Method Article

Thermo flusso LED - La combinazione Optogenetics con citometria a flusso

DOI:

10.3791/54707

⸱

December 30th, 2016

 ,  ,  , 
1Max-Planck Institute for Immunobiology und Epigenetics, 2Spemann Graduate School of Biology and Medicine (SGBM), University of Freiburg, 3Centre for Biological Signaling Studies, BIOSS, University of Freiburg, 4Albert-Ludwigs-Universität, 5Institute for Biology III (Mol. Immunology), Albert-Ludwigs-Universität

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le sostanze otticamente controllate sono strumenti potenti per studiare le vie di segnalazione. Per ampliare lo spettro dei possibili esperimenti, abbiamo sviluppato un dispositivo per lo studio di sostanze otticamente controllate in tempo reale utilizzando la citometria a flusso: il LED Thermo Flow.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli strumenti optogenetici consentono indagini isolate e funzionali di quasi tutte le molecole di segnalazione all'interno di complesse vie di segnalazione. Uno dei principali ostacoli è l'erogazione controllata di luce al campione di cellule e quindi gli strumenti più popolari per gli studi optogenetici sono le analisi cellulari basate sulla microscopia e gli esperimenti in vitro. Il citometro a flusso presenta importanti vantaggi rispetto a un microscopio, tra cui la capacità di misurare rapidamente migliaia di cellule con risoluzione di una singola cellula. Tuttavia, non è ancora ampiamente utilizzato in optogenetica. Qui presentiamo un dispositivo che combina la potenza dell'optogenetica e della citometria a flusso: il LED Thermo Flow. Questo dispositivo illumina le cellule a lunghezze d'onda, intensità luminose e temperature specifiche durante le misure citofluorimetriche. Può essere costruito a basso costo ed essere utilizzato con i citometri a flusso più comuni. Per dimostrarne l'utilità, abbiamo caratterizzato la cinetica di fotocommutazione delle proteine Dronpa in vivo e in tempo reale. Questo protocollo può essere adattato a quasi tutte le sostanze controllate otticamente e amplia sostanzialmente l'insieme dei possibili esperimenti. Ancora più importante, semplificherà notevolmente la scoperta e lo sviluppo di nuovi strumenti optogenetici.

Introduction

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Strumenti optogenetic stanno guadagnando popolarità, in parte perché possono essere utilizzati per decifrare il cablaggio delle vie di segnalazione 1-4. Essi si basano sulla capacità delle proteine ​​fotoattivabile di cambiare la loro conformazione e affinità di legame quando illuminato con luce. Fondendo queste proteine ad elementi di segnalazione consente la normativa specifica di un singolo giocatore all'interno di complesse vie di segnalazione intracellulare 5-12. Di conseguenza, un percorso di segnalazione può essere studiato con alta risoluzione temporale e spaziale.

La maggior parte degli studi optogenetic basati su celle utilizzano metodi di microscopia a base combinati con coltura in presenza di luce, seguita da analisi biochimiche 11,12. Al contrario, un flusso singolarizza citometro celle lungo un capillare e misura la dimensione della cella, granularità e intensità di fluorescenza. Questo metodo ha importanti vantaggi rispetto microscopia o biochimici metodi, tra cui la capacità di analizzare thousands di cellule alla risoluzione di una singola cellula vivente in un tempo molto breve. Quindi, è desiderabile combinare optogenetics con citometria di flusso.

A nostra conoscenza, non vi è alcun protocollo stabilito per citometria a flusso optogenetic. Una procedura largamente accettata è di illuminare manualmente le cellule da fuori tubo di reazione con i dispositivi torcia elettrica. Tuttavia, illuminazione manuale nel flusso richiede citometro alla luce di passare attraverso il tubo di reazione e, per l'imaging cellulare dal vivo, cilindrica, camera di acqua riscaldata. Ciò causa sostanziale dispersione della luce e la perdita di luce. Inoltre, l'intensità della luce fornita da illuminazione manuale non è riproducibile tra esperimenti (angolo, distanza, ecc) e vi è un limite pratico al numero di lunghezze d'onda in un esperimento.

Con la costruzione del dispositivo Thermo flusso LED, siamo stati in grado di superare questi limiti. Con questo dispositivo, le cellule possono essere illuminati con specifiche lunghezze d'onda in una temperaturaerature controllato modo durante le misure di citometria a flusso. Questo permette di quantità precise e riproducibili di luce all'interno e tra esperimenti.

Per dimostrare l'utilità del nostro dispositivo in vivo, abbiamo registrato il segnale di fluorescenza di Dronpa nelle cellule Ramos B durante photoswitching. le cellule Ramos B sono derivati ​​da un linfoma di Burkitt umana. Dronpa è una proteina fluorescente che esiste come monomero, dimero o tetramero. Nella sua forma monomerica, è non fluorescente. Illuminazione con 400 nm luce induce dimerizzazione e tetramerizzazione e rende fluorescente proteina Dronpa. Questo processo può essere invertito illuminazione con 500 luce nm. La proteina Dronpa è stato usato per controllare la funzione e la posizione di segnalazione proteine 4,13.

Qui, abbiamo espresso una proteina Dronpa-Linker-Dronpa nelle cellule Ramos B per studiare photoswitching di Dronpa in un citofluorimetro. Utilizzando il nostro dispositivo, siamo stati in grado di efficienza eFOTOINTERRUTTORE riproducibile Dronpa durante la registrazione la sua intensità di fluorescenza in tempo reale. Questo metodo fornisce vantaggi sostanziali rispetto protocolli illuminazione attuale con illuminazione manuale e amplia notevolmente il repertorio sperimentale per strumenti optogenetic e composti gabbia. Utilizzando il nostro dispositivo semplificherà e accelerare la scoperta e lo sviluppo di strumenti innovativi optogenetic in modo significativo.

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Protocol

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1. Progettare e costruire il dispositivo

  1. esperimenti pilota
    NOTA: L'intensità luminosa necessaria per uno specifico strumento e delle cellule di tipo optogenetic può variare in modo significativo. Esperimenti pilota con prototipi sono utili per stimare l'intensità luminosa minima necessaria. Lo strumento optogenetic utilizzato per i seguenti esperimenti è una fusione costrutto Dronpa-Linker-Dronpa. La sequenza è stata Dronpa commercialmente ottenuto (vedere elenco dei materiali). Un lungo linker è stato clonato tra due sequenze Dronpa per consentire il costrutto espresso per formare dimeri intramolecolari (e intermolecolari). I passi descritti di seguito possono essere adattati a molti altri strumenti optogenetic o sostanze otticamente controllate.
    1. Trasdurre linfociti B Ramos con un Dronpa-Linker-Dronpa contenente costrutto seguendo le istruzioni del produttore per la trasduzione usando il surnatante retrovirale contenente da cellule di imballaggio. Harvest e le cellule di conteggio secondo un preprecedentemente pubblicato protocollo 13.
    2. Risospendere le cellule ad una concentrazione di 1 x 10 6 / ml in mezzo (RPMI 1640, 10% FCS inattivato al calore, 2 mM L-glutammina, 100 U / mL di penicillina, 100 U / mL di streptomicina, e 50 mM 2-mercaptoetanolo) e trasferirli ad un tubo di vetro FACS.
    3. Inserire il tubo in un citofluorimetro e misurare l'intensità di fluorescenza di Dronpa (canale GFP) 14,15.
    4. Indossare occhiali di protezione per tutte le ulteriori passi per proteggere gli occhi da lunghezze d'onda possibilmente dannose.
    5. inserire manualmente una luce 500 nm LED sulla parte esterna del tubo e continuare a misurare l'intensità di fluorescenza di Dronpa.
    6. Aumentare il numero e / o intensità delle luci a LED fino intensità di fluorescenza Dronpa diminuisce.
    7. inserire manualmente una luce 400 nm LED sulla parte esterna del tubo e continuare a misurare l'intensità di fluorescenza di Dronpa.
    8. Aumentare il numero e / o intensità delle luci a LED fino a quando il fluo Dronparescence intensità aumenta.
    9. Utilizzare almeno tante luci a LED per la costruzione del dispositivo come predetto di essere necessario dal photoswitching in passi 1.1.5 e 1.1.7.
  2. La costruzione del dispositivo
    NOTA: Il dispositivo è stato costruito da un negozio di lavorazione professionale, la Arbeitsgruppe Technik presso l'Università di Friburgo. La maggior parte dei pezzi sono realizzati su misura e non disponibili in commercio. Le esatte dimensioni di ciascuna parte sono raffigurati nelle figure 1 e 2. Per chiarire il montaggio di questo dispositivo, complementare Video 1 è fornito e si descrivono le fasi essenziali di seguito.
    1. Mill piece A da cloruro di polivinile (PVC) con le esatte misure indicate in figura 1A.
    2. Inserire luci a LED nei fori di pezzo A e sigillare ogni foro con colla per PVC per evitare perdite d'acqua.
    3. Collegare i LED ad un trasformatore multicanale (ogni lunghezza d'onda dovrebbe occupare una chann separatael) con potenza di uscita regolabile da 0-29 mA.
    4. Fissare la guaina esterna (B) con 3 viti per pezzo A come raffigurato per proteggere i LED da danni fisici.
    5. Per poter collegare il dispositivo ad una pompa dell'acqua, colla nelle clip tubo (C) nei fori del pezzo A (mostrato in Figura 1a, sezione trasversale Y: 9 mm e 61,5 millimetri) utilizzando colla PVC.
    6. Tagliare un tubo di plexiglas lungo 58,5 millimetri (D1).
    7. Fabbricazione pezzi D2 e D3 di plexiglas come illustrato nella Figura 2.
    8. piece colla D3 al fondo D1 con colla plexiglas.
    9. Collegare un O-ring di gomma per pezzo D2 e ​​la colla in cima D1 con la colla plexiglas.
      NOTA: I pezzi D1, D2 e ​​D3 insieme formano pezzo D.
    10. Inserire pezzo D in pezzo A con 3 viti.
    11. Testare il dispositivo per perdite d'acqua prima di applicare l'alimentazione al trasformatore.

2. Misurare la cinetica di uno strumento optogenetic

  1. preparare le cellule
    1. Culture cellule Ramos B in RPMI-mezzo (RPMI 1640, 10% FCS inattivato al calore, 2 mM L-glutammina, 100 U / mL di penicillina, 100 U / mL di streptomicina, e 50 mM 2-mercaptoetanolo) ad una densità di 3- 10 x 10 6 cellule / ml a 37 ° C e 5% CO 2.
    2. Harvest Ramos B cellule per centrifugazione a 350 xg e 4 ° C per 5 min.
    3. Contare le cellule utilizzando una camera di conteggio Neubauer seguito le istruzioni del produttore e risospendere 1-5 x 10 6 cellule in 600 microlitri di media.
    4. Trasferire le cellule in una provetta di vetro FACS, metterli su ghiaccio e proteggerli dalla luce fino alla misura.
  2. Preparare il citometro di flusso e il dispositivo.
    1. Collegare il dispositivo ad una pompa acqua riscaldata e regolare la temperatura a 37 ° C.
    2. Quando si utilizzano tubi di vetro FACS, scambiare l'O-ring nero del citofluorimetro con un O-ring di gomma e di applicare in aggiunta gr di siliciofacilità.
  3. misurazione
    1. Inserire con cura il tubo di vetro FACS nel dispositivo e collegarlo al citofluorimetro (Figura 3).
    2. Avviare la misurazione e registrare Dronpa intensità fluorescente (GFP canale).
    3. Illuminare il campione di cellule con 400 nm o 500 nm luce, rispettivamente, e registrare l'intensità di fluorescenza Dronpa (canale GFP).
  4. Analisi dei dati
    1. Analizzare i dati sperimentali con flusso adeguato citometro software. Grafico a dispersione in avanti contro dispersione laterale e porta le cellule viventi. Tracciare l'intensità di fluorescenza Dronpa nel corso del tempo.

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Results

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Utilizzando il flusso Thermo LED con un citometro di flusso

Il nucleo funzionale del dispositivo è una camera cilindrica in cui LED sono disposti in modo circolare che punta verso l'interno. Questa camera può essere collegato alla rete idrica e la pompa, che consente il controllo della temperatura dei LED, così come il campione cellulare. I LED sono collegati ad un trasformatore e quindi l'intensità luminosa per ogni lunghezza d...

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Discussion

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La Thermo flusso LED è un dispositivo innovativo per studiare strumenti optogenetic in un citometro di flusso.

Finora, i campioni sono stati optogenetic illuminata solo con i laser microscopia o dispositivi torcia elettrica 11,12. A seconda dell'angolo e della distanza della torcia al campione, sostanziale variabilità nella quantità di illuminazione è previsto tra esperimenti. Inoltre, vi è un limite al numero di torce una singola persona può operare in un esperimento. Questo ...

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Disclosures

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Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti.

Acknowledgements

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Ringraziamo J. Schmidt dell'Università di Friburgo per aver costruito il dispositivo. Ringraziamo P. Nielsen e D. Medgyesi per il loro sostegno e la lettura critica di questo manoscritto. Questo studio è stato sostenuto dalla Deutsche Forschungsgemeinschaft attraverso SFB746 e dall'Excellence Initiative della German Research Foundation (GSC-4, Spemann Graduate School).

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Tubo FACS in vetroThermo Fisher Scientific; Waltham, USA14-961-26Tubi in vetro borosilicato 12x75 mm
Citometro a flussoBD Bioscienceg; Heidelberg, GermaniaOrdine speciale Fortessa II
Dronpa: pcDNA3-mNeptune2-NAddgene; Cambridge, Stati Uniti41645
PolyJetSignaGen, Rockville, Stati UnitiSL100688
LED 505 nmAvago Technologies; Boeblingen, GermaniaHLMP-CE34-Y1CDD
LED 400 nmAvago Technologies; Boeblingen, GermaniaUV5TZ-400-15
Tubo in plexiglas 15 mmMaertin; Friburgo, Germania76999
Plexiglas 3 mmMaertin; Friburgo, Germania692230
Plexiglas 2,5 mmMaertin; Friburgo, Germania692225
Plexiglas 1,5 mmMaertin; Friburgo, Germania692215
Piastrella in PVC 5 mmMaertin; Friburgo, Germania690020.005
Piastrella in PVC 6 mmMaertin; Friburgo, Germania690020.006
Blocco PVC 50 mmMaertin; Friburgo, Germania690020.050
RPMIInvitrogen, Life Technologies; Darmstadt, Germania61870-010
2-MercaptoetanoloEMD; Germania805740
FCSPAN Biotech; Aidenbach, GermaniaP30-3302
Penicillina/Strptomicina (10.000 U/mL)Invitrogen, Life Technologies; Darmstadt, Germania15140-122
Colla per plexiglas AcrifixEvonic industries, Essen, Germania1R0192
Colla Tangit PVC-UHenkel, Dü sseldorf, Germania

References

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