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Articolo metodologico

Intravitale Microscopia e Trombo induzione nel lobo di un mouse Hairless

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DOI:

10.3791/55174

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2 aprile 2017

 ,  ,  ,  , 
1Department of Otorhinolaryngology, Head and Neck Surgery "Otto Koerner", Rostock University Medical Center, 2Department of General, Thoracic, Vascular and Transplantation Surgery, Rostock University Medical Center, 3Institute for Experimental Surgery, Rostock University Medical Center

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Il modello orecchio del mouse SKH1-Hr hr hairless consente intravitale microscopia a fluorescenza del microcircolo e fototossico induzione trombo senza previa preparazione chirurgica nel letto microvascolare esaminato. Pertanto, l'orecchio del topo glabro è un eccellente modello in vivo per studiare le complesse interazioni durante la formazione di trombi microvascolare, l'evoluzione del trombo, e trombolisi.

Abstract

complicanze trombotiche di malattie vascolari sono una delle principali cause di morbilità e mortalità nei paesi industrializzati. A causa delle complesse interazioni tra cellule ematiche e non cellulari durante la formazione di trombi, studi affidabili della fisiologia e fisiopatologia della trombosi possono essere eseguite solo in vivo. Pertanto, questo articolo presenta un modello orecchio nei topi senza peli e si concentra sull'analisi in vivo del microcircolo, formazione di trombi, e l'evoluzione del trombo. Utilizzando intravitale microscopia a fluorescenza e la via endovenosa (iv) l'applicazione dei rispettivi coloranti fluorescenti, un'analisi ripetitiva di microcircolazione del padiglione auricolare può facilmente realizzabile, senza la necessità di preparazione chirurgica. Inoltre, questo modello può essere adattato per studi in vivo su temi diversi, tra cui la guarigione delle ferite, danno da riperfusione, o di angiogenesi. In sintesi, l'orecchio di topi glabri è un modello ideale per la a vivo studio della microcircolazione cutanea in condizioni fisiologiche o fisiopatologiche e per la valutazione della sua reazione a differenti trattamenti sistemici o topici.

Introduzione

Lo scopo del presente articolo è quello di descrivere la tecnica della microscopia intravitale applicata al padiglione auricolare del mouse senza peli per l'osservazione diretta e l'analisi del microcircolo, formazione di trombi, ed evoluzione trombo. Con un'incidenza di 1 a 1.000, trombosi venosa è ancora una causa comune di morbidità. Anche se la diagnostica, le strategie di prevenzione e le terapie sono stati sviluppati negli ultimi anni, un terzo di trombosi venosa si manifesta come un'embolia polmonare 1. trombosi arteriosa gioca un ruolo fondamentale nelle malattie cardiovascolari, che sono la causa più comune di morte nei paesi industrializzati. trombosi arteriosa in base alla rottura di placche aterosclerotiche è coinvolto in attacchi cardiaci, infarti mesenterici, e un colpo apoplettico. Ogni intervento chirurgico espone strutture subendoteliali ai componenti del sangue, cambia la dinamica del flusso di sangue, e immobilizza il paziente. Nella chirurgia endoprotesico del arto inferiore, t organoransplantation e trombosi chirurgia lembo sono spesso causa di complicazioni. Microvascolare trombosi in particolare provoca spesso danni irreversibili, a causa della mancanza di sintomi clinici. Analogamente, trombosi microvascolare gioca un ruolo cruciale in diverse patologie, incluse porpora trombotica trombocitopenica, sepsi, coagulazione intravascolare disseminata, sindrome antifosfolipidi, e insufficienza venosa cronica, tra gli altri.

Diversi nuovi farmaci per la terapia e la prevenzione della trombosi sono stati sviluppati negli ultimi anni, ma i farmaci antiaggreganti e anticoagulanti hanno ancora effetti collaterali, antagonisti mancanza, e presentano gli effetti di lunga durata. Queste carenze portano a problemi di assistenza medica di emergenza. Pertanto, sono necessarie ulteriori ricerche per scoprire i complessi processi che si verificano durante la trombosi, che difficilmente può essere simulato in vitro.

Il topo glabro hr SKH1-Hr è stato scoperto 1926 in uno zoo di Londra.A causa di un difetto genetico sul cromosoma 14, l'animale perde il pelo dopo postnatale giorno 10. Questo rende il padiglione auricolare ben vascolarizzato accessibile a microscopia intravitale dei vasi. Lo spessore medio dell'orecchio è di 300 micron. È costituita da due strati di derma, che sono separati da cartilagine. Sul lato dorsale convessa della cartilagine, 3 fasci vascolari entrano lobo. archi vascolari apicali e basali shunt collegano i tre fasci. Venule hanno diametri tra 200 um (basale) e 10 um (apicale). Capillari a maglie strette circondano i capelli vuoto follicoli 2. L'anatomia del mouse hr SKH1-Hr glabro rende il padiglione auricolare un modello potente e conveniente per la ricerca trombosi.

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Protocollo

Tutti gli esperimenti in vivo (7221.3-1-006 / 15) sono state condotte in conformità con la legislazione tedesca in materia di protezione degli animali e la Guida NIH per la cura e l'uso di animali da laboratorio (Istituto di laboratorio risorse animali, Consiglio Nazionale delle Ricerche).

1. Mantenere generale degli animali

  1. Eseguire gli esperimenti con i topi hr SKH1-Hr maschi di età compresa tra 4 a 6 settimane. Utilizzare gli animali con un peso compreso tra 20 e 25 g.
  2. Tenere gli animali in un impianto privo di patogeni e in condizioni standardizzate di 24 a 26 ° C e circa il 60% di umidità relativa, con accesso costante ad acqua e cibo ad libitum.
  3. Mantenere fino a cinque animali di sesso maschile in una gabbia. Fornire materiale per lettiere e arricchimento durante la custodia degli animali per il loro benessere.

2. Predisposizione degli Animali

  1. Pesare un mouse e caricare il rispettivo farmaco (ad esempio, il cannabinoide, 5 mg / kg di peso corporeo (pc)) in una siringa da insulina. Somministrare il farmaco 30 minuti prima dell'induzione trombo.
  2. Mantenendo il collo del mouse tra il pollice e il dito indice e la coda del topo con il mignolo, allungare l'animale e iniettare il farmaco per via intraperitoneale (ip) nel quadrante inferiore sinistro dell'addome. Mettere l'animale nella gabbia per 15 min.
  3. Preparare anestesia con ketamina (90 mg / kg di peso corporeo) e xilazina (25 mg / kg di peso corporeo). 15 min prima dell'induzione trombo, anestetizzare il mouse. Mettere il mouse nella gabbia, tirare un po 'la coda, e iniettare l'ip anestetici con una siringa da insulina.
  4. Mettere il mouse avanti nella gabbia fino a quando l'induzione dell'anestesia. Per verificare anestesia sufficiente, pizzicare la coda con una pinza.
  5. Carico 0,05 ml di fluoresceina destrano scongelato isotiocianato-marcato (FITC-destrano, 5%, 150 kDa) in una siringa da insulina. Durante il riempimento della siringa, assicurarsi che non rimangano bolle d'aria, in quanto anche piccole intravenously (iv) bolle d'aria -administered può essere letale per l'animale.
  6. Posizionare il mouse anestetizzato su una piastra di riscaldamento nella posizione a faccia in giù. Regolare la piastra riscaldante a 37 ° C.
  7. Mettere pomata oculare sulla cornea del mouse. Disinfettare la pelle e utilizzare strumenti sterili.
  8. Stitch due punti di sutura di polipropilene 7/0 nel bordo craniale e caudale l'orecchio destro. Posizionare i punti più vicino al bordo e come prossimale alla base possibile (Figura 1B).
  9. Spostare il mouse per posizione dorsale. Fissare tutte le gambe alla piattaforma acrylglass utilizzando strisce adesive. Agganciare una sutura sotto i denti anteriori e posizionare la testa in dorsiflessione attaccando la sutura al acrylglass con strisce adesive.
  10. Traslocare l'animale sulla piattaforma con lo stereomicroscopio operazione. Utilizzare 16X di ingrandimento.

3. Preparazione della sinistra Vena giugulare e Iniezione di FITC-destrano

Nota: Per microscopy dell'orecchio destro, preparare la vena giugulare sinistra.

  1. Usando un bisturi, creare un'incisione 5 mm nella pelle sul lato sinistro del collo in una direzione cranio-caudale. Sezionare il tessuto sottocutaneo con microforceps e microscissors. Entrambi navi attraversamento legare con poliestere 8/0 suture o con elettrocoagulazione.
  2. Liberare la vena dalla sua avventizia utilizzando microforceps e microscissors senza toccare il vaso.
  3. Utilizzare la siringa di insulina preparata per l'iniezione del colorante fluorescente. afferrare con cautela la parete del vaso con le microforceps, senza perforare la vena. Penetrare la parete del vaso disteso con la siringa e iniettare iv FITC-destrano.
  4. Fermare l'emorragia dopo il ritiro della siringa usando tamponi di cotone. Evitare la contaminazione del sangue e tingere dell'orecchio.

4. Posizionamento dell'orecchio destro per intravitale microscopia a fluorescenza

  1. Trasferire l'animale sulla piastra di riscaldamento a un acrylglass construction con uno slot per la piastra di riscaldamento e lle 0.5 cm di altezza aereo per posizionare l'orecchio.
  2. Fissare l'animale faccia sulla piastra di riscaldamento mediante strisce adesive. Posizionare la cartilagine relativamente forte e convessa alla base dell'orecchio accanto 0,5 cm di altezza aereo per l'orecchio (Figura 1B) in modo che la parte apicale dell'orecchio può essere posizionato piatto sul piano.
  3. Aggiungere una goccia di temperatura ambiente 0,9% di NaCl al piano acrylglass al fine di posizionare l'orecchio. Mettere l'orecchio destro, con i punti di sutura predisposti sul suo lato ventrale concava rivolta verso il basso, sul calo del 0,9% NaCl. Utilizzando tamponi di cotone, di assorbire il calo di NaCl e lasciare che le forze capillari attaccano il piano orecchio al acrylglass.
  4. Nastro i punti di sutura al acrylglass per fissare la posizione dell'orecchio.
  5. Aggiungere una goccia di 0,9% di NaCl temperatura ambiente al lato dorsale convesso dell'orecchio. Attentamente mettere un coprioggetto (0,5 cm di diametro) sull'orecchio senza comprimere i vasi basali entrano the orecchio. Utilizzando tamponi di cotone, rimuovere il più NaCl possibile da sotto il vetrino al fine di minimizzare la distanza fra il vetrino ei vasi bersaglio orecchio.

5. intravitale microscopia a fluorescenza e trombo induzione dell'orecchio destro

  1. Regolare il microscopio a fluorescenza intravitale per la visualizzazione FITC-destrano (450 - 490 nm; FT: 510; LP: 520). Utilizzare una lampada a mercurio da 100 W variabile come fonte di luce. Collegare ad alta risoluzione, fotocamera CCD in bianco e nero per un registratore DVD.
  2. Trasferire l'animale sulla acrylglass contenente la piastra di riscaldamento con l'orecchio rapito fissato alla scrivania del microscopio a fluorescenza intravitale.
  3. Utilizzando 20X (20X / 0,95 apertura numerica) e l'intensità luminosa 20%, cercare un vaso venoso 50 - 60 micron di diametro e con un flusso sanguigno anterogrado 400 - 600 _M / s.
  4. Aggiungere una goccia di acqua a temperatura ambiente al vetrino per immersione in acqua del 63x magnificatioobiettivo n (63X / 0,95 apertura numerica). Utilizzare una siringa con una cannula del diametro di 1 mm e posizionare la goccia sull'obiettivo del microscopio. Aggiungere acqua quanto basta per contattare il vetrino e l'obiettivo con la goccia d'acqua.
  5. Immediatamente dopo l'applicazione della goccia d'acqua, iniziare la registrazione del recipiente per 20 s con intensità luminosa 20% per la misura in linea del flusso diametro e sangue.
  6. Inizia trombo induzione 5 minuti dopo l'iniezione di FITC-destrano. A tale scopo, aumentare l'intensità luminosa al 100%.
  7. Durante l'induzione trombo, chiudere l'apertura del microscopio per 2 s entro un periodo di 30 s per controllare il flusso di sangue. In caso di ulteriore flusso di sangue, aprire nuovamente il diaframma. In caso di flusso sanguigno fermato, osservare la nave per 30 s.
    NOTA: Il vaso è classificato come occlusa se il flusso si è fermato per 30 s o più, o se il sangue scorre retrograda. Se il flusso di sangue orthograde ricomincia, aprire completamente l'apertura e Contin ue l'induzione trombo fino occlusione di vasi avviene come descritto sopra. Durante la prima induzione trombo, assicurano che i tempi in cui il diaframma è stato chiuso per controllare il flusso di sangue sono più breve possibile al fine di mantenere pressoché continuo epi-illuminazione. Successivamente, durante la crescita di trombi, la nave è perfuso con colorante fluorescente meno, in modo che possa essere osservato continuamente.
  8. Selezionare e occlude 5 navi per orecchio. Limitare il tempo di induzione trombo al microscopio per circa 1 h dopo l'iniezione di FITC-destrano.

6. Seguito dato Attività

  1. Eseguire un chiusura della ferita del collo usando polipropilene transcutanea 6/0 punti di sutura.
  2. Durante il recupero dall'anestesia, mettere il mouse nella gabbia e riscaldare l'animale usando la luce infrarossa.
  3. Trasferire i dati registrati dal registratore DVD al software che permette la misurazione del diametro dei vasi e la velocità del flusso sanguigno.
_title "> 7. Esame dell'orecchio sinistro

  1. Lasciate che l'animale recuperare ed eliminare tutti iniettato FITC-destrano per 48 ore.
  2. Eseguire nuovamente i passi sopra descritti, questa volta prepara il diritto vena giugulare e l'orecchio sinistro.

8. Tessuto Asservation

  1. Dopo intravitale microscopia a fluorescenza dell'orecchio sinistro, campione da 0,5 ml di sangue dalla vena retrobulbare plesso dell'occhio utilizzando un capillare di vetro. penetrare accuratamente l'angolo palpebrale interno con movimenti avvitamento, finché il sangue venoso fluisce attraverso il capillare. Raccogliere la sonda in un acido etilendiamminotetraacetico (EDTA) tubo di sangue.
  2. Dopo il prelievo del sangue, sacrificare l'animale iniettando 500 mg / kg di peso corporeo ketamina nella vena caudale.
  3. Contare le cellule del sangue utilizzando un analizzatore ematologico per una valutazione quantitativa dei leucociti, eritrociti, trombociti, emoglobina, ematocrito e.
  4. Centrifugare il sangue EDTA rimanendo a 2.500 xg e temperatura ambiente per 10 ma. Pipetta e congelare il plasma sanguigno per ulteriori indagini.
  5. Utilizzando forbici, tagliare gli atri e fissarli in formaldeide al 4% per l'esame istologico.

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Risultati

Effetti del trattamento cannabinoidi su trombogenesi

Sull'iniezione di 0,05 mL di FITC-destrano, fototossica induzione trombo porta ad una lesione endoteliale e la formazione di un tappo di piastrine parietale (figure 2 e 3). Nel presente studio, induzione trombo dopo l'iniezione ip di cannabinoidi (5 mg / kg di peso corporeo) o un veicolo determinato un'occlusione trombotica recipien...

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Discussione

Ci sono diversi passaggi critici per l'induzione trombo successo nel lobo di topi hr SKH1-HR. Per problemi, le rispettive fasi del protocollo sono indicati tra parentesi.

condizioni di esame sono ideali in animali giovani all'età di 4 - 6 settimane ed a basso cheratinizzazione dell'epidermide. Negli animali più vecchi, la qualità di visualizzazione dei vasi è peggiore e meno paragonabili a causa della distanza maggiore tra la superficie della pelle e dei vasi bersaglio...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Gli autori non hanno riconoscimenti.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
SKH-1/hr topiCharles River477può essere acquistato da altri fornitori 
sniff per alimenti da laboratorio standardSpezialdiaetenV1594-0 può essere acquistato da altri fornitori 
stereomicroscopio operativoLeica M651/M655 può essere acquistato da altri fornitori 
microscopio intravitaleZeissAxiotech Vario 100 può essere acquistato da altri fornitori 
obiettivo (20X/0,95) Zeiss20x/0,50 W; Piano-NEOFLUAR può essere acquistato da altri fornitori 
obiettivo (63X/0,95)Zeiss63x/0,95 W; ACHROPLAN può essere acquistato da altri fornitori 
telecamera CCD in bianco e nero Pieper FK 6990 IQ-S può essere acquistato da altri fornitori 
Registratore DVDPanasonicDMR-EX99V può essere acquistato da altri fornitori 
cloruro di sodioBraun5/12612055/1011può essere acquistato da altri fornitori 
Ketamina 10%Bela pharmF3901-6può essere acquistato da altri fornitori 
Xilazina 2%Bayer6293841.00.00può essere acquistato da altri fornitori 
FITC-destrano 5%Sigma 46945-100MG-Fpuò essere acquistato da altri fornitori 
dexapantenolo 5% unguento per gli occhiBayer6029009.00.00può essere acquistato da altri fornitori 
formaldeide 4%SigmaHT501128-4Lpuò essere acquistato da altri fornitori 
DMSOSigma472301può essere acquistato da altri fornitori.
vetrini coprioggetti 5 x 5 x 1 mmMenzelL4339possono essere acquistati da altri fornitori 
Le strisce adesiveLeukosilk4683400possono essere acquistate da altri fornitori.
centrifugaBeckman CoulterCLGS 15può essere acquistata da altri fornitori 
analizzatore ematologicoSysmexKX-21 A6980può essere acquistato da altri fornitori 
Provetta per sangue EDTASarstedt201.341può essere acquistata da altri fornitori 
i tamponi di cotoneSanyo604-A-1possono essere acquistati da altri fornitori 
la luce infrarossaBeurer5/13855può essere acquistata da altri fornitori.
monouso synringeBraun 2020-08può essere acquistato da altri fornitori 
siringa da insulinaBraun9161502può essere acquistata da altri fornitori 
aghi ipodermici usa e gettaBraun465 7640possono essere acquistati da altri fornitori 
capillare end-to-endSarstedt19.447può essere acquistato da altri fornitori 
piastra riscaldanteKlaus EffenbergOP-T 185/03può essere acquistata da altri fornitori 
forbici 14,5 cmAesculapBC259Rpuò essere acquistato da altri fornitori 
porta aghiAesculapBM081Rpuò essere acquistato da altri fornitori 
micropinzeAesculapBD331Rpuò essere acquistato da altri fornitori 
microforbiciAesculapOC496Rpuò essere acquistato da altri fornitori 
bisturi 21Dahlhausen11.000.00.511può essere acquistato da altri fornitori 
Prolene 7-0EthiconXNEH7470può essere acquistato da altri fornitori 
Prolene 6-0EthiconXN8706. P33può essere acquistato da altri fornitori 
elettrocauterizzazioneServopraxH40140può essere acquistato da altri fornitori 
Pad in acrilico Riscaldamentointegrato, 0,5  cm di piano alto

Riferimenti

  1. White, R. H. The epidemiology of venous thromboembolism. Circulation. 107 (23), I4-I18 (2003).
  2. Benavides, F., Oberyszyn, T. M., VanBuskirk, A. M., Reeve, V. E., Kusewitt, D. F. The hairless mouse in skin research. J Dermatol Sci. 53 (1), 10-18 (2009).
  3. Grambow, E., Strüder, D., Klar, E., Hinz, B., Vollmar, B. Differential effects of endogenous, phyto and synthetic cannabinoids on thrombogenesis and platelet activity. Biofactors. , (2016).
  4. Eriksson, E., Boykin, J. V., Pittman, R. N. Method for in vivo microscopy of the cutaneous microcirculation of the hairless mouse ear. Microvasc Res. 19 (3), 374-379 (1980).
  5. Barker, J. H., et al. The hairless mouse ear for in vivo studies of skin microcirculation. Plast Reconstr Surg. 83 (6), 948-959 (1989).
  6. Goertz, O., et al. Evaluation of a novel polihexanide-preserved wound covering gel on dermal wound healing. Eur Surg Res. 44 (1), 23-29 (2010).
  7. Goertz, O., et al. Determination of microcirculatory changes and angiogenesis in a model of frostbite injury in vivo. J Surg Res. 168 (1), 155-161 (2011).
  8. Roesken, F., et al. A new model for quantitative in vivo microscopic analysis of thrombus formation and vascular recanalisation: the ear of the hairless (hr/hr) mouse. Thromb Haemost. 78 (5), 1408-1414 (1997).
  9. Sorg, H., et al. Antithrombin is as effective as heparin and hirudin to prevent formation of microvascular thrombosis in a murine model. Thromb Haemos. 96 (3), 371-377 (2006).
  10. Sorg, H., et al. Efficacy of antithrombin in the prevention of microvascular thrombosis during endotoxemia: an intravital microscopic study. Thromb Res. 121 (2), 241-248 (2007).
  11. Kovács, I. B., Sebes, A., Trombitás, K., Csalay, L., Görög, P. Proceedings: Improved technique to produce endothelial injury by laser beam without direct damage of blood cells. Thromb Diath Haemorrh. 34 (1), 331(1975).
  12. Laschke, M. W., Vollmar, B., Menger, M. D. The dorsal skinfold chamber: window into the dynamic interaction of biomaterials with their surrounding host tissue. Eur Cell Mat. 20 (22), 147-167 (2011).
  13. Grambow, E., et al. Effect of the hydrogen sulfide donor GYY4137 on platelet activation and microvascular thrombus formation in mice. Platelets. 25 (3), 166-174 (2014).
  14. Fiebig, E., Ley, K., Arfors, K. E. Rapid leukocyte accumulation by spontaneous rolling and adhesion in the exteriorized rabbit mesentery. Int J Microcirc Clin Exp. 10 (2), 127-144 (1991).
  15. Harder, Y., et al. Gender-specific ischemic tissue tolerance in critically perfused skin. Langenbecks. Arch Surg. 395 (1), 33-40 (2010).
  16. Langer, S., et al. Effect of polyvinylpyrrolidone-iodine liposomal hydrogel on wound microcirculation in SKH1-hr hairless mice. Eur Surg Res. 38 (1), 27-34 (2006).
  17. Saniabadi, A. R., Umemura, K., Matsumoto, N., Sakuma, S., Nakashima, M. Vessel wall injury and arterial thrombosis induced by a photochemical reaction. Thromb Haemost. 73 (5), 868-872 (1995).
  18. Herrmann, K. S., et al. Platelet aggregation induced in the hamster cheek pouch by a photochemical process with excited fluorescein isothiocyanate-dextran. Microvasc Res. 26 (2), 238-249 (1983).
  19. Rumbaut, R. E., Slaff, D. W., Burns, A. R. Microvascular thrombosis models in venules and arterioles in vivo. Microcirculation. 12 (3), 259-274 (2005).
  20. Lee, W. M., Lee, K. T. Advanced coronary atherosclerosis in swine produced by combination of balloon-catheter injury and cholesterol feeding. Exp Mol Pathol. 23 (3), 491-499 (1975).
  21. Callahan, A. B., Lutz, B. R., Fulton, G. P., Degelman, J. Smooth muscle and thrombus thresholds to unipolar stimulation of small blood vessels. Angiology. 11, 35-39 (1960).
  22. Rosen, E. D., et al. Laser-induced noninvasive vascular injury models in mice generate platelet- and coagulation-dependent thrombi. Am J Pathol. 158 (5), 1613-1622 (2001).
  23. Agero, U., et al. Effect of mutalysin II on vascular recanalization after thrombosis induction in the ear of the hairless mice model. Toxicon. 50 (5), 698-706 (2007).
  24. Menger, M. D., Rösken, M., Rücker, M., Seiffge, D., Vollmar, B. Antithrombotic and thrombolytic effectiveness of rhirudin in microvessels. Langenbecks Arch Chir. 115 (1), 19-20 (1998).
  25. Bilheiro, R. P., et al. The thrombolytic action of a proteolytic fraction (P1G10) from Carica candamarcensis. Thromb Res. 131 (4), 175-182 (2013).
  26. Kram, L., Grambow, E., Mueller-Graf, F., Sorg, H., Vollmar, B. The anti-thrombotic effect of hydrogen sulfide is partly mediated by an upregulation of nitric oxide synthases. Thromb Res. 132 (2), 112-117 (2013).

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