Articolo metodologico

Infezione di apparato urinario in un modello animale piccolo: cateterizzazione transuretrale di topi maschi e femmine

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DOI:

10.3791/54432

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1 dicembre 2017

 ,  , 
1Unité d’Immunobiologie des Cellules Dendritiques, Department of Immunology, Institut Pasteur, INSERM U818, 2Genentech

In questo articolo

Sommario

Il modello stabilito di cateterizzazione transuretrale dei topi permette lo studio delle patologie della vescica, compreso l'infezione delle vie urinarie, ma può essere eseguito solo nelle femmine. Un nuovo modello di maschio instillazione transuretrale, qui presentato, consentirà la ricerca in un'area segnata da forti differenze cliniche ed epidemiologiche tra i sessi.

Abstract

Infezioni del tratto urinario (UTI) sono estremamente comuni in tutto il mondo, incorrere in spese associate all'assistenza sanitaria e morbosità significativa. Piccoli modelli animali, che riflettano la progressione e l'istituzione di malattia, consentono la dissezione delle interazioni ospite-patogeno e generazione di immunità all'infezione. Nei topi, instillazione intravescicale di uropathogenic Escherichia coli, l'agente causativo in più dell'85% della Comunità acquisito UTI, ricapitola molte delle fasi di infezione osservati in esseri umani. Fino a poco tempo, tuttavia, UTI potrebbe solo essere modellati in animali di sesso femminile. Questa limitazione ha ostacolato lo studio delle differenze sesso-correlate in UTI, così come altre patologie della vescica, come il cancro. Qui, descriviamo un metodo per infondere di topo maschio che permette il confronto diretto tra gli animali femminili e maschili e fornire un protocollo dettagliato per valutare il tessuto della vescica mediante citometria a flusso come un mezzo per comprendere meglio la risposta dell'ospite all'infezione. Insieme, questi approcci saranno di aiuto nell'identificazione di fattori dell'ospite che contribuiscono a pregiudizi di sesso osservati in UTI e altre malattie della vescica-collegate.

Introduzione

Infezioni del tratto urinario (UTI) sono una delle infezioni più comuni nei paesi sviluppati1. Tassi di infezione sono simili tra femmine e maschi tra i neonati e gli anziani2. Donne di età premenopausa, tuttavia, hanno un'incidenza notevolmente aumentata di comunità-acquistata UTI rispetto a uomini2,3. Dato che questa malattia influisce principalmente donne, ricerca fondamentale e clinica è prevalentemente concentrata sulla UTI nelle femmine. Tuttavia, UTI negli uomini è una sfida significativa e understudied assistenza sanitaria4. Infatti, poiché UTI negli uomini sono associati con la morbosità più alto, queste infezioni sono ordinariamente definite come complicato4,5.

Come si evolve la nostra comprensione del ruolo centrale delle polarizzazioni di sesso in fisiologia e patologia, nuovi metodi sono necessari per esplorare questo aspetto precedentemente trascurato della malattia. Le differenze del sesso gioca un ruolo essenziale nell'immunità e infezione; le femmine hanno la più alta incidenza della malattia autoimmune, mentre i maschi sono più suscettibili alle infezioni, come la tubercolosi, la malaria e HIV6,7. Cancro alla vescica, un'altra patologia urologica, è sensibilmente più prevalente negli uomini che nelle donne, e diversi studi hanno dimostrato un ruolo per gli androgeni nello sviluppo di malignità8,9,10,11 ,12. In particolare, tuttavia, indagine intravesical terapie per cancro alla vescica è realizzata esclusivamente in animali di sesso femminile, a causa dell'incapacità di cateterismo ripetutamente topo maschio13.

Lo studio della patogenesi UTI si basa pesantemente su modelli del roditore di infezione (per esempio, topi e ratti). Modelli murini di UTI possono impiegare uropathogens originariamente isolato da infezioni umane, come ad esempio uropathogenic Escherichia coli (UPEC), Klebsiella, enterococco, stafilococcoo Proteus14. In genere, i batteri vengono introdotti nella cateterizzazione della vescica tramite l'uretra. Dopo l'infezione, vesciche e reni può essere rimosso per valutare i parametri specifici di infezione, come colonizzazione batterica, danni ai tessuti o host risposta immunitaria15,16. Universalmente, tuttavia, solo gli animali femminili sono utilizzati per la ricerca UTI. Infatti, molti studi hanno notato che, per ragioni anatomiche, la cateterizzazione di topo maschio non è possibile13,17,18,19. Più recentemente, è stato descritto un approccio chirurgico per instillazione maschile, in cui l'addome è aperto, la vescica è spostata esternamente applicando leggera pressione all'apertura nell'addome e batteri vengono iniettati nella vescica20. Questo approccio consente a infezione maschio, a costo di intervento chirurgico. Così, un avvertimento importante di questo approccio include l'influenza della infiammazione, sul risultato di infezione, come il potenziale di indurre una risposta antinfiammatoria di guarigione all' incisione21. Come i nostri interessi vi sono la comprensione bias di sesso in risposta alla malattia, abbiamo sviluppato un metodo di instillazione intravescicale batterica in di topo maschio che rispecchia maggiormente l'approccio transuretrale non chirurgica consolidata utilizzato in femminile roditori22 .

Il nostro modello si basa su una metodologia consolidata e offre la possibilità di confrontare direttamente la risposta immunitaria a UTI in animali maschili e femminili. Questo metodo verrà permesso di dissezione delle differenze basate sul sesso nell'infezione e potenzialmente offrire indizi molecolari e cellulari delle pronunciate differenze nella suscettibilità e risposta all'infezione tra i sessi. Inoltre, questo modello ha valore di là di studi UTI, permettendo la creazione di modelli per studiare altre malattie di vescica-collegate, ad esempio cancro alla vescica, prostatite, sindrome della vescica a sotto - o sovra - attivo e cistite interstiziale.

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Protocollo

Mouse esperimenti sono stati condotti in conformità con l'approvazione di numero di protocollo 2012-0024 dalla Comité d' ' éthique en expérimentation animale Paris Centre et Sud (comitato etico per la sperimentazione animale), in applicazione del europeo direttiva 2010/63 DELL'UNIONE EUROPEA.

1. preparazione dei cateteri

  1. Preparare una cannula di accesso endovenoso pediatrica per ogni gruppo di topi infetti. Utilizzando il meccanismo a molla integrato, cedere ogni cannula del suo ago, come indicato dal produttore. Gettare gli aghi, conservando solo la cannula endovenosa di plastica.
  2. Sterilizzare i cateteri in cappa a flusso laminare per ciclo di un raggi ultravioletti (U.V.), in genere 25-30 min.
    Nota: Cateteri possono essere utilizzati per più di un mouse, tuttavia un nuovo catetere deve essere utilizzato tra gruppi sperimentali, i sessi o ceppi batterici.

2. preparazione di Uropathogenic Escherichia coli infezione

  1. Almeno due giorni prima dell'infezione, utilizzando un ciclo di inoculazione sterile, striatura UPEC dall'azione batterica congelate su una piastra di agar di brodo di Luria (LB), contenenti antibiotici se appropriato. Incubare a 37 ° C durante la notte. Piastre possono essere memorizzati a 4 ° C fino a una settimana.
  2. In una sterile beuta da 100 ml, inoculare 10ml LB, contenenti antibiotici se del caso, con una singola Colonia dalla piastra LB e incubare in piedi a 37 ° C durante la notte (circa 16-18 ore).
    Nota: In piedi culture consentono l'espressione di tipo 1 pili, che sono necessari per infezione23. Colture cresciute agitazione avrà meno efficiente espressione pili e pertanto incoerenti tassi di infezione.
  3. Misurare la densità ottica (OD)600 della cultura durante la notte e calcolare il numero di batteri / ml utilizzando una curva di crescita pre-determinato. Come un esempio, per il ceppo UPEC UTI89, OD600 = 0.35 è equivalente a 2 x 108 CFU / ml, quindi, una cultura durante la notte con un OD600 = 2.4 sarebbe equivalente a 13,7 x 108 CFU / ml. determinare empiricamente la relazione tra la OD600 e batteri vitali con ogni nuovo ceppo impiegato per l'infezione.
  4. Determinare la quantità di batteri necessari considerando il numero di animali infetti e che ogni mouse dovrebbe ricevere circa 107 unità formanti colonie (CFU) in 50 µ l di PBS. Includere nel calcolo del volume morto ~ 130 µ l del nocciolo del catetere e la siringa e 100 µ l necessari per determinare l'inoculo.
    1. Spin la sospensione batterica in una microcentrifuga da tavolo a 17.000 x g per 1 min e risospendere il pellet batterico risultante a 2 x 108 CFU / ml in PBS. In serie diluire un'aliquota di questa sospensione e piastra su agar LB, con antibiotici, se del caso determinare l'esatta inoculo per ogni infezione.
  5. Disegnare l'inoculo batterico in una siringa da 1 ml e fissare il catetere all'estremità della siringa. Picchiettare la siringa per rimuovere tutta l'aria e premere lo stantuffo per riempire lo spazio di aria morta del catetere prima di iniziare l'instillazione.

3. preparazione dei topi

  1. Anestetizzare topi tramite l'iniezione intraperitoneale di 100 mg/kg ketamina e 5 mg/kg xylazina. Calore supplementare può essere fornito.
  2. Garantire che ogni mouse è completamente sedata comprimendo il grassatore con media pressione. Topi sono completamente sedati quando non reagiscono e richiedono 3-5 min per raggiungere questo stato.
  3. Mettere topi supina ed esercitare una pressione media al basso ventre di svuotare la vescica di urina. Vesciche completo sentono come un pisello sotto la pelle tra le creste di ileac.
    Nota: Per inalazione isoflurane è stata usata per cateterismo topi femmina15,22, tuttavia, non è stato testato se topi maschi sono sufficientemente anestetizzati da isoflurane inalate per questa procedura.

4. transuretrale instillazione di topi femmina

  1. Usando la mano non dominante, posizionare il pollice sulla coda e un dito della stessa mano sull'addome del mouse e applicare una leggera pressione in direzione per tenere il mouse saldamente in posizione opposta.
  2. Posizionare la punta del catetere perpendicolare al mouse all'orifizio uretra. Con una leggera pressione, far scorrere il catetere nell'uretra, fino a quando l'hub soddisfa l'orifizio uretra, mentre simultaneamente abbassa la siringa in modo che sia parallela al piano di lavoro. Il catetere non richiede lubrificazione. Non forzare o spingere il catetere nell'uretra. Il catetere deve scorrere senza intoppi e facilmente nell'uretra, con poca o nessuna resistenza.
    1. Prima di instillare l'inoculo (punto 4.3), una volta il catetere è a posto, molto delicatamente tirare la pelle dell'addome verso la testa del mouse con il dito da non-dominante della mano che è già sull'addome del mouse (punto 4.1). Se il catetere è inserito nell'uretra, i tessuti che compongono l'orifizio dell'uretra non si muovono, mentre se il catetere è posizionato in modo non corretto nella vagina, il tessuto si muoverà fino e dal catetere. Questo rapido test dovrebbe essere eseguito su ogni mouse.
  3. Quando l'hub del catetere incontra l'orifizio uretra, lentamente Pipettare 50 µ l dell'inoculo batterico. Un tasso lento instillazione minimizza il reflusso vescico-ureterale nel rene. Rimuovere lentamente il catetere per evitare perdite, sopra un conteggio di 5. Posto topi nelle loro gabbie in posizione supina.

5. transuretrale instillazione di topo maschio

  1. Collocare due pollice pinza cranialmente e caudalmente ai genitali esterni del mouse. Ritrarre il prepuzio per esporre completamente il pene di glans. Una volta che il pene è posizionato esternamente, rilasciare il forcipe di pollice.
  2. Riposizionare il forcipe per stabilizzare il pene sporgente perpendicolare all'animale, che tiene l'organo delicatamente ma teso. Visualizzare il meato uretrale e introdurre con cautela il catetere nella piccola apertura sulla punta dell'organo. Guidare delicatamente il catetere nel pene, verso il corpo del mouse, mantenendo leggera tensione con il forcipe. Il catetere non richiede lubrificazione. Non forzare il catetere nel pene; il catetere deve scorrere senza intoppi nell'uretra, che indica il corretto posizionamento.
  3. Una volta che l'hub del catetere soddisfa la punta del pene, molto lentamente di dispensare 50 µ l di inoculo, mantenendo la posizione del pene. La qualità dell'instillazione può notare in questo momento secondo un punteggio di qualità di instillazione predeterminato, come quello mostrato in Figura 2.
  4. Ritrarre il catetere lentamente, nel corso di un conteggio di 5, per evitare perdite di inoculo. Posto topi nelle loro gabbie in posizione supina. Animali dovrebbero iniziare a recuperare 30-45 min dopo la somministrazione dell'anestetico.

6. determinazione di CFU negli organi infetti

  1. Agli intervalli di tempo predeterminati, sacrificio topi utilizzando approvato procedure operative standard (ad es., la dislocazione cervicale o sovradosaggio di anidride carbonica). Inumidire l'addome accuratamente con etanolo al 70% per minimizzare la contaminazione di pelliccia.
  2. Fare un'incisione attraverso il terzo inferiore dell'addome del mouse di almeno 2 cm con le forbici e rimuovere asetticamente la vescica e qualsiasi altro organi desiderati, compreso ma non limitato a, reni, testicoli, vescicole seminali o ghiandole prepuziali, in 5 ml salvapercussore in polipropilene tubi contenenti 1 ml di PBS sterile. Mantenere tutti i campioni sul ghiaccio.
  3. Omogeneizzare gli organi con un omogeneizzatore palmare finché non rimane quasi nessun tessuto solido, circa il 15-60 sec a seconda dell'organo. Grasso non omogeneizzare bene ed è facilmente riconoscibile come tessuto beige-bianco lucido. Gettare il grasso prima di o dopo omogeneizzazione. Lavare l'omogeneizzatore in etanolo seguita da PBS tra ogni sperimentale o gruppo di organo.
    Nota: In genere, utilizza omogeneizzatori palmare o omogeneizzatori di laminatoio del branello. Mentre tutti questi sistemi hanno dato risultati simili, come determinato dal confronto diretto di batterica CFU a 24 ore dopo l'infezione, le condizioni ottimali per omogeneizzare il tessuto ospite, preservando la vitalità batterica dovrebbero essere determinate empiricamente prima eseguendo questo protocollo ordinariamente.
  4. Effettuare diluizioni seriali di sospensioni organo omogeneizzato. Diluizioni su piastre di agar LB, contenenti antibiotici quando appropriato, del piatto e incubare pernottamento (~ 15 hr) a 37 ° C. UPEC ceppi hanno tempi di raddoppiamento molto rapidi e come tale, dovrebbe prestare attenzione a non Incubare le piastre di agar troppo a lungo perché questo ostacolerà la capacità di contare diverse colonie.

7. analisi citofluorimetrica di tessuto della vescica

  1. Preparare il tampone di digestione contenente collagenasi a 34 unità/mL e dnasi a 100 µ g/mL, in PBS. Tenere il ghiaccio. Preparare una provetta conica da 15 ml per animale per essere analizzati e aliquota 1 ml di tampone di digestione per tubo.
  2. Timepoints predeterminato, sacrificio topi utilizzando approvato procedure operative standard (ad es., la dislocazione cervicale o sovradosaggio di biossido di carbonio). Inumidire l'addome accuratamente con etanolo al 70% per minimizzare la contaminazione di pelliccia.
  3. Fare un'incisione attraverso il terzo inferiore dell'addome del mouse di almeno 2 cm con le forbici e rimuovere l'intera vescica. Trita bene con le forbici, tagliare la vescica in 2-3 mm2 pezzi, in genere circa 8 pezzi di dimensioni.
    1. Aggiungere una vescica macinata per ogni provetta contenente tampone di digestione. Agitare per lavare il tessuto della vescica macinate nel buffer di digestione. Tenere il ghiaccio fino a quando tutte le vesciche sono sezionati e macinate.
  4. Incubare macinate vesciche per 60-75 min a 37 ° C, con agitazione vigorosa a mano per 5 s ogni 15 min. Quando il tessuto ha un aspetto vetroso trasparente, simile a carta velina bagnata, la digestione è completa. Digestione prolungata rimuoverà le proteine di superficie dalle cellule necessari per l'identificazione e dovrebbe essere evitata.
  5. Inattivare gli enzimi di digestione aggiungendo 2-3 mL di tampone di citometria a flusso ghiacciato (PBS contenente 2% siero bovino fetale (FBS) e 0,2 mM EDTA) e mescolare delicatamente. Inserire le provette sul ghiaccio.
  6. Per garantire una sospensione unicellulare e rimuovere tutto il tessuto connettivo, passare il contenuto del tubo attraverso un filtro 100 µm, posizionato in una provetta conica da 15 mL. Premere delicatamente qualsiasi tessuto residuo attraverso il filtro con la fine di un stantuffo della siringa. Lavare il filtro con un ulteriori 2 mL di tampone di citometria a flusso. Mantenere i campioni su ghiaccio.
  7. Lavare i campioni mediante centrifugazione per 7 min a 200 x g, 4 ° C. Risospendere il pellet in 100 µ l flusso cytometry buffer Fc blocco contenitore, diluito a 5 µ g/mL e il trasferimento a un 96 pozzetti fondo piatto rotondo. Dopo 10-15 min, aggiungere 100 µ l desiderato anticorpo cocktail per ogni campione. Incubare i campioni per 30-45 min, sul ghiaccio, al riparo dalla luce.
    Nota: Blocco di Fc è un reagente usato per impedire il legame della porzione Fc degli anticorpi alle cellule che esprimono i recettori Fc. Suo scopo è quello di ridurre al minimo il legame non specifico anticorpo. Determinazione degli anticorpi da utilizzare dipenderà l'ipotesi nell'esperimento in fase di test e deve essere selezionata con ingresso dalla letteratura. Nella Figura 3, per misurare l'infiltrazione delle cellule immuni nel complesso, un anticorpo anti-CD45 è stato impiegato, che è una proteina delle cellule pan-immunitario.
  8. Lavare i campioni mediante centrifugazione per 7 min a 200 x g, 4 ° C. Risospendere il pellet cellulare in 200 µ l tampone di citometria a flusso e tramandare una provetta polistirolo da 5 ml appena prima dell'acquisizione su un citometro a flusso campioni attraverso un colino di cella 40 µm.
  9. Raccogliere il campione intero sul citofluorimetro. Una buona digestione produrrà 200.000-400.000 cellule, con 8.000-10.000 CD45+ cellule immuni da ingenuo vesciche del mouse, mentre gli organi infetti conterrà più cellule16 (Figura 3).
    Nota: Campioni preparati per analisi cytometric di flusso non possono essere utilizzati per valutare CFU. Non si consiglia di dividere la vescica in due parti, come non esiste alcuna prova per dimostrare tale colonizzazione UPEC o l'infiltrazione delle cellule immuni è uniforme in tutto il tessuto.

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Risultati

Lo sviluppo del presente protocollo, coorti dei topi C57Bl/6 maschili e femminili all'età di 6-8 settimane sono stati infusi e batterici onere valutato in vesciche a intervalli di tempo che vanno da 1 ora a 30 giorni. I risultati di questi studi sono dettagliati altrove (Zychlinsky Scharff et al., in sospeso). Qui, presentiamo i dati rappresentativi da infezioni di 24 ore. In particolare, la carica batterica era equivalente tra topi maschi e femmine alle 24 ore post-infezione (

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Discussione

Transuretrale instillazione di topo maschio offre molte nuove opportunità di ricerca sull'influenza del sesso sui malattia mucosa della vescica, ma anche presenta varie sfide. Innanzitutto, una limitazione è che l'instillazione inizialmente può risultare per essere tecnicamente difficile, con conseguente eccessiva infiammazione durante l'inserimento del catetere. Miglioramento nella tecnica può essere raggiunto tramite l'instillazione di topi morti con una soluzione colorata, come colorante blu di Evans. Per confermare c...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Ringraziamenti

Ringraziamo il Dr Matthieu Rousseau per lettura critica del manoscritto e il laboratorio di immunologia-dendritiche per loro spunti utili durante lo sviluppo di questo progetto e protocollo. Questo lavoro è stato in parte sostenuto da finanziamenti dall'Unione europea settimo quadro programma Marie Curie azione (PCIG11-GA-2012-3221170 e la Immuno-oncologia LabEx (MAI).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Cateteri IV schermati BD Insyte Autoguard 24 G, diametro esterno 0,7 mm, lunghezza 14 mMBD Medical381811 o 381411** Il numero di catalogo è
un'ansa di inoculazioneGreiner Bio-One731171
LB Miller brodoDifco244620
LB Miller agarDifco244520
CuvetteBio-rad223-9955
siringheB Braun9166017V
Pinze per pollice (Adson)Fine Science Tools11006-12
Provette da 5 ml, polipropileneFalcon352063
Sonde monouso per tessutiQiagen990890
Provette con tappo a scatto da 15 mlThermo Scientific362694
DNAseInvitrogen18047019
Liberase TMSigma-Aldrich5401119001deve essere aliquotato e conservato a -20 gradi; C per evitare ripetuti geli-disgeli
100 µ M MACS SmartStrainers Miltenyi130-098-463compatibile con tubi da 15 ml, preferito
100 & micro; filtri per cellule m Falcon352360compatibile con provette da 50 ml, se non sono disponibili i filtri intelligenti MACS
Piastra da 96 pozzettiFalcon353077
Blocco FcBD Pharmingen553142anti-CD16/CD32
anti-topo Anticorpo CD45BD Biosciences561487sono disponibili molte diverse opzioni di coniugazione fluorescente
Provette da 5 ml in polistirene con tappo filtranteFalcon
siringa da insulinaTerumoBS05M2913
omogeneizzatore portatileQiagen9001272TissueRuptor
citometro a flussoBD BiosciencesN/AFortessa SORP 
software per citometria a flussoBD BiosciencesN/ADiva
dipendente dal paese 352235

Riferimenti

  1. Hooton, T. M., Stamm, W. E. Diagnosis and treatment of uncomplicated urinary tract infection. Infect Dis Clin North Am. 11 (3), 551-581 (1997).
  2. Harper, M., Fowlis, G. Management of urinary tract infections in men. Trends in Urology, Gynaecology & Sexual Health. 12 (1), 30-35 (2007).
  3. Foxman, B. The epidemiology of urinary tract infection. Nat Rev Urol. 7 (12), 653-660 (2010).
  4. Lipsky, B. A. Urinary tract infections in men. Epidemiology, pathophysiology, diagnosis, and treatment. Ann Intern Med. 110 (2), 138-150 (1989).
  5. Conway, L. J., Carter, E. J., Larson, E. L. Risk Factors for Nosocomial Bacteremia Secondary to Urinary Catheter-Associated Bacteriuria: A Systematic Review. Urol Nurs. 35 (4), 191-203 (2015).
  6. Markle, J. G., Fish, E. N. SeXX matters in immunity. Trends Immunol. 35 (3), 97-104 (2014).
  7. Yu, C. Y., Whitacre, C. C. Sex, MHC and complement C4 in autoimmune diseases. Trends Immunol. 25 (12), 694-699 (2004).
  8. Castelao, J. E., et al. Gender- and smoking-related bladder cancer risk. J Natl Cancer Inst. 93 (7), 538-545 (2001).
  9. Donsky, H., Coyle, S., Scosyrev, E., Messing, E. M. Sex differences in incidence and mortality of bladder and kidney cancers: national estimates from 49 countries. Urol Oncol. 32 (1), 40-e31 (2014).
  10. Garg, T., et al. Gender Disparities in Hematuria Evaluation and Bladder Cancer Diagnosis: A Population-Based Analysis. J Urol. , (2014).
  11. Dobruch, J., et al. Gender and Bladder Cancer: A Collaborative Review of Etiology, Biology, and Outcomes. Eur Urol. , (2015).
  12. Hsu, J. W., et al. Decreased tumorigenesis and mortality from bladder cancer in mice lacking urothelial androgen receptor. Am J Pathol. 182 (5), 1811-1820 (2013).
  13. El Behi, M., et al. An essential role for decorin in bladder cancer invasiveness. EMBO Mol Med. 5 (12), 1835-1851 (2013).
  14. Foxman, B. Epidemiology of urinary tract infections: incidence, morbidity, and economic costs. Am J Med. 113, Suppl 1A. 05S-13S (2002).
  15. Ingersoll, M. A., Kline, K. A., Nielsen, H. V., Hultgren, S. J. G-CSF induction early in uropathogenic Escherichia coli infection of the urinary tract modulates host immunity. Cell Microbiol. 10 (12), 2568-2578 (2008).
  16. Mora-Bau, G., et al. Macrophages Subvert Adaptive Immunity to Urinary Tract Infection. PLoS Pathog. 11 (7), e1005044(2015).
  17. Oliveira, P. A., et al. Technical Report: Technique of Bladder Catheterization in Female Mice and Rats for Intravesical Instillation in Models of Bladder Cancer. (Conference Title)39th Scand-LAS and ICLAS Joint Meeting. 36, 5-9 (2009).
  18. Seager, C. M., et al. Intravesical delivery of rapamycin suppresses tumorigenesis in a mouse model of progressive bladder cancer. Cancer Prev Res (Phila). 2 (12), 1008-1014 (2009).
  19. Hagberg, L., et al. Ascending, unobstructed urinary tract infection in mice caused by pyelonephritogenic Escherichia coli of human origin). Infect Immun. 40 (1), 273-283 (1983).
  20. Olson, P. D., Hruska, K. A., Hunstad, D. A. Androgens Enhance Male Urinary Tract Infection Severity in a New Model. J Am Soc Nephrol. , (2015).
  21. Knipper, J. A., et al. Interleukin-4 Receptor alpha Signaling in Myeloid Cells Controls Collagen Fibril Assembly in Skin Repair. Immunity. 43 (4), 803-816 (2015).
  22. Hung, C. S., Dodson, K. W., Hultgren, S. J. A murine model of urinary tract infection. Nat Protoc. 4 (8), 1230-1243 (2009).
  23. Wright, K. J., Seed, P. C., Hultgren, S. J. Development of intracellular bacterial communities of uropathogenic Escherichia coli depends on type 1 pili. Cell Microbiol. 9 (9), 2230-2241 (2007).

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