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Articolo metodologico

Tecniche di Imaging Prometafase e metafase della meiosi I nel fisso

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⸱

DOI:

10.3791/54666

⸱

31 ottobre 2016

 , 
1Waksman Institute, Rutgers University, 2Department of Genetics, Rutgers University

In questo articolo

Sommario

Presentiamo protocolli per la raccolta, la preparazione e l'imaging di ovociti maturi di Drosophila. Questi metodi consentono la visualizzazione del comportamento cromosomico e dell'assemblaggio e della funzione del fuso durante la meiosi.

Abstract

La segregazione cromosomica negli ovociti umani è soggetta a errori, con conseguente aneuploidia, che è la principale causa genetica di aborto spontaneo e difetti alla nascita. Lo studio del comportamento cromosomico negli ovociti di organismi modello è molto promettente per scoprire le basi molecolari della suscettibilità degli ovociti umani alle aneuploidia. La Drosophila melanogaster è suscettibile di manipolazione genetica, con oltre 100 anni di ricerca, comunità e sviluppo di tecniche. La visualizzazione del comportamento cromosomico e dell'assemblaggio del fuso negli ovociti di Drosophila presenta sfide particolari, tuttavia, principalmente a causa della presenza di membrane che circondano l'ovocita che sono impenetrabili agli anticorpi. Descriviamo qui i protocolli per la raccolta, la preparazione e l'imaging dell'assemblaggio del fuso della meiosi I e del comportamento cromosomico negli ovociti di Drosophila, che consentono la dissezione molecolare della segregazione cromosomica in questo importante organismo modello.

Introduzione

Lo studio della meiosi è talvolta descritto come la "genetica della genetica". Questo perché le proprietà fondamentali dell'ereditarietà cromosomica e dell'assortimento indipendente vengono svolte attraverso la segregazione dei cromosomi durante la produzione di gameti. Un'importante dimostrazione della teoria cromosomica dell'ereditarietà venne nel 1916 dal lavoro di Calvin Bridges in Drosophila melanogaster1. Questo e altri studi di genetica classica sulla Drosophila hanno contribuito notevolmente alla nostra comprensione della genetica. L'esame citologico dei cromosomi meiotici negli ovociti di Drosophila, tuttavia, è stato impegnativo. Ciò è dovuto principalmente al fatto che l'immunofluorescenza degli ovociti di Drosophila in fase avanzata, quando il fuso si assembla e i cromosomi sono orientati per la segregazione, è ostacolata dalla presenza di membrane che rendono l'ovocita impenetrabile agli anticorpi.

Nonostante questa sfida, gli ovociti di Drosophila rimangono un modello attraente per lo studio del comportamento cromosomico e dell'assemblaggio del fuso. Ciò è dovuto ai potenti strumenti genetici disponibili in Drosophila, ma anche perché gli ovociti si arrestano nella metafase I, quando i cromosomi sono orientati e il fuso è completamente formato. Ciò facilita la raccolta e l'esame di un gran numero di ovociti in questa importante fase della divisione cellulare. Inoltre, un semplice organismo modello suscettibile di manipolazione genetica per lo studio della segregazione cromosomica degli ovociti può fornire un importante contributo alla nostra comprensione della salute riproduttiva umana. Gli errori nel numero cromosomico sono la principale causa genetica di aborto spontaneo e difetti alla nascita nell'uomo2. La maggior parte di questi errori può essere ricondotta all'ovocita e sono correlati con l'aumento dell'età materna. L'età media delle madri negli Stati Uniti è in aumento, il che lo rende un grave problema di salute pubblica.

Descriviamo qui i metodi per l'esame citologico degli ovociti di Drosophila, inclusa una dimostrazione di come rimuovere le membrane degli ovociti. Questi metodi sono modifiche di protocolli descritti per la prima volta da Theurkauf e Hawley3, Zou et al.4, e Dernburg et al.5. Includiamo anche metodi per l'arricchimento di diversi stadi di ovociti, basati su un protocollo descritto per la prima volta da Gilliland et al.6. Infine, aggiungiamo le istruzioni per il trattamento farmacologico degli ovociti di Drosophila. Insieme, questi metodi consentono l'indagine citologica della segregazione cromosomica degli ovociti e dell'assemblaggio del fuso in Drosophila.

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Protocollo

Nota: Le procedure sono eseguite a temperatura ambiente salvo diversamente indicato. incubatori a temperatura controllata sono utilizzati per mantenere temperature per volare allevamento e attraversa se non diversamente specificato.

1. preparati

  1. Preparare mosche.
    1. Prometafase arricchito collezioni ovocita.
      1. Cancella adulto vola da sani, giovani stock o trasversali culture. bottiglie di età per due giorni a 25 ° C.
        NOTA: Generalmente due bottiglie sani sarà sufficiente, anche se più può essere necessaria per alcune culture trasversali.
      2. Dopo due giorni, raccogliere ~ 100 a 300 femmine (che vanno da 0 a 2 giorni di età, a questo punto) dalle bottiglie. Le femmine non hanno bisogno di essere vergini. Aggiungere una piccola quantità di pasta di lievito al lato di una fiala e inserire 30 femmine e 10 a 15 maschi ciascuno nelle fiale yeasted. fiale di età per due giorni a 25 ° C.
    2. Metafase-arricchito ovociti Collezioni.
      1. Raccogliere ~ 100 a 300 femmine a magazzino o cross cultures. Aggiungere una piccola quantità di pasta di lievito al lato di una fiala e posizionare 30 femmine ogni (senza maschi aggiunti) nelle fiale yeasted. fiale di età per tre-cinque giorni a 25 ° C.
  2. Preparare soluzioni.
    Nota: Le soluzioni possono essere conservate indefinitamente a temperatura ambiente, se non diversamente indicato.
    1. Preparare Modified Buffer di Robb (5x): 500 mM HEPES, 500 mM di saccarosio, 275 mM acetato di sodio, acetato di potassio 200 mM, 50 mM di glucosio, 6 mM cloruro di magnesio, cloruro di calcio e 5 mM. Utilizzare 10 N 11: 8 idrossido di sodio: idrossido di potassio per portare il pH a 7,4. Sterilizzare per filtrazione; Non sterilizzare in autoclave. Conservare a -20 ° C. Scongelare come necessario per preparare ~ 200 ml di 1x Robb per ovocita prep.
    2. Soluzioni fissazione.
      1. Opzione # 1: Preparare la formaldeide / fissazione eptano. Preparare Fixation Buffer: soluzione salina 1x tampone fosfato (PBS) più 150 mM saccarosio. Per utilizzare, rendere fresco con 687,5 ml Fixation Buffer e 312,5 ml 16% di formaldeideper ovocita prep.
        ATTENZIONE: Indossare guanti durante l'utilizzo di soluzioni di formaldeide in una cappa aspirante. Smaltire i rifiuti secondo le linee guida istituzionali.
      2. Opzione # 2: Preparare la formaldeide / fissazione cacodilato. Preparare Mix Fix: 250 mm saccarosio, 100 mM acetato di potassio (pH 7,5), 25 mM di sodio acetato (pH 7,0), e 25 mM EGTA (pH 8,0). Per utilizzare, fare fresco con 400 ml Fix Mix, 100 cacodilato ml di potassio (1 M, pH 7,2), e 500 microlitri di formaldeide al 16% per ovocita prep.
        ATTENZIONE: cacodilato potassio contiene arsenico.
    3. Preparare PBS / Triton X-100: 1x PBS + 1% o 0,05% Triton X-100. Conservare a 4 ° C.
    4. Preparare PBS-Tween 20-Bovine Serum Albumin (BSA) (PTB): 1x PBS, 0,5% BSA (w / v), e 0,1% Tween-20. Può essere conservato a 4 ° C per una settimana.
    5. Ibridazione in situ fluorescente (FISH) Solutions.
      1. Preparare 20X Sodio cloruro-sodio citrato (SSC): 3 M di cloruro di sodio e 0,3 M di sodio citrato.
      2. Preparare 2x SSC-Tween-20 (SSCT): 2x SSC più 0,1% di Tween-20. Fare freschi, ~ 20 ml per ovocita prep.
      3. Preparare soluzioni formammide: 2x SSC, 0,1% Tween-20, più formammide. Fare fresco, 1 ml 20% formammide, 0,5 ml 40% formammide, e 2 ml di 50% formammide per ovocita prep.
        ATTENZIONE: Indossare guanti durante l'utilizzo di soluzioni formammide in una cappa aspirante. Smaltire i rifiuti secondo le linee guida istituzionali.
      4. Preparare la soluzione di ibridazione: 2x SSC, 50% formammide, e il 10% di solfato di destrano (w / v). Conservare a 4 ° C.
    6. Sonde pesce.
      1. Ordine oligonucleotidi (vedi Tabella 1 per le sequenze) con la purificazione HPLC e desiderato 5 modifica 'fluorescente (per esempio, Cy3 o Cy5). Risospendere in Tris-EDTA (TE) a 50 ng / ml.
        NOTA: Proteggere oligonucleotidi da esposizione alla luce in ogni momento.

2. Raccolta di ritardo-fase di Drosophila ovociti

  1. Come ovociti Drosophila con membrane intatte si attacca alla plastica e vetro, pre-rivestire l'interno di un tubo 5 ml e una pipetta Pasteur per ovocita preparazione con PTB.
  2. Anestetizzare tutti ~ 100 a 300 mosche yeasted con anidride carbonica e aggiungere ad un frullatore contenente ~ 100 ml di 1x tampone di Robb. Pulse tre volte (~ 1 sec ciascuno). Mantenere gli ovociti in Robb di per <20 min per evitare l'attivazione.
    NOTA: In alternativa, gli ovociti possono essere sezionati a mano dalle femmine. Il vantaggio di questo metodo è che richiede meno femmine. Tuttavia, la cura deve essere presa per limitare l'esposizione al biossido di carbonio a solo pochi minuti per evitare artefatti associata con ipossia 7.
  3. Filtrare maglie larghe (~ 1.500 micron) in 250 ml bicchiere per rimuovere grandi parti del corpo. Se molti addomi intatte rimangono ancora sul materiale della maglia, ri-macinare con ulteriore buffer di Robb, e filtro. Lasciare riposare ~ 2 min, poi aspirare al largo strato superiore, eliminando come molti dei grandi parti del corpo il più possibile.
  4. Filtro attraverso piccoli mesh (~ 300 micron) in un becher da 250 ml. Risciacquare rimanenti ovociti su primo bicchiere usando aggiuntivo di Robb e rivestito Pasteur pipetta. Lasciare riposare ~ 3 min; ovociti si depositerà fuori. Aspirare fuori tutti ma ~ 10 ml.
  5. Versare la maggior quantità di 10 ml, come si inserisce nel tubo rivestito da 5 ml. Lasciare riposare, rimuovere il liquido, e ripetere con resto. Risciacquare ovociti rimanenti di coppa con ulteriore Pasteur pipetta di Robb e rivestito. Lasciate stabilirsi in 5 ml di tubo per ~ 3-5 minuti.

3. Trattamenti farmacologici (Opzionale)

  1. Coat un secondo tubo 5 ml con PTB per ogni preparazione ovocita. Aggiungere solvente appropriato (controllo) o farmaco per 1 ml di Robb ciascuno per ogni prep ovocita (Tabella 2).
  2. ovociti diviso in seconda rivestito tubo 5 ml. Lasciare riposare, rimuovere il liquido e aggiungere 1 ml di Robb più solventi in un tubo e 1 ml di Robb più farmaco nel secondo tubo. Nutate un'adeguata quantità di tempo per il trattamento farmacologico (Tabella 2). Let stabilirsi.

4. Fissazione

  1. Aspirare fuori tutto il liquido e subito aggiungere 1 ml Fix.
  2. Opzione # 1: Formaldeide / eptano fissazione (fissazione Buffer più 5% di formaldeide).
    1. Fix per 2,5 minuti su un nutator. Aggiungere 1 ml di eptano e vortex 1 min. Lasciare riposare ~ 1 min.
    2. Rimuovere tutto il liquido, e quindi aggiungere 1 ml di PBS 1x. Vortex 30 sec. Lasciare riposare ~ 1 min.
    3. Rimuovere tutto il liquido, e quindi riempire il tubo con PBS 1x.
      NOTA: Gli oociti possono essere utilizzati immediatamente o conservare sul nutator per diverse ore a temperatura ambiente.
  3. Opzione # 2: la fissazione Formaldeide / cacodilato (Fix Mix più 8% di formaldeide e 100 mm cacodilato).
    1. Fix per 6 minuti su un nutator. Lasciare riposare 2 minuti. Rimuovere il liquido, e quindi riempire il tubo con PBS 1x.
      NOTA: Gli oociti possono essere utilizzati immediatamente o conservare sul nutator per diverse ore a temperatura ambiente.

5. Rimozione Membrane ( "Rolling")

  1. Utilizzando rivestito pipetta Pasteur, aggiungere ~ 500 a 1.000 ovociti alla parte (sabbiato) smerigliato di un vetrino. Rimuovere tutte le parti del corpo e dei materiali con pinze estranei. Non lasciate che gli ovociti asciugare; aggiungere 1x PBS come necessario.
  2. Posizionare un vetrino in cima degli ovociti e delicatamente ovociti "Roll", fino tutte le membrane vengono rimossi (trascinando il bordo del vetrino attraverso gli ovociti funziona meglio.) Controllare periodicamente i progressi sotto il microscopio, l'aggiunta più 1x PBS, se necessario. Fare attenzione a come troppa pressione distruggerà gli ovociti.
    NOTA: Per immunofluorescenza solo continuare con il passo 6. Per il pesce (con o senza immunofluorescenza), passare al punto 7.

6. Anticorpo colorazione di Drosophila ovociti

  1. Estrazione e Blocco
    1. Risciacquare ovociti arrotolato in un tubo da 15 ml contenente ~ 15 ml di PBS / 1% Triton X-100. ovociti Nutate in questa soluzione per non meno di 1,5 ore e non più di 2 ore.Questo passaggio consente la penetrazione degli anticorpi.
    2. Lasciate ovociti stabilirsi ~ 2 min. Rimuovere il liquido insieme con il maggior numero possibile di membrane, quindi aggiungere PBS / 0,05% Triton X-100.
      NOTA: Le membrane si depositerà più lento di ovociti laminati.
    3. Lasciate ovociti depositano ~ 2 minuti, quindi rimuovere tutti tranne ~ 1 ml di liquido. ovociti Trasferire graduato da 1,5 ml di tubo e rimuovere il liquido restante. Aggiungere 1 ml PTB per il blocco e nutate per 1 ora.
  2. colorazione degli anticorpi
    1. Pre-assorbimento di anticorpi secondari contro embrioni.
      NOTA: Questo passaggio elimina la colorazione di fondo da non specifici anticorpi interazioni con le proteine di Drosophila.
      1. Raccogliere e risolvere embrioni di Drosophila (~ 25 microlitri) per procedura tipica 8. Conservare in metanolo a -20 ° C.
      2. Rimuovere metanolo da embrioni, aggiungere 800 ml di metanolo più 200 ml 1x PBS, e nutate per 15 min. Togliere 500 ml di surnatante e sostituire con 500 microlitri PBS 1x. Poi nutate per 15 min. Ripetere due volte (per un totale di ~ 1 ora di lavaggi) e quindi completare in PTB.
        NOTA: Gli embrioni possono essere utilizzati immediatamente o mantenimento in nutator per diverse ore a temperatura ambiente.
      3. Rimuovere liquido, riempire con PTB a 200 ml per ovocita di preparazione, e aggiungere anticorpi secondari fluorescenza marcata in opportune diluizioni (tenendo presente che il volume finale sarà di 300 ml;. Vedi punto 7.4) Nutate a 4 ° C per una notte (preferibile) oa temperatura ambiente per 3 a 4 ore.
        NOTA: Gli anticorpi pre-assorbito saranno utilizzati nel passaggio 6.2.4.
        NOTA: I campioni al buio per quanto possibile, una volta sono stati aggiunti anticorpi fluorescenti.
    2. Rimuovere il liquido da ovociti, riempire con PTB a 300 ml, e aggiungere anticorpi primari a diluizioni appropriate. Nutate a 4 ° C per una notte (preferibile) oa temperatura ambiente per 3 a 4 ore.
    3. Lavare ovociti quattro volte per 15 minuti ciascuno con 1 ml PTB.
    4. Rimuovereliquido da ovociti, aggiungere 200 ml di surnatante da embrioni (pre-assorbito anticorpi secondari). Poi riempire con PTB a 300 ml. Nutate a temperatura ambiente per 3 a 4 ore (preferibile) sia a 4 ° C durante la notte.
    5. Lavare ovociti una volta per 15 minuti con 1 ml PTB, rimuovere il liquido. Quindi aggiungere 0,5 ml Hoechst 33342 e 500 microlitri PTB e nutate per 7 minuti.
    6. Lavare ovociti due volte per 15 minuti ciascuno con 1 ml PTB.
      NOTA: ovociti possono essere montati su una slitta immediatamente o possono essere conservati in PTB a 4 ° C fino al momento imaging.

7. FISH (continuare dal punto 5 di cui sopra)

  1. Risciacquare ovociti laminati in un tubo da 15 ml contenente 15 ml ~ 2x SSCT. Lasciate ovociti stabilirsi ~ 2 min. Rimuovere tutti ma ~ 0,5 ml di liquido lungo con il maggior numero possibile di membrane.
    NOTA: Le membrane si depositerà più lento di ovociti laminati.
  2. Trasferimento ovociti a 0,5 ml di tubo e rimuovere il liquido restante. Successivamente aggiungere e rimuovere 500 microlitri20%, 40%, e 50% formammide soluzioni, oscillante per 10 min in ciascuna soluzione.
    NOTA: Gli oociti si depositerà più lento con percentuali più elevate di formammide.
  3. Rimuovere il liquido, quindi aggiungere soluzione formammide 500 microlitri 50%, e nutate a 37 ° C per 1 a 5 ore.
    NOTA: più lunga incubazione si traducono in una migliore penetrazione della sonda.
  4. Rimuovere il liquido, lasciando non più di ~ 100 microlitri oociti, e aggiungere la soluzione di ibridazione 36 microlitri più 2 ml di sonda (50 ng / ml) e 2 ml di acqua o 2 microlitri di una sonda 2 nd (Tabella 1).
  5. Incubare a 91 ° C per 3 min (solo FISH) o 80 ° C per 20 min (FISH più immunofluorescenza), seguita da incubazione in un bagno d'acqua a 37 ° C durante la notte.
    NOTA: Questi passaggi possono essere eseguite in un termociclatore.
  6. Non rimuovere il liquido. Aggiungere 500 microlitri soluzione al 50% formammide e nutate a 37 ° C per 1 ora.
  7. Lasciare riposare, rimuovere il liquido, aggiungere la soluzione formammide 500 microlitri 50%, und nutate a 37 ° C per 1 ora.
  8. Lasciare riposare, rimuovere il liquido, aggiungere la soluzione formammide 500 microlitri 20%, e nutate a temperatura ambiente per 10 min.
  9. Eseguire tre lavaggi rapidi in 500 microlitri 2x SSCT (lasciare riposare, eliminare e aggiungere liquido, capovolgere diverse volte, ripetere.) Lasciare riposare, rimuovere il liquido, quindi aggiungere 500 microlitri PTB e nutate per 4 ore.

8. colorazione degli anticorpi dopo la FISH

  1. Rimuovere il liquido da ovociti, riempire con PTB a 300 ml e aggiungere 10 ml di anticorpi anti-α-tubulina coniugato con FITC. In alternativa, altri anticorpi possono essere utilizzati, seguendo il protocollo sopra. Nutate a temperatura ambiente per una notte.
  2. Lavare ovociti una volta per 15 minuti con 500 microlitri PTB, rimuovere il liquido, quindi aggiungere 0,5 ml Hoechst 33342 e 500 microlitri PTB e nutate per 7 minuti.
  3. Lavare ovociti due volte per 15 minuti ciascuno con 500 microlitri PTB.
    NOTA: Gli oociti possono essere montati su una slitta immediatamente o possono essere conservati in PTB a 4 ° C fino al momentoimaging. Mantenere ovociti al buio per quanto possibile, una volta sono stati aggiunti anticorpi fluorescenti.
Ripetere Nome Cromosoma Oligo Sequenza *
359 X GGGATCGTTAGCACTGGTAATTAGCTGC
AACAC 2 AACACAACACAACACAACACAACACAACACAACACAACAC
dodeca 3 CCCGTACTGGTCCCGTACTCGGTCCCGTACTCGGT
1.686 2 + 3 AATAACATAGAATAACATAGAATAACATAG
AATAT 4 (+ Y) AATATAATATAATATAATATAATATAATAT
* 359 sequenza di Eric Joyce, comunicazione personale, altre sequenze di Sullivan et al. 8

Tabella 1: sonde FISH per Drosophila ripete centromeriche.

Droga Solvente la concentrazione della concentrazione finale Tempo di trattamento Effetto
colchicina etanolo 125 mm 150 pM 10 min o 30 min destabilizzare non cinetocore (10 min) 9 o tutti i microtubuli (30 min)
paclitaxel DMSO 10 mM 10 mM 10 minuti stabilizzare microtubules
Binucleine 2 DMSO 25 mM 25 micron 20 min inibire Aurora B chinasi 10

Tabella 2: Trattamento farmacologico.

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Risultati

I metodi che abbiamo descritto qui comporterà la raccolta di fase tardo-ovociti Drosophila che rappresentano tre fasi della meiosi (Figura 1). Gli ovociti in profase si distinguono per la presenza della membrana nucleare, che è visibile dalla mancanza di segnale di tubulina nella regione circostante il cariosoma (Figura 1A). Prometafase è il periodo dopo la rottura membrana nucleare durante il quale le assembla mandrino. Durante prometafase, il ...

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Discussione

Messa in scena Drosophila ovociti

Anche se un cariosoma allungata è spesso visto in ovociti prometafase, utilizzando cariosoma forma di distinguere prometafase da ovociti in metafase può essere problematico. Durante prometafase, il cariosoma inizia come una forma rotonda, si allunga, e poi si ritrae ad una forma rotonda come l'ovocita si avvicina l'arresto metafase. Ciò significa che molti ovociti prometafase non hanno un cariosoma allungata. Inoltre, se gli...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Ringraziamo Christian Lehner per aver fornito l'anticorpo CENP-C e Eric Joyce per le raccomandazioni sulla FISH. Il lavoro nel laboratorio McKim è stato finanziato da una sovvenzione del NIH (GM101955).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Tubi conici da 15 mlVari
16% formaldeideTed Pella, Inc.18505PERICOLOSO; una volta aperto, scartare dopo un mese
becher da 250 mlVari
tubi da 5 mlVari
lieviti attivi secchiVarimiscelare con acqua per ottenere una pasta della consistenza del burro di arachidi
anticorpo anti-alfa--tubulina coniugato al clone FITCSigmaF2168DM1A
Binucleina 2SigmaB1186PERICOLOSO
frullatoreVari
siero bovino albuminaSigmaA4161
cloruro di calcio Vari
colchicinaSigmaC-9754
PERICOLOSO vetrini coprioggettiVWR48366-227No. 1 1/2
destrano solfatoVari
DMSOVari
EGTAEtanolo vario
Varie
pinzeTed Pella, Inc.5622Dumont pinzette di alta precisione grado stile 5
formamideSigma47670-250ML-F
vetrini VWR48312-003
glucosioVari
tubi graduati da 1,5 mlVari
HEPESVWREM-5330disponibili da diversi venditori
Hoechst 33342Vari
cloruro di magnesioVari
metanoloVarie
maglie di grandi dimensioni (~1.500 µ m)VWRAA43657-NKvarietà di formati e altri fornitori, 12 o 14 maglie
a maglia piccola (~300 &300 &; m)Spectrum labs146 424varietà di formati, es., 146 422 o 146 486
nutatorVarie
pipette di PasteurVarie
acetato di potassioVarie
Acido cacodilicoSigmaC0125PERICOLOSO; in alternativa, il cacodilato di sodio può essere sostituito dal
potassio IdrossidoVari acetato
di sodioVari
cloruro di sodioVari
citrato di sodioVari
idrossido di sodioVari
Taxolo
vari (paclitaxel)SigmaT1912PERICOLOSO
Triton X-100FisherPI-28314
Tween 20FisherPI-28320
vortexVari
saccarosio Vari

Riferimenti

  1. Bridges, C. B. Non-disjunction as proof of the chromosome theory of heredity. Genetics. 1 (1), 1-52 (1916).
  2. Hassold, T., Hunt, P. To err (meiotically) is human: the genesis of human aneuploidy. Nat Rev Genet. 2 (4), 280-291 (2001).
  3. Theurkauf, W. E., Hawley, R. S. Meiotic spindle assembly in Drosophila females: behavior of nonexchange chromosomes and the effects of mutations in the nod kinesin-like protein. J Cell Biol. 116 (5), 1167-1180 (1992).
  4. Zou, J., Hallen, M. A., Yankel, C. D., Endow, S. A. A microtubule-destabilizing kinesin motor regulates spindle length and anchoring in oocytes. J Cell Biol. 180 (3), 459-466 (2008).
  5. Dernburg, A. F., Sedat, J. W., Hawley, R. S. Direct evidence of a role for heterochromatin in meiotic chromosome segregation. Cell. 86 (1), 135-146 (1996).
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  7. Gilliland, W. D., et al. Hypoxia transiently sequesters mps1 and polo to collagenase-sensitive filaments in Drosophila prometaphase oocytes. PLoS One. 4 (10), e7544(2009).
  8. Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. Drosophila Protocols. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. (2000).
  9. Radford, S. J., Hoang, T. L., Głuszek, A. A., Ohkura, H., McKim, K. S. Lateral and End-On Kinetochore Attachments Are Coordinated to Achieve Bi-orientation in Drosophila Oocytes. PLoS Genet. 11 (10), e1005605(2015).
  10. Smurnyy, Y., Toms, A. V., Hickson, G. R., Eck, M. J., Eggert, U. S. Binucleine 2, an isoform-specific inhibitor of Drosophila Aurora B kinase, provides insights into the mechanism of cytokinesis. ACS Chem Biol. 5 (11), 1015-1020 (2010).
  11. Mahowald, A. P., Goralski, T. J., Caulton, J. H. In vitro activation of Drosophila eggs. Dev Biol. 98 (2), 437-445 (1983).
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  13. Tavosanis, G., Llamazares, S., Goulielmos, G., Gonzalez, C. Essential role for gamma-tubulin in the acentriolar female meiotic spindle of Drosophila. EMBO J. 16 (8), 1809-1819 (1997).
  14. Endow, S. A., Komma, D. J. Spindle dynamics during meiosis in Drosophila oocytes. J Cell Biol. 137 (6), 1321-1336 (1997).
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  16. Colombié, N., et al. Dual roles of Incenp crucial to the assembly of the acentrosomal metaphase spindle in female meiosis. Development. 135 (19), 3239-3246 (2008).

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Ristampe e permessi

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Assemblaggio del fusocomportamento cromosomicorimozione della membranaimmunofluorescenzamicroscopia confocalepenetrazione dell'anticorpofissazione dell'oocitaanalisi del cariosoma
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