È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Tutta Monte dissezione e immunofluorescenza del topo adulto Coclea

58.6K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/53561

⸱

1 gennaio 2016

 , 
1Department of Surgery, Division of Otolaryngology, Southern Illinois University, School of Medicine, 2Department of Pharmacology, Southern Illinois University, School of Medicine

In questo articolo

Sommario

Vi presentiamo un metodo per isolare l'organo del Corti adulta come tre turni intatte cocleari (apice, il medio e basso). Abbiamo anche dimostrare una procedura per immunocolorazione con anticorpi con tag fluorescenza. Insieme, queste tecniche consentono lo studio di cellule ciliate, cellule di supporto, e altri tipi di cellule trovato nella coclea.

Abstract

L'organo di Corti, alloggiato nella coclea dell'orecchio interno, contiene cellule ciliate meccanosensoriali e cellule di supporto circostanti che sono organizzate a forma di spirale e hanno un gradiente tonotopico per la rilevazione del suono. La coclea del topo è lunga circa 6 mm e spesso divisa in tre giri (apice, centro e base) per l'analisi. Per studiare la perdita cellulare, la divisione cellulare o l'espressione genica a mosaico, è utile l'intera montatura o la preparazione della superficie della coclea. Questo metodo di dissezione consente la visualizzazione di tutte le cellule all'interno dell'organo di Corti se combinato con l'immunocolorazione e la microscopia confocale per visualizzare le cellule su diversi piani dell'asse z. Da queste immagini z-stack è possibile ottenere anche più sezioni trasversali ottiche. Inoltre, il metodo di dissezione dell'intera montatura può essere utilizzato per la microscopia elettronica a scansione, sebbene sia necessario un metodo di fissazione diverso. Qui, presentiamo un metodo per isolare l'organo di Corti sotto forma di tre giri cocleari intatti (apice, medio e base). Questo metodo può essere utilizzato per topi di età compresa tra una settimana e l'età adulta e differisce dalla tecnica utilizzata per i campioni neonatali in cui la calcificazione della coclea è incompleta. Una versione leggermente modificata può essere utilizzata per la dissezione della coclea di ratto. Dimostriamo anche una procedura per l'immunocolorazione con anticorpi marcati in fluorescenza.

Introduzione

La coclea a forma di spirale dell'orecchio interno, contenuto all'interno l'osso temporale, ospita l'organo del Corti, l'organo sensoriale uditivo fine nei mammiferi. La coclea è tonotopically organizzato e comunemente suddivisa in apicale, centrale e basale giri corrispondente alle regioni di frequenze diverse con rilevamento del suono ad alta frequenza nella base e il rilevamento a bassa frequenza nel vertice 1. Le cellule cigliate, le cellule meccanosensoriali dell'organo di Corti, eseguire la lunghezza della coclea, della lunghezza di circa 6 mm in topi 2,3. Queste cellule convertono l'energia meccanica delle onde sonore, che sono trasmessi attraverso il labirinto membranoso pieno di liquido, in segnali neurali che vengono elaborati dalle strutture uditive centrali. La tecnica qui descritta fornisce un metodo per preparare supporti interi dell'organo di Corti dopo calcificazione della coclea è completa (per i campioni che vanno da una settimana di vita adulta). Vi presentiamo anche un metodo per immunostavorazio il tutto montato tessuti cocleare. Supporti interi cocleari sono cruciali per la visualizzazione di tutte le cellule dei capelli e circostante cellule di sostegno nei loro arrangiamenti spaziali naturali e consentire l'analisi in tre dimensioni con l'uso della microscopia confocale.

Drs. Hans Engstrom e Harlow Ades originariamente descritto un intero metodo di montaggio dissezione cocleare nel 1966. Hanno dettagliato una tecnica per fissare rapidamente e sezionare coclee calcificata immersi in un liquido da una varietà di mammiferi, preservando brevi segmenti intatti dell'organo del Corti per l'analisi microscopica 4. La dissezione di un unfixed, calcificata ratto coclea è stato illustrato in un video didattico 5. Drs. Barbara Bohne e Gary Harding alla Washington University fatto diverse modifiche importanti a questo metodo. Nella loro versione del metodo cocleare tutto il monte, l'osso temporale era decalcificata, incorporato nella plastica, e cinque semi-spire o dieci quarti di giri erano dissezioneted 6,7. Dr. Charles Liberman e colleghi Eaton Peabody Laboratories, Massachusetts Eye e Ear Infirmary, modificato questa tecnica in modo che embedding plastica non è stato richiesto 8. Ulteriore modifica della tecnica si è verificato nel laboratorio del Dr. Jian Zuo in Ospedale dei Bambini St. Jude 9-12, che ha informato il metodo di dissezione presentato qui. Usiamo una strategia diversa per accedere al dell'organo del Corti di Bohne e Liberman, che permette l'isolamento di apicale completo, medio, e si gira basali. Così il tessuto sezionato è più grande e meno probabilità di essere perso o danneggiato durante i processi di dissezione e di immunoistochimica. Inoltre, l'attuale metodo facilita misura della distanza dalla punta apicale o gancio basale per identificare una regione di frequenza.

Anche se molti laboratori svolgono immunocolorazione del tessuto cocleare, non è chiaro in cui questo metodo ha avuto origine. Di conseguenza ci sono varie ricette per il blocco buffers e buffer di incubazione anticorpo che possono influenzare le prestazioni di anticorpi primari individuali. Qui, presentiamo un metodo per immunocolorazione con anticorpi targhette fluorescenza che è applicabile agli anticorpi più comunemente usati nel campo uditivo.

La forma complessa della coclea, delicata struttura dell'organo del Corti, e encasement ossuto forniscono una sfida per l'analisi istologica e biochimica. Una varietà di tecniche sono attualmente utilizzati nel campo dell'udito di superare queste caratteristiche difficili e visualizzare le cellule all'interno dell'organo di Corti, ogni tecnica con i suoi vantaggi e svantaggi. Il protocollo presentato qui permette per tutta la dissezione monte della coclea topo adulto e, con leggera modifica, può potenzialmente essere utilizzato per esaminare le strutture critiche all'interno del coclee da una varietà di altri organismi modello utilizzato in campo.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Etica Dichiarazione: procedure che coinvolgono soggetti animali sono stati approvati dalla cura degli animali istituzionale e del Comitato uso alla Southern Illinois University School of Medicine.

1. Estrazione di temporali Ossa

  1. Identificare ossa temporali nella base del cranio del mouse 13 e raschiare via nervi cranici con pinze modello standard.
  2. Posizionare forcipe modello standard con la punta della capsula otica e con il pollice della mano opposta stampa verso il basso sul canale semicircolare posteriore per rimuovere la coclea incapsulato.
  3. Liberare la metà inferiore dell'osso temporale dal cranio manualmente con il pollice e l'indice o utilizzando 10,5 cm forbici sottili.

2. Post-fix temporali Ossa

  1. Mettere ossa temporali in 2 ml microprovette contenenti 250-500 microlitri 4% paraformaldeide (PFA) diluito in 10 mM tampone fosfato (PBS) pH 7.4 e incubmangiato a temperatura ambiente per 2-20 ore.
    NOTA: Non è necessaria l'apertura della calotta apicale o iniezione di PFA nella rotonda o finestra ovale. Consiglia di utilizzare metanolo gratuito, ultra-pura, microscopia elettronica (EM) di grado PFA che può essere acquistato ad una concentrazione del 16% in flaconcini di vetro. Una volta che una fiala viene aperto e diluito 1: 4 in PBS, facendo una soluzione al 4%, può essere utilizzato per un massimo di 2 settimane se conservato a 4 ° C (Alcuni anticorpi richiedono breve fissazione e altri possono tollerare O / N (O / N) fissazione).

3. decalcify temporali Ossa

  1. Dopo la fissazione, rimuovere PFA con una pipetta e sostituirlo con 120 mm di acido etilendiamminotetraacetico (EDTA), poco più di 2 ml. Assicurati di riempire l'intera 2 ml provetta per evitare bolle d'aria quando il tubo è chiuso.
    1. In caso contrario decalcificazione immediatamente, sostituire PFA con PBS 10 mM pH 7.4 e conservare i campioni a 4 ° C
      NOTA: Dopo la fissazione, ossa temporali possono essere conservati per variabLe quantità di tempo prima di decalcificazione seconda delle antigeni esaminata.
  2. Porre le provette su end-over-end dei rotatori e ruotano a 4 rpm a temperatura ambiente. Cambiare soluzione EDTA quotidiano con una pipetta. Lunghezza della decalcificazione dipende dall'età del campione e la preferenza del scienziato fare la dissezione.
    1. Incubare ossa temporali in EDTA utilizzando le seguenti linee guida per i tempi di incubazione:
      Per i campioni postnatale giorno (P) 8 a P15: 2-4 ore; Per i campioni di P15 P21: O / N; Per i campioni di P21 P30: 2 O / N; Per i campioni di età superiore a P30: 3 o più O / N.
      NOTA: i tempi di decalcificazione sono soggetti alle preferenze degli utenti e possono essere estesi a seconda delle necessità. Decalcificazione tempo può essere ridotto cambiando la soluzione di EDTA due volte al giorno, circa 8 ore a parte. Alcuni laboratori aggiungi 1% PFA alla soluzione EDTA quando decalcificazione per più di 3 giorni di tempo per evitare la contaminazione.
  3. Per determinare se il campione è adeguatamente decalcificata, posizionare ossa temporali ona silicone elastomero rivestito piatto dissezione e premere delicatamente pinze sulla coclea a forma di chiocciola. Se il tessuto è spongey, allora decalcificazione è completa.
  4. Una volta che la decalcificazione, rimuovere EDTA con una pipetta e aggiungere 500 ml di -1.000 10 mM PBS pH 7,4. Conservare i campioni a 4 ° C fino al momento di sezionare.

4. Creare silicone elastomero rivestite Dish Dissection

  1. Unire la base e il catalizzatore di un kit incapsulante elastomero siliconico in base alle istruzioni del produttore e mescolare accuratamente.
  2. Aggiungere circa 2-3 cucchiai di polvere di carbone fino a quando la soluzione è di colore nero e mescolare bene.
    NOTA: l'inchiostro liquido o carbone liquido non si mescolano con la soluzione e non possono essere utilizzati. Kit elastomero incapsulante silicone possono essere acquistati in nero, permettendo passo 4.2 a essere omesso.
  3. Versare la soluzione in 60 mm di vetro o scatole Petri in plastica, riempimento sufficiente a rivestire il fondo. Se bubbles sono presenti, sfoglia con l'aria sulla superficie. Lasciate riposare almeno 24 ore a temperatura ambiente per impostare.
    NOTA: piatti elastomero silicone può essere utilizzato più volte per anni. Tuttavia non utilizzare l'etanolo per la pulizia, in modo da causare il elastomero siliconico di crack.

5. intero monte dissezione della coclea (per P7 e campioni più vecchi)

  1. Separare il giro basale da curve medio / apicali
    1. Posizionare un osso temporale decalcificata in un piatto dissezione elastomero siliconico rivestite riempita per due terzi con 10 mM PBS pH 7.4 e utilizzare un microscopio dissezione stereo per i seguenti passaggi.
    2. Tenere l'osso temporale nella regione vestibolare con # 4 o # 5 pinze gioiellerie dritto e con 5 mm di forbici a molla Vannas-Tubinga, tagliare l'eccesso di tessuto capsula otica lungo i lati e sopra l'apice.
    3. Utilizzando 2,5 mm Vännäs forbici a molla, inserire una lama nella finestra ovale e fare diversi piccoli tagli lungo la spirale legamento / lateraleparete del giro basale.
    4. Utilizzando 5 mm forbici primavera Vannas-Tubinga, inserire una lama nella regione appena tagliato e posizionare l'altra lama sulla parte esterna dell'osso temporale, mediale alla finestra ovale. Questo taglio separa il giro basale da curve medio e apicale.
  2. Dissezione completa del giro basale.
    1. Utilizzando 2,5 mm Vännäs forbici primavera, tagliare le fibre nervose spirale gangliari che si connettono al modiolus per allentare la tensione nel giro basale e tagliare sotto il giro basale a separarsi da organi vestibolari.
    2. Utilizzando 2,5 mm Vännäs forbici a molla, effettuare una serie di piccoli tagli per rimuovere il / parete laterale spirale legamento da sopra e sotto l'organo di Corti. Utilizzare # 4 o # 5 pinze gioielliere dritto per guidare il tessuto. Pin le fibre nervose spirale gangliari al rivestito-elastomero piatto dissezione di silicone, ma non tenere su questa regione come il tessuto si strappa.
    3. Durante le fasi precedenti, alcuni dei Membran di Reissnere sarà spesso rimosso. Se qualcuno rimane ancora, afferrare la membrana della Reissner con una pinza # 4 o # 5 gioiellerie dritto e tirare via dal organo del Corti.
      NOTA: La membrana tectorial è raramente visibile e in genere galleggia via senza la necessità di una fase specifica per la rimozione.
    4. Infine fare diversi tagli per ridurre lo spessore degli assoni spirale gangliari, per far girare il più piatto possibile e utilizzare # 4 o 5 # pinze gioielliere dritto per trasferire il giro basale sezionato, afferrando le rimanenti assoni del ganglio a spirale, a una piastra 48 pozzetti (o una diapositiva da camera) contenente ~ 500 ml di 10 mM PBS pH 7,4.
  3. Mezzo separata e curve apicali
    1. Posizionare i restanti due terzi della coclea, parte apicale verso il basso.
    2. Utilizzando 2,5 mm Vännäs forbici a molla, inserire una lama nei media Scala, dove il turno di mezzo utilizzato per essere collegato al giro basale, e fare diversi piccoli tagli lungo il / parete laterale spirale legamento di the turno centrale.
    3. Utilizzando 5 mm forbici primavera Vannas-Tübingen, inserire una lama nella regione appena tagliato con il blocco di supporto centrale posto sulla parte superiore della lama, e posizionare l'altra lama sul lato esterno del labirinto osseo, a un angolo di punta apicale 90 o. Questo separa la svolta mezzo dalla svolta apicale.
  4. Dissezione completa del blocco di supporto centrale in modo simile al giro basale (vedi i punti 5.2.2 a 5.2.4).
  5. Dissezione completa del turno apicale.
    1. Utilizzando 2,5 mm Vännäs forbici a molla, aprire il tappo che copre il turno apicale. Dissezione completa in un modo simile al giro basale (vedere i passi 5.2.2 a 5.2.4).
      NOTA: dissecato giri cocleari possono essere memorizzati in 10 mM PBS pH 7,4 in una piastra a 48 pozzetti (o camera di scorrimento) a 4 ° C per diverse settimane prima immunocolorazione. Tuttavia PBS evapora e deve essere rifornito periodicamente e stoccaggio più di 2 - 3 settimane può provocare la crescita batterica o fungina sultessuto che può diminuire la qualità dell'immagine. Si consiglia di conservazione a lungo termine di campioni come ossa temporali undissected.

6. Immunostaining con fluorescenza Tagged Anticorpi

  1. Dopo la dissezione, memorizzare ogni turno cocleare in un pozzo separata in una piastra da 48 pozzetti (o una diapositiva da camera), immerso in ~ 500 ml di 10 mM PBS pH 7,4. Per ciascuna delle seguenti fasi del turno cocleare deve essere immerso in un liquido, non galleggia sulla parte superiore o attaccato al lato del bene.
    NOTA: Quando si rimuove liquido da ciascun pozzetto, è facile perdere i giri cocleari o aspirare nella punta della pipetta. Modifica soluzioni con una punta della pipetta 200 microlitri utilizzando un ambito dissezione aiuterà a prevenire questo.
  2. Usando una pipetta, rimuovere PBS da ogni pozzetto e sostituirlo con ~ 200-300 ml per pozzetto di bloccare / soluzione permeabilizzazione (1% Triton X-100, 1% di albumina sierica bovina (BSA), e siero di capra normale il 10% (NGS) diluito in 10 PBS mm PH 7.4). Incubare 1 ora a RT su un rotatore 3D.
    NOTA: Se un anticorpo primario utilizzato è stato fatto in una serie di capra, quindi sarà necessario un anticorpo anti-capra secondario e NGS NON deve essere utilizzato per uno dei passaggi. Siero di cavallo normale può essere utilizzato in sostituzione di NGS.
  3. Rimuovere soluzione bloccante / permeabilizzazione con una pipetta e sostituirlo con ~ 100 microlitri per pozzetto di soluzione di anticorpo primario (0,1% Triton X-100, 1% BSA e 5% NGS diluito in PBS 10 mM pH 7,4). Il fattore di diluizione per ogni anticorpo primario varia. Incubare O / N (minimo 14 ore) a 4 ° C su un rotatore 3D.
    NOTA: Se si usa più di un anticorpo primario, tutti possono essere combinati nella stessa soluzione per l'incubazione, basta assicurarsi che ogni anticorpo primario ha un host diverso.
  4. Rimuovere la soluzione primaria di anticorpi con una pipetta ed eseguire 3 lavaggi di 10 mm PBS pH 7,4 a ~ 500 microlitri per bene. Ogni lavaggio incuba un minimo di 5 minuti a temperatura ambiente su un rotatore 3D.
  5. Rimuovere ultima PBS lavata con una pipetta e sostituire con ~ 100 ml per pozzetto di soluzione di anticorpo secondario (0,1% Triton X-100, 1% BSA, e 5% NGS diluito in 10 mM PBS pH 7,4). Il fattore di diluizione per ogni fluorescente contrassegnati anticorpo secondario è di solito 1: 500 o 1: 1.000. Mettere piatto 48-bene in una scatola nera per proteggere fluorescente contrassegnati anticorpi secondari dalla luce. Incubare 2-3 ore a temperatura ambiente su un rotatore 3D.
    NOTA: Se è necessario più di un anticorpo secondario, possono essere combinati nella stessa soluzione per l'incubazione. Assicurarsi che non vi è alcuna possibilità di cross-etichettatura (ad es., Utilizzando capra anti-coniglio e pollo anti-capra anticorpi secondari)
  6. Rimuovere la soluzione anticorpo secondario con una pipetta ed eseguire 3 lavaggi di 10 mm PBS pH 7,4 a ~ 500 microlitri per bene. Incubare ogni lavaggio per almeno 5 minuti a temperatura ambiente su un rotatore 3D. Tenere piatto 48-bene in una scatola nera per proteggerla dalla luce.
  7. Rimuovere ultimo lavaggio PBS utilizzando una pipetta e sostituirlo con ~ 100 pl per pozzetto di HOECHST 33342 (diluito 1: 2.000 in 10 mM PBS pH 7,4) per etichettare nuclei. Incubare 15 - 20 minuti a temperatura ambiente su un rotatore 3D. Tenere piatto 48-bene in una scatola nera per proteggerla dalla luce. NON incubare più lungo di 20 minuti.
  8. Rimuovere la soluzione Hoechst con una pipetta ed eseguire 3 lavaggi di 10 mm PBS pH 7,4 a ~ 500 microlitri per bene. Incubare ogni lavaggio per almeno 5 minuti a temperatura ambiente su un rotatore 3D. Tenere piatto 48-bene in una scatola nera per proteggerla dalla luce.
  9. Tutte le fasi possono essere estesi, tranne Hoechst incubazione, per diverse ore, se necessario. Per mettere in pausa la reazione in qualsiasi momento, basta immergere campioni in ~ 500 ul di 10mM PBS pH7.4 e conservare la piastra 48 be '(o una diapositiva da camera) a 4 ° C fino al momento di riprendere le ore di protocollo o 1 - 2 giorni dopo .

7. Montare Cochlear Attiva diapositive

  1. Etichetta vetrini con informazioni pertinenti sul campione e anticorpi utilizzati.
  2. Pipettare ~ 50 ml di supporti di montaggio sul ogni diapositiva e stia attentoper evitare bolle. Centrifugare la provetta contenente il supporto di montaggio per rimuovere eventuali bolle.
  3. Utilizzando # 4 o pinze # 5 del gioielliere dritto, afferrare gli assoni del ganglio spirale di trasferire delicatamente un giro cocleare dalla piastra 48 pozzetti alla diapositiva e posto nei media di montaggio. Montare un giro cocleare per diapositiva per evitare l'esposizione alla luce e photobleaching durante il processo di imaging.
  4. Utilizzare un microscopio dissezione stereo per garantire quel turno cocleare non sia piegata, contorto, o vicino ad una bolla d'aria. Se una di queste condizioni, pinza uso # 4 o # 5 del gioielliere dritto per riposizionare il turno cocleare.
  5. Luogo un'estremità di un coprioggetto sul vetrino e delicatamente rilasciare far cadere coprioggetto.
  6. Utilizzare un microscopio dissezione stereo per garantire che il turno cocleare non sia piegata, contorto, o vicino ad una bolla d'aria. Se una di queste condizioni, spostare delicatamente il coprioggetto avanti e indietro per riposizionare il turno cocleare.
  7. Collocare i vetriniin una cartella diapositiva in modo che essi rimangano piatti. Lasciate montaggio supporti cura O / N a temperatura ambiente (tenere al buio)
  8. Coprioggetto Seal con smalto trasparente e conservare a temperatura ambiente o -20 ° C fino a creare l'immagine. Le diapositive possono essere memorizzati in una cartella diapositiva o scivolo box.
    NOTA: Le diapositive possono essere conservati a lungo termine a -20 ° C o -80 ° C e fluorescenza verrà mantenuto per diversi mesi.
  9. Le diapositive di immagini utilizzando un microscopio confocale con la lunghezza d'onda appropriata sulla base delle anticorpi secondari utilizzati durante la procedura di immunocolorazione. Luminosità e contrasto regolazioni possono essere eseguite utilizzando il software di imaging fornito dal venditore confocale.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Presentiamo un metodo per isolare l'organo del Corti come tre giri intatte cocleari (apice, medio e base) dal tessuto cocleare che è calcificata, con gradini dissezione chiave presentati in Figura 1. Durante la prima settimana postnatale dello sviluppo, calcificazione Mouse coclea è incompleta e più semplice metodo di dissezione 13 può essere utilizzato. Utilizzando l'intero metodo di dissezione monte neonatale con coclea da P7 e anziani topi risultati...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Ci sono diversi passaggi critici per il successo dell'intero dissezione mount e immunocolorazione. Tuttavia prima di uno di questi metodi vengono eseguiti, è necessaria un'adeguata fissazione del tessuto cocleare. Si consiglia di utilizzare metanolo gratuito, ultra-pura, grado EM PFA. PFA ottenuta dalla polvere può avere tracce di metanolo e un pH instabile che diminuisce la qualità di immunofluorescenza. Altri gruppi hanno anche dimostrato che le dissezioni simili sono possibili utilizzando fissativi che ...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato supportato in parte da una sovvenzione dell'Office of Naval Research (N000141310569). L'attrezzatura della Southern Illinois University School of Medicine Research Imaging Facility è stata supportata dal National Center for Research Resources-Health (S10RR027716).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Le pinze standardFine Science Tools11000-12possono essere acquistate da altri fornitori
Forbici fini da 10,5 cmFine Science Tools14060-11possono essere acquistate da altri fornitori Provette
microcentrifuga da 2 mlMidSciAVSS2000possono essere acquistate da altri fornitori
16% formaldeide, senza metanolo, ultra puro, grado EMPolysciences18814TOSSICO --indossare guanti e non possono essere gettati nel lavandino. Può essere acquistato da altri fornitori.
PBS pH 7,4 SigmaP3813-10PAKpuò essere acquistato da altri fornitori EDTA
FisherBP118-500può essere acquistato da altri fornitori rotatore
per tubi end-over-endFisher05-450-127può essere acquistato da altri fornitori Piastra
di Petri da 60 mmFisher50-202-037può essere acquistata da altri fornitori
Kit incapsulante in silicone Dow Corning Sylgard 184Ellsworth Adhesives184 SIL ELAST KIT 0,5 kg
carbone attivoFisherAC134372500può essere acquistato da altri fornitori
microscopio per dissezione stereoZeissStemi 2000può essere acquistato da altri fornitori Dumont
#4 pinza da gioielliereFine Science Tools11241-30
Dumont #5 pinza da gioielliereFine Science Tools11251-20
Forbici a molla Vannas da 2,5 mmFine Science Tools15001-08curve 
Forbici a molla Vannas-Tubingen da 5 mmFine Science Tools15003-08diritte
a 48 pozzettiFisher08-772-52possono essere acquistate da altri fornitori
Vetrini per camera a 8 pozzetti Fisher1256518possono essere acquistati da altri fornitori Triton
X-100SigmaX100-500può essere acquistato da altri fornitori
BSA, frazione VFisherBP1605può essere acquistato da altri fornitori
NGSVector labsS-1000può essere acquistato da altri fornitori NHS
Vector labsS-2000può essere acquistato da altri fornitori
Rotatore 3DMidsciR3D-710può essere acquistato da altri fornitori
Scatola di incubazione Western blot XLLicor929-97401
Hoechst 33342Life TechnologiesH3570può essere acquistato da altri fornitori Supporti
montaggio antisbiadimento in oro ProlongLife TechnologiesP36930possono essere acquistati da altri fornitori, ma i supporti di montaggio variano nella loro capacità di proteggere dal fotosbiancamento
Superfrost Plus SlidesFisher12-550-15può essere acquistato da altri fornitori
vetrini coprioggetti 22 x 22 x 1Fisher12-548-Bpuò essere acquistato da altri fornitori smalto
trasparenteFarmaciapuò essere acquistato da altri fornitori cartella
per vetrini in cartoneFisher12-587-10può essere acquistato da altri fornitori scatola
per vetrini in plasticaFisher03-448-10può essere acquistato da altri fornitori
per piastre di locale

Riferimenti

  1. Robles, L., Ruggero, M. A. Mechanics of the mammalian cochlea. Physiol Rev. 81 (3), 1305-1352 (2001).
  2. Ehret, G., Frankenreiter, M. Quantitattive analysis of cochlear structures in the house mouse in relation to mechanisms of acoustical information processing. J Comp Physiol. 122, 65-85 (1977).
  3. Ou, H. C., Bohne, B. A., Harding, G. W. Noise damage in the C57BL/CBA mouse cochlea. Hear Res. 145 (1-2), 111-122 (2000).
  4. Engstrom, H., Ades, H. W., Andersson, A. Structural pattern of the organ of Corti. A systematic mapping of sensory cells and neural elements. , Almqvist and Wiksell. (1966).
  5. Grant, L., Yi, E., Goutman, J. D., Glowatzki, E. Postsynaptic Recordings at Afferent Dendrites Contacting Cochlear Inner Hair Cells: Monitoring Multivesicular Release at a Ribbon Synapse. J Vis Exp. (48), e2442(2011).
  6. Bohne, B. A., Harding, G. W. Processing and analyzing the mouse temporal bone to identify gross, cellular and subcellular pathology. Hear Res. 109 (1-2), 34-45 (1997).
  7. Bohne, B. A., Harding, G. W., Ou, H. C. Handbook of Mouse Auditory Research. Willott, J. , CRC Press. 171-187 (2001).
  8. Eaton-Peabody Laboratories. Video Tutorial for Cochlear Dissection. , Massachusetts Eye and Ear. Available from: http://www.masseyeandear.org/research/otolaryngology/investigators/laboratories/eaton-peabody-laboratories/epl-histology-resources/video-tutorial-for-cochlear-dissection/ (2015).
  9. Weber, T., et al. Rapid cell-cycle reentry and cell death after acute inactivation of the retinoblastoma gene product in postnatal cochlear hair cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (2), 781-785 (2008).
  10. Yu, Y., et al. In vivo proliferation of postmitotic cochlear supporting cells by acute ablation of the retinoblastoma protein in neonatal mice. J Neurosci. 30 (17), 5927-5936 (2010).
  11. Steigelman, K. A., et al. Polycystin-1 Is Required for Stereocilia Structure But Not for Mechanotransduction in Inner Ear Hair Cells. J Neurosci. 31 (34), 12241-12250 (2011).
  12. Liu, Z., et al. Age-dependent in vivo conversion of mouse cochlear pillar and Deiters' cells to immature hair cells by Atoh1 ectopic expression. J Neurosci. 32 (19), 6600-6610 (2012).
  13. Parker, M., Brugeaud, A., Edge, A. S. Primary culture and plasmid electroporation of the murine organ of Corti. J Vis Exp. (36), e1685(2010).
  14. Burns, J. C., On, D., Baker, W., Collado, M. S., Corwin, J. T. Over half the hair cells in the mouse utricle first appear after birth, with significant numbers originating from early postnatal mitotic production in peripheral and striolar growth zones. J Assoc Res Otolaryngol. 13 (5), 609-627 (2012).
  15. Collado, M. S., et al. The postnatal accumulation of junctional E-cadherin is inversely correlated with the capacity for supporting cells to convert directly into sensory hair cells in mammalian balance organs. J Neurosci. 31 (33), 11855-11866 (2011).
  16. Meyers, J. R., Corwin, J. T. Shape change controls supporting cell proliferation in lesioned mammalian balance epithelium. J Neurosci. 27 (16), 4313-4325 (2007).
  17. Gratton, M. A., Rao, V. H., Meehan, D. T., Askew, C., Cosgrove, D. Matrix metalloproteinase dysregulation in the stria vascularis of mice with Alport syndrome: implications for capillary basement membrane pathology. Am J Pathol. 166 (5), 1465-1474 (2005).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

Organo del Corticolorazione in immunofluorescenzamicroscopia confocalegiri coclearirimozione del legamento spiraleanticorpi fluorescentiimaging sull'asse Zdissezione cocleare
Tutta Monte dissezione e immunofluorescenza del topo adulto Coclea
Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.