Fluorescenza e bioluminescenza di subcellulare Ca 2+ In Aged neuroni dell'ippocampo

Sommario

Il rimodellamento intracellulare del Ca²⁺ nell'invecchiamento può contribuire all'eccitotossicità e al danno neuronale, processi mediati dal sovraccarico di Ca²⁺. Abbiamo mirato a studiare il rimodellamento del Ca²⁺ nel cervello che invecchia utilizzando l'imaging a fluorescenza e bioluminescenza del Ca²⁺ citosolico e mitocondriale in colture a lungo termine di neuroni ippocampali di ratto, un modello di invecchiamento neuronale.

Abstract

Suscettibilità alla morte cellulare dei neuroni associati alla neurodegenerazione e ischemia sono estremamente aumentata nel cervello invecchiato ma meccanismi responsabili sono mal noti. Eccitotossicità, un processo che si ritiene di contribuire al danno dei neuroni indotta da entrambe le ingiurie, è mediata da attivazione dei recettori del glutammato che promuove Ca ²⁺ afflusso e mitocondriale sovraccarico di Ca ^2+. Un cambiamento sostanziale intracellulare di Ca ²⁺ omeostasi o ristrutturazione di ^Ca2 + intracellulare omeostasi può favorire danno neuroni in vecchi neuroni. Per indagare Ca ²⁺ rimodellamento nell'invecchiamento abbiamo usato l'imaging cellulare dal vivo in colture a lungo termine di neuroni di ratto dell'ippocampo che assomigliano per alcuni aspetti neuroni in vivo di età. Per questo fine, cellule dell'ippocampo sono, in primo luogo, al momento disperso dalle nuove ippocampi di ratto nato e placcato su vetrini rivestiti, vetro poli-D-lisina. Poi culture sono tenuti in media controllati per diversi giorni o più weeks per indagare giovani e vecchi neuroni, rispettivamente. In secondo luogo, neuroni in coltura sono caricati con fura2 e sottoposti a misure di concentrazione citoplasmatica di Ca ²⁺ utilizzando digitale rapporto imaging di fluorescenza. In terzo luogo, neuroni in coltura sono trasfettate con plasmidi che esprimono un tandem di bassa affinità equorina e GFP mirata ai mitocondri. Dopo 24 ore, equorina all'interno delle cellule viene ricostituito con coelenterazine e neuroni sono sottoposti ad immagini bioluminescenza per il monitoraggio della concentrazione di ^Ca2 + mitocondriale. Questa procedura in tre fasi permette di monitorare citosolica e mitocondriale Ca ²⁺ risposte agli stimoli rilevanti come ad esempio l'agonista del recettore del glutammato NMDA e confronta se queste ed altre risposte sono influenzati da invecchiamento. Questa procedura può produrre nuove intuizioni su come l'invecchiamento influenza citosolica e mitocondriale risposte Ca ²⁺ agli stimoli selezionati, nonché la sperimentazione di farmaci selezionati volti a prevenire cella neuronemorte in malattie legate all'età.

Introduzione

Eccitotossicità è uno dei meccanismi più importanti che contribuiscono a danno neuronale e la morte cellulare in insulti neurologici quali ischemia, e in alcune malattie neurodegenerative come il morbo di Alzheimer ^1. Questo tipo di neurotossicità è mediato principalmente da glutammato agisce su Ca ²⁺ -permeable, recettori ionotropici NMDA (NMDAR) ^2. L'esposizione di neuroni in coltura per il glutammato può portare a eccitotossicità ^3, che provoca l'apoptosi neuronale ^4. Noi e altri abbiamo già riferito che la vulnerabilità neuronale all'apoptosi NMDA indotta può cambiare con lo sviluppo in vitro e l'invecchiamento ^5-8.

È ampiamente accettato che un aumento del libero citosolico Ca ²⁺ concentrazione ([Ca ^2+] _cyt) porta all'attivazione cellule. Tuttavia, se questo aumento è troppo alta e / o di sostegno sufficientemente, può innescare la morte cellulare ^9. Inoltre, è stato propostoeccitotossicità che richiede Ca ²⁺ mitocondriale assorbimento ^10, poiché il trattamento con neuroni neuroni protette contro disaccoppiatore mitocondriale indotta da glutammato morte cellulare ^11. Se mitocondri occupano troppo Ca ^2+, l'apertura del poro di transizione di permeabilità mitocondriale può verificarsi, che porta al rilascio del citocromo c ed altri fattori pro-apoptotica, e inducendo apoptosi. Abbiamo recentemente dimostrato che questo mitocondriale Ca ²⁺ assorbimento è direttamente correlata alla suscettibilità età-dipendente per eccitotossicità, misurando direttamente NMDA indotta mitocondriale Ca ²⁺ uptake in singoli neuroni ippocampali ^5, un metodo che viene riportato in questo articolo. L'ippocampo, coinvolto in processi fisiologici, come l'apprendimento, la memoria e altri processi cognitivi ^12, è altamente vulnerabile a invecchiamento e malattie neurodegenerative ^13. E 'stato proposto che, dopo diverse settimane in vitro, coltaneuroni ippocampali mostrano una serie di caratteristiche tipiche di neuroni ^dai 14. Di conseguenza, colture di neuroni dell'ippocampo a lungo termine possono fornire un modello globale per indagare Ca ²⁺ meccanismi mediata di una maggiore eccitotossicità nell'invecchiamento.

L'obiettivo generale del metodo presentato è, quindi, di indagare i cambiamenti sostanziali nel intracellulare di Ca ²⁺ omeostasi o Ca ²⁺ rimodellamento nel cervello di invecchiamento tra cui il differenziale Ca ²⁺ risposte indotte da agonisti del recettore NMDA in una prospettiva a lungo termine colture di neuroni dell'ippocampo . Il metodo comprende una descrizione dettagliata della cultura di neuroni ippocampali di ratto e il monitoraggio di citosolici e mitocondriali Ca ²⁺ concentrazioni da fluorescenza e l'imaging bioluminescenza in singoli neuroni rispettivamente. Imaging di fluorescenza di citosoliche Ca ²⁺ in neuroni in coltura è una procedura standard. Tuttavia, questo metodo è meno affidabile per subcellulare Ca ²⁺ misure tra cui mitocondriale Ca ^2+. Le ragioni di questa includono la mancanza di una corretta mirati sonde sintetiche e affinità inadeguato per ^Ca 2 + concentrazioni che possono cambiare nei mitocondri dal livello di micron basso anche per il livello di mm. L'utilizzo di Ca ²⁺ sonde a base di proteine ​​come ad esempio equorina, ha permesso di organelli subcellulari di targeting e l'utilizzo di derivati ​​diversi Ca ²⁺ affinità utilizzando diversi coelenterazines o sonde mutanti privi specifico Ca ²⁺ siti di legame ^15. In questo modo, bioluminescenza di cellule che esprimono equorina mitocondri mirati può consentire il monitoraggio dei mitocondriali di Ca ²⁺ concentrazioni in singoli neuroni. Tuttavia, questa procedura può richiedere l'uso di macchine fotografiche di conteggio di fotoni o telecamere CCD ultrasensibili per bioluminescenza ^16-18. Questo metodo può produrre nuovi risultati che dovrebbero essere confermata in più establmodelli mentata invecchiamento del cervello come, ad esempio, fette di cervello da vecchi animali.

Protocollo

Etica Dichiarazione: procedure che coinvolgono soggetti animali sono stati trattati secondo protocolli approvati dalla struttura alloggiativa animale Valladolid University in accordo con la Convenzione europea 123 / Consiglio d'Europa e la direttiva 86/609 / CEE.

1. Breve e Lungo Periodo Cultura di ratto neuroni dell'ippocampo

1. Preparazione di poli-D-lisina rivestito, 12 coprioggetto mm vetro.
   1. Sterilizzare 12 mm di diametro vetrini in etanolo per almeno 24 ore. Lasciarli asciugare in condizioni sterili.
   2. Distribuire i coprioggetti su una striscia di parafilm in una capsula di Petri. Coprire la superficie di ogni coprioggetto con 200 ml di 1 mg / ml di poli-D-lisina. Consenti il ​​trattamento O / N.
   3. Il giorno dopo, lavare i coprioggetti con doppio acqua sterile distillata ogni 15 minuti per 90 minuti in condizioni di sterilità.
   4. Riempire un piatto a quattro ben multidish con 500 ml di Neurobasal cultura medio per pozzetto. Neurobasal cultura medio dovrebbe essere integrata conSiero fetale bovino 10%, 2% B27, 1 mg / ml di gentamicina e 2 mM L-glutammina.
   5. Mettere i coprioggetti nella piastra multidish. Mantenerli in un umidificata 37 ° C e 5% di CO _{2 incubatore} fino al momento dell'uso.
2. Isolamento di neuroni dell'ippocampo di ratti neonati.
   1. Preparare 1,8 ml di soluzione di papaina (direttamente acquistato) in un flaconcino (20 ml / ml) in condizioni sterili: Per ottenere una concentrazione finale di 20 ml / ml aggiungere circa 40 microlitri papaina in 1,8 ml di Hank di più il 0,6% di BSA (ml devono essere calcolate a seconda delle condizioni del fornitore). Hank 0,6% BSA viene preparato miscelando 85 ml di HBSS media con 15 ml di albumina sierica bovina 4% (BSA, preparata risolvendo 4 g di BSA in 100 ml HBSS). Preparare in una cappa sterile.
   2. Incubare la papaina in Hank più 0,6% BSA per 30 min a 37 ° C prima dell'uso. Filtrare la soluzione con un filtro da 0,22 micron prima dell'uso.
   3. Preparare F-12 di media di Ham con l'aggiunta di DulbeccoModificato Media polvere dell'Aquila (13,5 g per l) in 900 ml di acqua distillata sterile doppio. Quindi aggiungere 6 g HEPES e 336 mg _NaHCO3 e regolare il pH a 7,42 con NaOH 4 N. Aggiungere acqua sterile per ottenere una soluzione 1 L e filtrata utilizzando un polietersulfone 0.20 micron (PES) bottiglia filtro superiore. Portare questo processo in una cappa sterile. Infine saturare la soluzione con CO ₂ in condizioni sterili prima dell'uso. Soluzioni Conservare a 4 ° C e usarli refrigerata.
   4. Eutanasia neonato (P0) cuccioli di ratto per decapitazione e lavare la testa in sterili medio HBS. Aprire il cranio con l'aiuto di forbici sterili. Estrarre il cervello con una spatola e lavare rapidamente in F-12 di media di Ham.
   5. Effettuare un taglio diagonale con l'aiuto di un bisturi in ciascun emisfero (Figura 1B), e portarlo ad una piastra di Petri contenente F-12 di Ham medie.
   6. Meningi Scartare con attenzione con l'aiuto di pinze dissezione e sotto una lente di ingrandimento.
   7. Identificare l'ippocampo in un luogo caratteristico concava sulla corteccia con lente di ingrandimento. Poi, separare l'ippocampo dalla corteccia tirando con attenzione di una frontiera e la rimozione dalla sua posizione con le forbici occhi.
   8. Trasferire il tessuto dell'ippocampo ad una piastra di 4 ben riempita con mezzo sterile di Hank priva di Ca ²⁺ e Mg ²⁺ più dello 0,6% di BSA e lavare il tessuto dell'ippocampo. Senza rimuovere i mezzi di taglio del tessuto in piccoli pezzi (circa 2 x 2 mm) utilizzando le stesse forbici occhio.
   9. Trasferimento pezzi di ippocampo di un flaconcino contenente 1,8 ml di soluzione di papaina pre-filtrata. Poi li incubare a 37 ° C, con occasionale, agitando delicatamente. 15 minuti più tardi, aggiungere 90 ml di soluzione di DNasi I (50 mg / ml finale) e incubare per 15 minuti supplementari.
   10. Trasferire il tessuto in una provetta da centrifuga da 10 ml e lavare i frammenti con fresco Neurobasal Cultura Media. Ottenere sospensione cellulare passando frammenti di tessuto attraverso una plastica pip 5 mlette.
   11. Sospensione cellulare a 160 xg Centrifugare per 5 min. Rimuovere il surnatante con una pipetta Pasteur di plastica sterile e sospendere accuratamente pellet con 1 ml automatizzati pipetta in 1 ml di terreno di coltura Neurobasal.
   12. Misurare la densità cellulare utilizzando una camera di conteggio Neubauer. Mettere il vetrino di vetro sopra la camera di Neubauer. Aggiungere 10 ml di sospensione cellulare. Assicurarsi che la sospensione cellulare entra in modo uniforme e senza fare bolle camera. Contare il numero di cellule al microscopio ed eseguire calcoli corrispondenti per ottenere una goccia adatto di 40-80 ml ​​contenente 30 x 10 ³ cellule. Il numero totale di cellule dipenderà dal numero di animali utilizzati.
3. A breve termine e la cultura a lungo termine dei neuroni dell'ippocampo di ratto.
   1. Sul piatto quattro ben multidish contenente 500 ml di Neurobasal cultura medio preparato prima e conservati in incubatrice, piastra di circa 30 x ¹⁰ 3 cellule in una goccia di circa 50 microlitri per ognipozzetto della piastra multidish contenente un poli-D-lisina rivestite, 12 mm coprioggetto di vetro di diametro.
   2. Mantenere cellule dell'ippocampo primarie in un umidificata 37 ° C e 5% di CO _{2 incubatore} per 2-5 giorni in vitro (DIV, a breve termine, i giovani culture) o> 15 DIV (a lungo termine, di età compresa tra culture) prima di esperimenti senza cambiare la cultura media.

2. imaging di fluorescenza della Ca citosolico ^{2 +} Concentrazione

1. Preparazione delle soluzioni di prova per l'imaging di fluorescenza.
   1. Preparare una soluzione esterna salina HEPES-buffered (HBS) contenente, in mM: NaCl 145, KCl 5, MgCl ₂ 1, CaCl ₂ 1, il glucosio 10, sodio-HEPES 10 (pH 7.42).
   2. Preparare una soluzione esterna, ^Mg 2 + -free, salino HEPES-buffered (HBS) contenente, in mM: NaCl 146, KCl 5, CaCl ₂ 1, il glucosio 10 e HEPES 10 (pH 7.42).
   3. Risolvere salina NMDA in ^Mg 2 + -free, HEPES-buffered (HBS) ad una finaconcentrazione l di 100 micron e integrare con 10 mM glicina.
   4. Preparare una soluzione contenente KCl HBS invece di NaCl risolvendo (in mM): 145 KCl, MgCl ₂ 1, _CaCl 2 1, glucosio 10 e 10 HEPES (pH 7.42).
2. Caricamento di cellule dell'ippocampo con sonda fluorescente calcio fura2 / AM.
   1. Prendere la coltura cellulare contenente lamelle via l'incubatore e lavarli con HBS media a temperatura ambiente per il conferimento ad una nuova piastra multidish quattro pozzetti contenenti 500 ml di HBS per pozzetto.
   2. Incubare le cellule con fura2 / AM 4 micron (preparati nello stesso mezzo HBS) per 60 minuti a temperatura ambiente (25 ° C) in un luogo buio.
   3. Dopo 60 minuti, lavare coprioggetto con fresco medio HBS.
3. Registrazione di immagini di fluorescenza di citosolico [Ca ^2+] in cellule in coltura.
   1. Accendere la lampada, microscopio, sistema di perfusione, fotocamera fluorescenza e computer.
   2. Mettere i coprioggetti in una piattaforma per termostatatoaperto 12 coprioggetto mm di vetro sul palco del microscopio invertito e selezionare un campo microscopico utilizzando un obiettivo 40X (olio, NA: 1.3). Profumato cellule continuamente con pre-riscaldato (37 ° C) HBS medie assenza o presenza di sostanze di prova. Mantenere il flusso ad una velocità di circa 5-10 ml / min.
      Nota: sistema di perfusione delle cellule per cellule viventi è montato in una piattaforma per termostatato aperta 12 coprioggetto mm vetro. 8 linee di sistema perfusione gravità-driven dotati di posizionatore viene utilizzato per perfusione soluzioni. Pompa da vuoto è responsabile per la rimozione di ogni eccesso. Le soluzioni vengono riscaldati mediante un sistema di riscaldamento a tubo.
   3. Acquisire un'immagine di sfondo con l'otturatore chiuso ad entrambe le lunghezze d'onda di eccitazione.
   4. Epi-illuminare le cellule alternativamente a 340 e 380 nm. Luce Record emessa a 520 nm ogni 5-10 sec con una telecamera a fluorescenza, che viene filtrato da un specchio dicroico fura-2.
   5. Quando il periodo di registrazione è terminata, memorizzare la sequenza completa oimmagini f emessi a 520 nm nel computer per ulteriori analisi.
4. Analisi di immagini fluorescenti registrate.
   1. Aprire il file esperimento. Utilizzando il software aquacosmos, clicca su 'Rapporto' e selezionare l'intervallo rapporto desiderato. Calcolare il rapporto di pixel per pixel nelle immagini risultanti per ottenere una sequenza di immagini di rapporto.
   2. Sottrarre sfondo regolando l''eliminazione sfondo'. Premere 'calcolo start'.
   3. Premere 'ogni momento sequenza' pulsante e cancellare le antiche regioni di interesse (ROI). Per l'analisi quantitativa delle singole cellule, stabilire nuove regioni di interesse o ROI corrispondenti ai singoli neuroni. Media tutti i valori del rapporto di ciascun pixel corrispondenti a ciascun ROI e ogni immagine per ottenere una registrazione di valori di fluorescenza di rapporto per i singoli ROI (celle).
   4. Per rappresentare graficamente le singole registrazioni esportare i valori di rapporto di fluorescenza corrispondenti ad ogni ROI un progr graficaam.
   5. Effettuare i calcoli corrispondenti per stimare la dimensione degli aumenti in rapporto fluorescenze in risposta a ciascuna stimolazione utilizzando un'analisi dei dati adatto e grafici software.

3. bioluminescenza Imaging di mitocondriale Ca ²⁺ Concentrazione

1. La trasfezione di neuroni dell'ippocampo in coltura con il plasmide mitGAmut.
   NOTA: Le cellule vengono prima trasfettate con il plasmide mitGAmut contenente una sequenza mitocondri mirati e un aequorina mutata priva di un sito di legame di Ca ²⁺ fusa alla proteina verde fluorescente (GFP). Questa costruzione rileva grandi aumenti in mitocondriale Ca ²⁺ assorbimento e permette l'identificazione di cellule trasfettate da fluorescenza GFP. Il plasmide è stato sviluppato e gentilmente fornito da P. Brulet e collaboratori ¹⁸ (CNRS, Parigi).
   1. Preparare Neurobasal TF, contenente Neurobasal Cultura Media, privo siero fetale bovino, B27, gentamice 2 mM L-glutammina.
   2. Preparare 50 ml di Neurobasal TF oltre 2,5 ml di reagente di trasfezione in un flaconcino (soluzione A). Preparare 50 ml di Neurobasal TF più 4 mg mitGAmut plasmide in un flaconcino (soluzione B). Aggiungere delicatamente soluzione B sopra soluzione A. Consentire miscelazione durante 20 minuti, senza agitare.
   3. Trasferire i coprioggetti contenenti neuroni dell'ippocampo a nuove piastre multidish contenenti 200 ml di Neurobasal fresco TF.
   4. Aggiungere goccia a goccia 100 ml di soluzione A + B su ogni vetrino. Incubare per 30 min. Rimuovere il supporto. Lavare una volta cellule con Neurobasal fresco TF. Ritorna i coprioggetti all'originale Neurobasal Cultura Media.
   5. Neuroni di coltura per altre 24 ore a 37 ° C e 5% di CO ₂ dopo la trasfezione per consentire l'espressione efficace e la destinazione della sonda.
2. Preparazione delle soluzioni di prova per l'imaging bioluminescenza.
   1. Preparare le soluzioni HBS contenenti NMDA 100 micron o 145 mM KCl comesopra (punto 2.1). Preparare la soluzione HBS contenente 10 mM Ca ²⁺ più digitonina 100 micron.
3. Ricostituzione di equorina mitocondri mirati con coelenterazine n.
   1. Coprioggetto trasferimento contenenti neuroni dell'ippocampo transfettate ad una piastra di quattro pozzetti contenenti 200 ml di HBS.
   2. Aggiungere 4 ml di coelenterazine n (200 micron) per 200 ml di HBS per una concentrazione finale di 4 micron e mescolare delicatamente. Incubare per 2 ore a temperatura ambiente (25 ° C) e al buio.
4. Registrazione di immagini bioluminescenza di mitocondriale [Ca ^2+].
   1. Accendere il microscopio, la lampada, il sistema di perfusione, fotocamera bioluminescenza e il computer.
   2. Trasferimento coprioggetti ricostituiti per un termostatato (37 ° C) camera di perfusione e profumato continuamente con soluzione pre-riscaldato HBS ad una velocità di 5-10 ml / min.
   3. Utilizzando un obiettivo 40X (olio, NA: 1.3), selezionare un campo microscopico che contiene le cellule che esprimono l'unapoaequorins come dimostrano emissione di fluorescenza associata con l'espressione di proteine ​​verde fluorescente (GFP) usando i filtri FITC. Un tipico campo può contenere 1-2 cellule transfettate. Acquisire l'immagine fluorescenza GFP, utilizzando una camera CCD.
   4. Spegnere la luce microscopio. Rimuovere la scatola-dicroico contenente situato nella via luce. Spegnere la luce di eccitazione e chiudere al buio-box per la completa oscurità.
   5. Profumato cellule a 5-10 ml / min con HBS medie, con o senza soluzioni di test pre-riscaldato a 37 ° C.
   6. Cattura immagini emissioni fotoniche ogni 10 sec con una macchina fotografica conteggio di fotoni maneggiato con un processore di immagine.
   7. Al termine di ogni esperimento, permeabilize cellule con 0,1 mM digitonina in 10 mM CaCl ₂ in HBS per liberare tutti i rimanenti emissioni fotonici.
      Nota: Queste emissioni fotoniche devono essere sommati al fine di stimare le emissioni totali fotonici, un valore richiesto per la calibrazione di Ca ²⁺ concentrazioni <./ li>
   8. Conservare immagini bioluminescenza nel computer l'immagine di fluorescenza GFP associata con catturati prima di imaging conteggio dei fotoni.
5. Analisi di immagini bioluminescenza riflettono mitocondriale [Ca ^2+].
   1. Quantificare le emissioni fotoniche utilizzo di software specifici. Emissioni fotonici possono essere convertiti mitocondriale Ca ²⁺ libera concentrazione ([Ca ^2+] _mit) utilizzando l'algoritmo descritto da Brini et al. ^15.
   2. Aprire l'immagine fluorescenza GFP esperimento e. Seleziona regioni di interesse (ROI) con l'ausilio di software specifici disegnando la forma delle cellule trasfettate secondo le immagini di fluorescenza catturate all'inizio dell'esperimento.
   3. Incollare le stesse ROI su ogni immagine. Totale emissioni fotoniche in ogni ROI sono calcolate con un software specifico per ottenere il valore di emissione di luminescenza (L) per ogni cella in ciascun punto nel tempo.
   4. Sommate tutte le emiss fotonicaioni nelle immagini bioluminescenza, compresi quelli ottenuti dopo digitonina permeabilizzazione, utilizzando il software specifico, per ottenere un'immagine bioluminescenza contenente tutte le emissioni fotonici.
   5. Valore delle esportazioni di emissioni fotonici per ogni regione di interesse per un software specifico per i calcoli. Per fare questo, fare clic su 'grafico', al fine di calcolare i valori bioluminescenza per ogni ROI in ogni momento. Seleziona 'valore totale' e 'usare il ROI corrente a tutte le immagini. Premere 'Calcola'. Salvare il 'txt.file' ed esportare i dati di un foglio di lavoro. Per ogni ROI, [Ca ^2+] _mit è calcolato utilizzando il seguente algoritmo:
      
      [Ca ^2+] (M) = [R + (R · K _TR) - 1] / [K _R - (R · K _R)];
      
      dove,
      R = [L / _(totale λ L)] ^{1 / n}
      L è la luminescenza emessa al momento della misurazione in ciascuna regione di interesse.
      L _{totale è}la luminescenza totale rimanente dopo l'aggiunta dei conteggi presenti nel tessuto in quel momento al momento della misurazione per ciascuna regione di interesse. λ, K _TR, K e _R n sono costanti i cui valori dipendono combinazione di equorina (wild type o mutato) e coelenterazin utilizzato (wild type o tipo n) e la temperatura ¹⁶ registrazione. Per la combinazione qui utilizzato (mutato AEQ e coelenterzine n), a 37 ° C, abbiamo utilizzato i seguenti valori: K _R = 8.47 x ¹⁰ 7, K _TR = 165.6 x 10 ^3, n = 1.204 e λ = 0,138.
6. Effettuare i calcoli corrispondenti per stimare la dimensione degli aumenti di bioluminescenza in risposta ad ogni stimolo utilizzando un'analisi dei dati adatto e grafici software.

Risultati

Qui si descrive un metodo semplice per valutare Ca ²⁺ rimodellamento e gli effetti di NMDA sulla citosolica e mitocondriale [Ca ^2+] nei neuroni età. La figura 1 mostra lo schema del procedimento per l'isolamento e la coltura neuroni ippocampali di ratti neonati. Prima di iniziare, abbiamo bisogno di preparare sterili, rivestiti, vetrini poli-D-lisina e localizzarli in un piatto 4-bene. Poi, ratti neonati vengono uccisi e il cervello rimossi. Dopo aver isolato l'ippocampo, il tessut...

Discussione

La ristrutturazione di Ca ²⁺ intracellulare omeostasi nel cervello che invecchia è stata collegata alla perdita cognitiva, aumentata suscettibilità alle ischemico danni, eccitotossicità e neurodegenerazione. Per studiare questa ipotesi in vitro, le procedure di imaging Ca ²⁺ sono disponibili. Purtroppo, colture vitali di vecchi neuroni dell'ippocampo non sono affidabili. Recentemente, è stato osservato che le culture a lungo termine di ratto hippocampal neuroni presenti molte delle car...

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Terreno per coltura neurobasale	Gibco	21103-049
HBSS medio	Gibco	14170-088
Ham's F-12 medio	Gibco	31330-038
DNasi I (da pancreas bovino)	Sigma	D5025-15KU
Bobine fetali Siero	Lonza	DE14-801E
B27	Gibco	17504-044
Gentamicin	Gibco	15750
L-glutammina	Gibco	25030-032
vetrini coprioggetti in vetro da 12 mm	Labolan	0111520/20012
Papain	Worthington	LS003127
placche multipiatto a 4 pozzetti	Nunc	176740
Piastre Petry	JD Catalan s.l.	2120044T
Pipette sterili	Fisher Scientific	431030
Fura2-AM	Life Technologies	F1201
Lipofectamine2000	Invitrogen	11668-027
Celenterazina n	Biotium	BT-10115-2250 uG
Digitonin	Sigma	D5628
NMDA	Sigma	M3262
Glycine	Sigma	50046
Zeiss Axiovert S100 Microscopio TV	Carl Zeiss Inc.
Sistema di illuminazione Xcite	Telecamera a
ORCA ER	Hamamatsu
Telecamera CCD per conteggio fotoni VIM	Hamamatsu
VC-8 Regolatore valvola	Warner Instruments
SH-27B	Warner Instruments
Aquacosmos Software	Hamamatsu Photonics