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Articolo metodologico

Messa Istologia per quantificare neurodegenerazione in

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⸱

DOI:

10.3791/54809

⸱

15 dicembre 2016

 , 
1Oregon Institute of Occupational Health Sciences, Oregon Health & Sciences University

In questo articolo

Sommario

Drosophila è ampiamente usato come sistema modello per studiare neurodegenerazione. Questo protocollo descrive un metodo con cui la degenerazione, come determinato dalla formazione vacuolo nel cervello, può essere quantificato. Si riduce anche effetti dovuti alla procedura sperimentale di elaborazione e controllo sezionamento e mosche sperimentali come un campione.

Abstract

malattie neurodegenerative progressive come la malattia di Alzheimer (AD) o malattia di Parkinson (PD) è una crescente minaccia per la salute umana in tutto il mondo. Sebbene i modelli di mammiferi hanno fornito importanti informazioni sui meccanismi alla base della patogenicità, la complessità dei sistemi di mammiferi insieme con i loro alti costi stanno limitando il loro utilizzo. Pertanto, il semplice ma ben consolidata modello di sistema Drosophila fornisce un'alternativa per lo studio dei meccanismi molecolari che sono colpite in queste malattie. Oltre a deficit comportamentali, malattie neurodegenerative sono caratterizzate da fenotipi istologici come la morte neuronale e assonopatia. Per quantificare la degenerazione neuronale e per determinare come esso è influenzato da fattori genetici e ambientali, usiamo un approccio istologico che si basa sulla misurazione dei vacuoli nel cervello mosca adulta. Per ridurre al minimo gli effetti di errore sistematico e di confrontare direttamente le sezioni di controllo e expmosche erimental in una preparazione, si usa il metodo 'collare' per le sezioni di paraffina. Neurodegeneration viene valutata misurando la dimensione e / o il numero di vacuoli che si sono sviluppate nel cervello mosca. Questo può essere fatto sia concentrandosi su una specifica regione di interesse o analizzando l'intero cervello ottenendo sezioni seriali che attraversano la testa completa. Pertanto, questo metodo permette di misurare non solo la degenerazione grave, ma anche fenotipi relativamente lievi che sono rilevabili solo in alcune sezioni, come avviene durante il normale invecchiamento.

Introduzione

Con l'aumento dell'aspettativa di vita, malattie neurodegenerative come il morbo di Alzheimer o di Parkinson sono diventati una minaccia per la salute crescente per la popolazione generale. Secondo il National Institutes of Health, 115 milioni di persone nel mondo sono previsti per essere colpiti da demenza nel 2050. Anche se sono stati compiuti progressi significativi per identificare geni e fattori di rischio coinvolti in almeno alcune di queste malattie, per molti di loro, il sottostante meccanismi molecolari sono ancora sconosciuti o non ben compreso.

Semplici invertebrati organismi modello come Caenorhabditis elegans e Drosophila melanogaster offrono una varietà di vantaggi sperimentali per studiare i meccanismi di malattie neurodegenerative, tra cui un breve ciclo di vita, gran numero di discendenti, e la disponibilità di metodi ben consolidati e, a volte unici genetici e molecolari 1 -12. Inoltre, questi organismi sono suscettibili di imparzialeschermi di interazione in grado di identificare i fattori che contribuiscono a queste malattie per i loro effetti aggravanti o Ameliorating sui fenotipi neurodegenerative.

Analizzando tali interazioni genetiche e valutare gli effetti dell'invecchiamento richiede protocolli quantitativi per rilevare neurodegenerazione e misurare la sua gravità. Questa valutazione può essere fatta in modo relativamente facile quando si misura aspetti comportamentali di Drosophila, quali l'apprendimento olfattivo, geotassi negativi, o fototassi veloce, che forniscono un valore numerico delle prestazioni 13-21. È anche possibile determinare gli effetti sulla sopravvivenza neuronale contando neuroni. Tuttavia, questo è possibile solo quando concentrandosi su una specifica popolazione che è chiaramente identificabile, come i neuroni dopaminergici che sono interessati nel PD, e anche allora, i risultati sono stati controversi 22-24.

Il protocollo qui descritto utilizza il metodo collare per eseguire sezioni seriali paraffina, un metodoche è stato originariamente sviluppato da Heisenberg e Böhl, che lo utilizzò per isolare i mutanti cerebrali anatomiche in Drosophila 25. L'utilizzo del metodo collare è stato successivamente adattato, anche in criosezioni, vibratome sezioni e profilati in plastica 26-28. Ecco, questo metodo viene utilizzato per ottenere sezioni seriali di tutta la testa mosca, che può quindi essere utilizzato per misurare i vacuoli che si sviluppano in mosche con fenotipi neurodegenerative 16,21,29-32. Queste misurazioni possono essere eseguite in specifiche aree cerebrali o in grado di coprire l'intero cervello; il secondo approccio permette di identificare anche fenotipi degenerative deboli, come osservato durante l'invecchiamento. Infine, quando si utilizzano i collari, fino a 20 in linea può essere elaborato come una preparazione, che è non solo meno tempo, ma consente anche per l'analisi di controllo e mosche sperimentali nella stessa preparazione, minimizzando artefatti da lievi variazioni la preparazione.

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Protocollo

1. fissare la testina sui collari e inclusione in paraffina

Nota: Tutte le fasi del processo di fissazione dovrebbe essere fatto in una cappa aspirante. Benzoato di metile, anche se non presentano un rischio per la salute, ha un odore molto distinta, che può essere schiacciante, se non gestita in una cappa aspirante.

  1. Prima anestetizzare le mosche, portare 50 mL di soluzione di Carnoy aggiungendo 15 ml di cloroformio e 5 ml di acido acetico glaciale a 30 ml di 99% di etanolo (non mescolare cloroformio e acido acetico). Versare in un contenitore di vetro con un fondo piatto, come un piatto di cristallizzazione, il garantire che i collari possono distesi e sono completamente coperti dalla soluzione.
  2. Anestetizzare le mosche con CO 2 o etere.
  3. mosche filo (fino a 20) con la maggior parte collari per il collo nelle collari che utilizzano pinze. Ricordare per allineare tutte le teste con lo stesso orientamento, come mostrato in figura 1A, ed essere gentile per garantire che nessun danno si verifica alla testa o occhi.
  4. Includere mosche sine Oculis (frecce, Figura 1A) in posizioni casuali in modo che l'ordine delle mosche può essere facilmente identificato in sezioni. Inoltre, se le mosche sperimentali hanno un colore degli occhi chiaro o bianco, filo alcune mosche dagli occhi rossi, come il tipo selvaggio, tra di loro per garantire che il pigmento è considerata sufficiente a macchiare la diapositiva. Registrare l'ordine delle mosche su un foglio protocollo nonché il numero collare se si utilizza più di un collare.
  5. Una volta che un collare è stato finito, posizionarlo nella soluzione Carnoy preparato per 3,5-4 ore.
  6. Dump la soluzione Carnoy nel contenitore di smaltimento appropriato e iniziare i lavaggi etanolo. Assicurarsi di versare lentamente in modo da non disturbare il posizionamento dei collari nel contenitore.
  7. Lavare i collari per 30 minuti in 99% etanolo due volte.
  8. Lavare i collari in 100% di etanolo per 1 h. Assicurarsi di modificare i lavaggi in tempo per evitare overdehydration.
  9. Mettere i collari di benzoato di metileO / N a temperatura ambiente. Sigillare il contenitore con parafilm per impedire l'evaporazione del benzoato di metile.
  10. Versare il methylbenozate nel corretto contenitore monouso nella cappa. Aggiungere una miscela precedentemente preparata di 1: 1 a basso punto di fusione (56-57 ° C) cera di paraffina e benzoato di metile. Da questo punto in poi, i collari devono essere tenuti in un incubatore a 65 ° C per assicurarsi che la paraffina non si indurisce.
  11. Versare il methylbenozate e la miscela di paraffina nel giusto contenitore monouso, e versare fuso paraffina pura, mantenuta a 65 ° C, sui collari.
  12. Modificare la paraffina dopo 30 minuti e ripetere questo almeno 5 volte. Almeno 6 - 8 lavaggi devono essere eseguiti.
  13. Una volta che i lavaggi sono completi, inserire i collari in una vaschetta per il ghiaccio in gomma con scanalature circa le dimensioni dei collari. Versare paraffina fusa su di loro fino a quando completamente ricoperta e lasciarlo indurire O / N (cercare di evitare bolle d'aria).
  14. Rimuovere i blocchi di paraffina containing i collari dal vassoio del cubo di ghiaccio. Separare il blocco di paraffina dal collare con una lama di rasoio, rompendo delicatamente il collare. Le teste saranno nel blocco di paraffina mentre i corpi rimarranno nel collare. I blocchi possono essere conservati a temperatura ambiente.
  15. Per pulire i collari, ammollo in un agente deparafinization a 65 ° C per rimuovere la paraffina, pulito, con lavaggio luce, e lavare in etanolo prima di riutilizzarlo.

2. Sezioni e montaggio

  1. Riscaldare una piastra riscaldante a 50 ° C. Posizionare i titolari oggetto (o blocchi di montaggio in metallo) e lame di rasoio sul piatto e lasciarli riscaldare.
  2. A seconda dell'orientamento desiderato per il sezionamento, collegare il blocco di paraffina o con le teste verso il lato (per sezioni orizzontali) o verso l'alto (per le sezioni frontali) a un blocco di montaggio riscaldata (fusione brevemente il blocco sul lato di contatto). Rimuovere il blocco dalla piastra di riscaldamento e lasciarlo raffreddare per almeno 10 min garantire che la paraffina è indurito sufficiente per una buona tenuta sul blocco di montaggio. Mantenere la fila di teste allineate parallelamente alla superficie del blocco il più possibile per evitare sezioni irregolari.
  3. Prendere una lametta e tagliare l'eccesso di paraffina dalle teste volo in modo che solo una piccola fila con le teste incorporate rimane (la lama può essere riscaldato per facilitare il taglio). Assicurarsi di non tagliare troppo in modo che la paraffina non si rompa durante il sezionamento (più il taglio può essere fatto durante il sezionamento).
  4. Posizionare il blocco di montaggio nel supporto oggetto del microtomo e garantire che l'allineamento della fila di teste è più possibile parallelo al bordo della lama.
  5. Preparare vetrini da microscopio coprendole con un sottile strato di soluzione di poli-L-lisina (PLL) e lasciate asciugare per 5 min. Coprire con acqua poco prima di utilizzare.
  6. Tagliare 7 sezioni micron e trasferire il nastro delle sezioni alla slitta galleggiante sull'acqua.
    Nota: Per ottenere l'intero cervello per le sezioni orizzontali, raccogliamo il nastro da quando si inizia a tagliare in un occhio fino a quando la testa è stata completamente tagliato (il taglio dal proboscide nel cervello). Più di una diapositiva può essere necessaria per l'intera testa.
  7. Posizionare il vetrino su una piastra di calore a 37 ° C e permettere al nastro di espandersi per circa 1 min.
  8. Rimuovere l'acqua in eccesso (versando fuori o utilizzando un tessuto) e asciugare il diapositive O / N.
  9. Rimuovere la cera di paraffina dal vetrino posizionando i vetrini in un uomo alto, vaso slide-colorazione verticale riempito con un agente deparafinization (che copre completamente le sezioni). Effettuare 3 lavaggi di 30 min - 60 min ciascuno.
  10. Rimuovere il vetrino dal lavaggio finale. Mettere 2 gocce di media incorporamento sul vetrino e coprirlo con un largo coprioggetti.

3. Fotografare e l'analisi dei Sezioni

  1. Lasciare i vetrini preparati ad asciugare per 1 - 2 d. Poi, li esaminerà in una microsc a fluorescenzaope sotto la luce blu.
  2. Utilizzare un ingrandimento minore per determinare l'orientamento delle mosche e per individuare la zona di interesse se concentrandosi su una regione specifica.
    NOTA: Per le mosche SWS (vedi figura 2), troviamo la sezione che contiene il grande commessura e scattare una foto (di solito a 40X di ingrandimento). Analizzando l'intero cervello (come in figura 3), si scorrere tutte le sezioni da una testa e sia fotografare la sezione con il fenotipo più grave o tutte le sezioni che mostrano vacuoli.
  3. Per un'analisi doppio cieco, prendere e immagini numero senza conoscere il genotipo e registrare il numero di collare e la posizione della testa della fila di identificarli in seguito.
  4. Una volta che sono state prese le immagini, analizzarli utilizzando un software di imaging.
  5. Contare il numero di vacuoli per sezione o per capo. Per misurare la dimensione vacuolo, aprire le immagini in un programma software e selezionare i vacuoli con una selezione troppol. Determinare la quantità di pixel nei vacuoli selezionati.
  6. Per la conversione di micron 2, scattare una foto di uno scivolo di calibrazione micrometrico al ingrandimento utilizzato per l'acquisizione di foto. Determinare la quantità di pixel in 100 micron 2 per calcolare il fattore di conversione.
  7. Convertire il numero totale di pixel in micron 2 dividendo il numero di pixel per il fattore di conversione calcolata nel passaggio precedente.

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Risultati

Utilizzando i risultati metodo descritto in sezioni seriali colorati con l'occhio del pigmento 33 che comprendono l'intera testa mosca. Una parte di questo è mostrato in Figura 1B, dove le sezioni da una testa individuo sono mostrati dall'alto verso il basso. Le sezioni di diverse mosche sono visti da sinistra a destra in questo esempio. Per facilitare l'orientamento e l'identificazione delle mosche, una mosca senza occhi (Oculis sinuso...

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Discussione

Il metodo descritto fornisce un mezzo per quantificare neurodegenerazione nel cervello di Drosophila. Mentre altri metodi, come conteggio di un tipo di cellula specifico, possono essere utilizzati per identificare neurodegenerazione, il vantaggio di questo metodo è che può essere applicata più in generale. Contare le cellule richiede che queste cellule possono essere identificate in modo affidabile utilizzando un anticorpo specifico o l'espressione di un marcatore specifico per cellule, che non è sempre dis...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni a D.K. dalla Medical Research Foundation of Oregon e da NIH/NINDS (NS047663). E.S. è stato supportato da una borsa di formazione dal NIH (T32AG023477).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Nome del reagente/apparecchiatura Numero dicatalogodell'azienda
CollareGenesee ScientificTS 48-100Utilizziamo collari su misura realizzati da un unico pezzo di metallo invece che da strati come quelli di Genesee. Una descrizione su come realizzare i collari può essere trovata su http://flybrain.neurobio.arizona.edu/Flybrain/html/atlas/fluorescent/index.html 
Vaschetta per cubetti di ghiaccio in gomma per l'incorporazioneNegozioLa dimensione può essere adattata incollandola in pareti aggiuntive 
Piatto di cristallizzazioneFisher Scientific company08-762-3
EtherFisher Scientific CompanyE138-1
EthanolDecon Laboratories Inc.2701
CholoroformFisher Scientific CompanyC298-500
Acido acetico glacialeFisher Scientific CompanyA38-212
MetilbenzoatoFisher Scientific CompanyM205-500Odore distinto - Utilizzare in cappa aspirante!
Cera di paraffina a basso punto di fusioneFisher Scientific CompanyT565Assicurati di mantenere extra sciolto in un 65 ° C waterbath
MicrotomeLeica BiosystemsReichert Jung 2040 Autocut
Microscope Slide FisherScientific Company12-550D
Microscopio Cover GlassFisher Scientific Company12-545-M
SafeClearFisher Scientific Company314-629Tre diversi contenitori per lavaggi
Barattolo di colorazione verticale con CopertinaTed Pella Inc.432-1
PermountFisher Scientific CompanySP15-500
Soluzione di poli-L-lisina (PLL)Sigma Life ScienceP8290-500
per la casa

Riferimenti

  1. Alexander, A. G., Marfil, V., Li, C. Use of Caenorhabditis elegans as a model to study Alzheimer's disease and other neurodegenerative diseases. Front Genet. 5, 279(2014).
  2. Bonini, N. M., Fortini, M. E. Human neurodegenerative disease modeling using Drosophila. Annu Rev Neurosci. 26, 627-656 (2003).
  3. Calahorro, F., Ruiz-Rubio, M. Caenorhabditis elegans as an experimental tool for the study of complex neurological diseases: Parkinson's disease, Alzheimer's disease and autism spectrum disorder. Invert Neurosci. 11, 73-83 (2011).
  4. Chen, X., Barclay, J. W., Burgoyne, R. D., Morgan, A. Using C. elegans to discover therapeutic compounds for ageing-associated neurodegenerative diseases. Chemistry Central Journal. 9, 65(2015).
  5. Gama Sosa, M. A., De Gasperi, R., Elder, G. A. Modeling human neurodegenerative diseases in transgenic systems. Hum Genet. 131, 535-563 (2012).
  6. Jaiswal, M., Sandoval, H., Zhang, K., Bayat, V., Bellen, H. J. Probing mechanisms that underlie human neurodegenerative diseases in Drosophila. Annu Rev Genet. 46, 371-396 (2012).
  7. Konsolaki, M. Fruitful research: drug target discovery for neurodegenerative diseases in Drosophila. Expert Opin Drug Discov. 8, 1503-1513 (2013).
  8. Kretzschmar, D. Neurodegenerative mutants in Drosophila: a means to identify genes and mechanisms involved in human diseases. Invert Neurosci. 5, 97-109 (2005).
  9. Kretzschmar, D., et al. Swiss cheese et allii, some of the first neurodegenerative mutants isolated in Drosophila. J Neurogenet. 23, 34-41 (2009).
  10. Li, J., Le, W. Modeling neurodegenerative diseases in Caenorhabditis elegans. Exp Neurol. 250, 94-103 (2013).
  11. Prussing, K., Voigt, A., Schulz, J. B. Drosophila melanogaster as a model organism for Alzheimer's disease. Mol Neurodegener. 8, (2013).
  12. Wentzell, J., Kretzschmar, D. Alzheimer's disease and tauopathy studies in flies and worms. Neurobiol Dis. 40, 21-28 (2010).
  13. Ali, Y. O., Escala, W., Ruan, K., Zhai, R. G. Assaying locomotor, learning, and memory deficits in Drosophila models of neurodegeneration. J Vis Exp. , (2011).
  14. Barone, M. C., Bohmann, D. Assessing neurodegenerative phenotypes in Drosophila dopaminergic neurons by climbing assays and whole brain immunostaining. J Vis Exp. , e50339(2013).
  15. Dutta, S., Rieche, F., Eckl, N., Duch, C., Kretzschmar, D. Glial expression of Swiss-cheese (SWS), the Drosophila orthologue of Neuropathy Target Esterase, is required for neuronal ensheathment and function. Dis Model Mech. , (2015).
  16. Iijima, K., et al. Abeta42 mutants with different aggregation profiles induce distinct pathologies in Drosophila. PLoS One. 3, e1703(2008).
  17. Krishnan, N., et al. Loss of circadian clock accelerates aging in neurodegeneration-prone mutants. Neurobiol Dis. 45, 1129-1135 (2012).
  18. Liu, H., et al. Automated rapid iterative negative geotaxis assay and its use in a genetic screen for modifiers of Abeta(42)-induced locomotor decline in Drosophila. Neurosci Bull. 31, 541-549 (2015).
  19. Papanikolopoulou, K., Skoulakis, E. M. Temporally distinct phosphorylations differentiate Tau-dependent learning deficits and premature mortality in Drosophila. Hum Mol Genet. 24, 2065-2077 (2015).
  20. Ping, Y., et al. Linking abeta42-induced hyperexcitability to neurodegeneration, learning and motor deficits, and a shorter lifespan in an Alzheimer's model. PLoS Genet. 11, e1005025(2015).
  21. Sujkowski, A., Rainier, S., Fink, J. K., Wessells, R. J. Delayed Induction of Human NTE (PNPLA6) Rescues Neurodegeneration and Mobility Defects of Drosophila swiss cheese (sws) Mutants. PLoS One. 10, e0145356(2015).
  22. Barone, M. C., Sykiotis, G. P., Bohmann, D. Genetic activation of Nrf2 signaling is sufficient to ameliorate neurodegenerative phenotypes in a Drosophila model of Parkinson's disease. Dis Model Mech. 4, 701-707 (2011).
  23. Coulom, H., Birman, S. Chronic exposure to rotenone models sporadic Parkinson's disease in Drosophila melanogaster. J Neurosci. 24, 10993-10998 (2004).
  24. Navarro, J. A., et al. Analysis of dopaminergic neuronal dysfunction in genetic and toxin-induced models of Parkinson's disease in Drosophila. J Neurochem. 131, 369-382 (2014).
  25. Heisenberg, M., Böhl, K. Isolation of anatomical brain mutants of Drosophila by histological means. Zeitschrift für Naturforschung C. 34, 143(1979).
  26. Han, P. L., Meller, V., Davis, R. L. The Drosophila brain revisited by enhancer detection. J Neurobiol. 31, 88-102 (1996).
  27. Lin, C. W., et al. Automated in situ brain imaging for mapping the Drosophila connectome. J Neurogenet. 29, 157-168 (2015).
  28. Strausfeld, N. J., Sinakevitch, I., Vilinsky, I. The mushroom bodies of Drosophila melanogaster: an immunocytological and golgi study of Kenyon cell organization in the calyces and lobes. Microsc Res Tech. 62, 151-169 (2003).
  29. Bettencourt da Cruz, A., Wentzell, J., Kretzschmar, D. Swiss Cheese, a protein involved in progressive neurodegeneration, acts as a noncanonical regulatory subunit for PKA-C3. J Neurosci. 28, 10885-10892 (2008).
  30. Bolkan, B. J., Kretzschmar, D. Loss of Tau results in defects in photoreceptor development and progressive neuronal degeneration in Drosophila. Dev Neurobiol. 74, 1210-1225 (2014).
  31. Cook, M., Mani, P., Wentzell, J. S., Kretzschmar, D. Increased RhoA prenylation in the loechrig (loe) mutant leads to progressive neurodegeneration. PLoS One. 7, e44440(2012).
  32. Wittmann, C. W., et al. Tauopathy in Drosophila: neurodegeneration without neurofibrillary tangles. Science. 293, 711-714 (2001).
  33. Rasmuson, B., Green, M. M., Ewertson, G. QUALITATIVE AND QUANTITATIVE ANALYSES OF EYE PIGMENTS AND PTERIDINES IN BACK-MUTATIONS OF THE MUTANT wa IN DROSOPHILA MELANOGASTER. Hereditas. 46, 635-650 (1960).
  34. Bettencourt da Cruz, A., et al. Disruption of the MAP1B-related protein FUTSCH leads to changes in the neuronal cytoskeleton, axonal transport defects, and progressive neurodegeneration in Drosophila. Mol Biol Cell. 16, 2433-2442 (2005).
  35. Kretzschmar, D., Hasan, G., Sharma, S., Heisenberg, M., Benzer, S. The swiss cheese mutant causes glial hyperwrapping and brain degeneration in Drosophila. J Neurosci. 17, 7425-7432 (1997).
  36. Dutta, S., Rieche, F., Eckl, N., Duch, C., Kretzschmar, D. Glial expression of Swiss cheese (SWS), the Drosophila orthologue of neuropathy target esterase (NTE), is required for neuronal ensheathment and function. Dis Model Mech. 9, 283-294 (2016).
  37. Davis, M. Y., et al. Glucocerebrosidase Deficiency in Drosophila Results in alpha-Synuclein-Independent Protein Aggregation and Neurodegeneration. PLoS Genet. 12, e1005944(2016).
  38. Dias-Santagata, D., Fulga, T. A., Duttaroy, A., Feany, M. B. Oxidative stress mediates tau-induced neurodegeneration in Drosophila. J Clin Invest. 117, 236-245 (2007).
  39. Kretzschmar, D., et al. Glial and neuronal expression of polyglutamine proteins induce behavioral changes and aggregate formation in Drosophila. Glia. 49, 59-72 (2005).
  40. Li, Y., et al. A Drosophila model for TDP-43 proteinopathy. Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 3169-3174 (2010).

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