerchio attorno al confine colonia con lo strumento della colonia di raccolta.
7. Utilizzare il "gancio" dell'utensile colonia-picking per raschiare delicatamente e rimuovere la colonia COPSI dalla superficie della piastra. Per le colonie più grandi, disegnando una X con lo strumento della colonia di raccolta al quarto la colonia faciliterà la crescita delle cellule dopo la ri-placcatura.
8. Una volta grumi di cellule si staccano e liberamente fluttuante, usare una pipetta P200 impostato a ~ 30 microlitri per raccogliere i iPSCs. Cellule piastra direttamente nella piastra a 96 pozzetti.
9. Optional: usare una pipetta P20 impostato ~ 5 ml di raccogliere i iPSCs in un tubo eppendorf, quindi aggiungere 50 ml delicato cellule dissociazione reagente da digerire per 5 minuti a 37 ° C. Dopo la digestione, aggiungere 500 microlitri E8 medie nel tubo eppendorf per diluire la delicata cellule dissociazione reagente e centrifugare le cellule a 200 xg in una microcentrifuga da tavolo standard per 5 min. Poi Aspirare la maggior parte dei media e lasciare ~ 30 microlitri di riattivare e trasferire le cellule nella piastra a 96 pozzetti.
   NOTA: questoapproccio faciliterà la dissociazione del gruppo di cellule e rapida espansione della colonia raccolti.
10. Continuare colonia prelievo prima di aver raccolto un numero sufficiente di colonie IPSC (circa 20-30 colonie per esperimento è raccomandato).
11. Dopo colonia picking, posizionare la piastra a 96 pozzetti in un incubatore di notte. Refresh con terreno completo E8 il giorno seguente, e la cultura fino ~ 70% confluenti.
12. Cellule passaggio dal 96 pozzetti in un 24-ben, poi in un 6-bene, come descritto nei passaggi 4,5-4,10.
    NOTA: i volumi di soluzione EDTA e E8 medie dovrebbero essere proporzionalmente ridotti usando dei pozzi più piccoli di un 6-pozzetti.
13. Valutare il targeting successo giunzione PCR e Southern blot per confermare l'integrazione cassette mirata e l'assenza di vettori inseriti in modo casuale ^16.

Risultati

Una visualizzazione del protocollo è fornita in figura 2, con i periodi durante i quali iPSCs sono coltivate in mezzo diverso evidenziata da una verde per E8 o blu per NutriStem. E 'importante per trasfettare solo iPSCs di alta qualità; esaminare piatti della cultura in tutta la manutenzione ordinaria e verificare che le culture IPSC contengono colonie principalmente distinti recanti una morfologia ciottoli-simile (Figura 3A); cellule differenziate non dovrebbe occupare più del 10% ...

Discussione

Le fasi più critiche per il successo generazione di AAVS1 esente mirati iPSCs umani sono: (1) efficiente di Talen e donatori plasmidi in iPSCs by trasfezione; (2) ottimizzare dissociazione di iPSCs nelle singole cellule prima trasfezione e placcatura densità dopo trasfezione; (3) ottimizzare dose ed il tempo di farmaco-selezione basata sulla crescita della linea COPSI; (4) dissezionare con cura e raccolta colonie mirate e trasferimento alla nuova piastra / bene. Rispetto ai metodi simili impiegati per la carta di Hockem...

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Matrice della membrana basale Matrigel con fattore di crescita ridotto (GFR), *Senza LDEV, 10 ml	Corning	354230	Conservare a -20 °C.
DMEM/F-12	Life Technologies	11320-033	Negozio a 4 °C.
Costar 6 Well Clear Piastre a pozzetti multipli trattate con TC	Corning	3506
Essential 8 Tecnologie	la media durata	A1517001	Conservare il terreno basale a 4 °C. Conservare l'integratore a -20 °C.
Y-27632 dicloridrato	Tocris	1254	Conservare a temperatura ambiente. Una volta disciolto in H2O, conservare a -20 °C.
Cloruro di sodio	Sigma	S5886-500G
UltraPure 0.5 M EDTA, pH 8.0	Life Technologies	15575-020
DPBS, senza calcio, senza magnesio	Life Technologies	14190-250
100 mm Piatto di coltura trattato	TC Corning	430167
DR4 MEF 2M IRR - Academic	GlobalStem	GSC-6204G	Conservare in azoto liquido.
DMEM, glucosio alto, piruvato	Life Technologies	11995-040	Conservare a 4 °C.
Siero fetale bovino definito, origine statunitense	HyClone	SH30070.03	Conservare a -20 °C. Scongelare a 4 ° C durante la notte e aliquota. Conservare le aliquote a -20 ° C fino al momento del bisogno.
di aminoacidi non essenziali MEM (100X)	Life Technologies	11140-050	Conservare a 4 °C.
Unità centrale 4D-Nucleofector	Lonza	AAF-1001B	parte del sistema di elettroporazione
4D-Nucleofector X unit	Lonza	AAF-1001X	parte del sistema di elettroporazione
P3 Primary Cell 4D-Nucleofector X Kit L (24 RCT)	Lonza	V4XP-3024	All'arrivo, rimuovere la soluzione di cella primaria e integrare e conservare a 4 °C.
StemPro Accutase Reagente per dissociazione cellulare	Life Technologies	A1110501	conservare a -20 °C. Scongelare durante la notte a 4 °C; C e scaldare un'aliquota in un 37 ° C bagnomaria prima dell'uso.
NutriStem XF/FF Coltura Medium	Stemgent	01-0005	Conservare a -20 °C. Scongelare durante la notte a 4 ° C
AAVS1 TALENI (pZT-AAVS1-L1 e pZT-AAVS1-R1)	Addgene	52637 e 52638
[header]
AAVS1-CAG-EGFP Donatore di ricombinazione omologa	Addgene	22212
Puromicina dicloridrato	Life Technologies	A11138-03	Conservare a -20 °C. Preparare aliquote di lavoro di 1 mg/ml in ddH2O.
Pipette Pasteur monouso in vetro borosilicato	Fisher Scientific	13-678-20A
Sorvall Legend XTR (refrigerate), 120 V 60 Hz	Thermo Scientific	75-004-521
TX-750 4 volte 750 ml Rotore a secchio oscillante	Thermo Scientific	75003607
soluzione di tripano blu, 0,4%	Life Technologies	15250-061