Articolo metodologico

Creazione di tessuto cardiaco che mostra l'integrazione meccanica degli spheroidi usando la biopittura 3D

DOI:

10.3791/55438

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2 luglio 2017

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1Division of Cardiac Surgery, Johns Hopkins Hospital, 2Division of Cardiology, Johns Hopkins Hospital, 3Department of Biomedical Engineering, Johns Hopkins University

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo protocollo descrive la bioprinting 3D del tessuto cardiaco senza l'uso di biomateriali. Le zone cardiache 3D bioprinted espongono l'integrazione meccanica dei sferoidi dei componenti e sono altamente promettenti nella rigenerazione del tessuto cardiaco e come modelli 3D di malattie cardiache.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo protocollo descrive il bioprinting 3D del tessuto cardiaco senza l'uso di biomateriali, utilizzando solo le cellule. I cardiomiociti, le cellule endoteliali ei fibroblasti vengono prima isolati, contati e mescolati a rapporti cellulari desiderati. Sono co-coltivati ​​in singoli pozzetti in piastre a 96 pozzetti ad attacco ultra-basso. Entro 3 giorni, battendo forma sferoide. Questi sferoidi vengono quindi prelevati da un ugello usando l'aspirazione del vuoto e assemblati su un array di ago utilizzando un bioprinter 3D. I sferoidi sono quindi autorizzati a fondere sull'array dell'ago. Tre giorni dopo la bioprinting 3D, i sferoidi vengono rimossi come una patch intatta, che sta già battendo spontaneamente. Le zone cardiache 3D bioprinted espongono l'integrazione meccanica dei sferoidi dei componenti e sono altamente promettenti nella rigenerazione del tessuto cardiaco e come modelli 3D di malattie cardiache.

Introduzione

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Ci sono molti metodi differenti di bioprinting 3D 1 , 2 , 3 . La bioprinting 3D è spesso classificata dalla tecnologia di stampa 1 , con esempi come bioprinting a getto d'inchiostro, bioprinting a microestrusione, bioprinting assistito da laser, combinazione di metodi o approcci più recenti. La bioprinting 3D può essere classificata anche in metodi scaffold-dependent o scaffold-dependent 4 . La maggior parte dei metodi di bioprinting 3D sono dipendenti da scaffold, dove vi è la necessità di biomateriali, ad es. Biochip 5 o scaffold 6 . Tuttavia, il bioprinting 3D dipende da molte problematiche e limitazioni 4 , 7 , come l'immunogenicità del materiale di ponteggio, il costo dei biochimici proprietari, la velocità lenta e la tossicità dei prodotti di degradazione.

SCAFÈ stato tentato l'ingegnerizzazione dei tessuti cardiaci senza piombo usando sferoidi 8 , con il potenziale per superare questi svantaggi dell'ingegneria tissutale dipendente dal ponteggio. Tuttavia, come riconosciuto dagli autori in tale documento, era stato difficile gestire in modo robusto e posizionare sferoidi in posizioni fissi, nel processo di biofabbricazione. L'uso concomitante di bioprinting 3D e di ingegneria tissutale a base di sferoidi ha il potenziale per superare queste difficoltà. In questo protocollo, descriviamo la bioprinting 3D del tessuto cardiaco senza altri biomateriali, usando solo le cellule sotto forma di sferoidi.

I bioprinters 3D a base di sferoidi a base di scaffali 9 hanno la capacità di prelevare singoli sferoidi usando l'aspirazione del vuoto e posizionarli su una matrice di ago. Il concetto di sferoidi di posizionamento su un array di ago in bioprinting 3D è ispirato dall'utilizzo di array d'ago (detto " kenzan ") nell'antico JapaSe l'arte della disposizione dei fiori, ikebana. Questo sistema permette che i sferoidali siano posizionati in modo preciso in qualsiasi configurazione e che i singoli sferoidi si fusero insieme per un breve periodo per creare un tessuto 3D bioprintato. Questo metodo consente quindi di manipolare con facilità le sferoidi, con potenziali implicazioni per il futuro della biofabbricazione degli organi senza scaffalature.

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Protocollo

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1. Preparazione dei cardiomiociti

  1. Generare e coltivare cellule staminali pluripotenti indotte da umano (hiPSCs) su piastre a 6 pozzetti rivestite con matrice a membrana basale come descritto 10 .
  2. Differenziare i hiPSC nei cardiomiociti derivanti da hiPSC (hiPSC-CMs) utilizzando metodi descritti in precedenza 11 , 12 .
  3. Il giorno 19 dopo la differenziazione, isolare i cardiomiociti usando 2 mL di Trypsin / EDTA 0,05% in ogni pozzetto per 5 minuti a temperatura ambiente.
  4. Monitorare i cardiomiociti sotto un microscopio ottico per guardare la dissociazione delle cellule.
  5. Neutralizzare Trypsin usando 2 mL di inibitore di Trypsin 0,0125%.
  6. Raccogliere i cardiomiociti isolati e trasferirli in un tubo conico da 50 ml utilizzando un riempitivo a pipetta motorizzato.
  7. Centrifugare la sospensione cellulare per 5 min a 250 xg a temperatura ambiente per ottenere un pallone.
  8. Resuspendere il pellet in 5 ml di Roswell ParkI supporti delle cellule Memorial Institute (RPMI) sono integrati con B-27 (supporti cellulari RPMI / B-27).
  9. Pipettare 20 μL di cellule nei supporti cellulari e macchiare con una quantità uguale di 0,4% Trypan Blue.
  10. Utilizzare un contatore automatico di celle o un emocitometro manuale per contare e ottenere la concentrazione e la vitalità cellulare della sospensione cellulare.

2. Preparazione dei fibroblasti

  1. Avviare la linea cellulare 13 del fibroblasto cardiaco umano (HCF) (tipo ventricolare adulto).
  2. Passaggio e isolarli secondo protocolli culturali HCF 13 .
  3. Pipettare 20 μL di cellule nel supporto cellulare e macchiare con una quantità uguale di Trypan Blue soluzione 0,4%.
  4. Utilizzare un contatore automatico di celle o un emocitometro manuale per contare e ottenere la concentrazione e la vitalità cellulare della nuova sospensione cellulare.

3. Preparazione delle cellule endoteliali

  1. Inizia l'umb umanoCella delia endoteliale vena (HUVEC) vascolare come descritto 14 . Passaggio e isolarli secondo protocolli culturali HUVEC come descritto 14 .
  2. Pipettare 20 μL di cellule nei supporti cellulari e macchiare con una quantità uguale di 0,4% Trypan Blue.
  3. Utilizzare un contatore automatico di celle o un emocitometro manuale per contare e ottenere la concentrazione e la vitalità cellulare della sospensione cellulare.

4. Co-cultura:

  1. Mescolare i tre tipi di cellule (hiPSC-CM, HCFs e HUVECs) nei supporti di cellule RPMI / B-27 per generare uno stack di soluzione cellulare cellulare in un tubo conico da 50 mL, con un rapporto di cellule hiPSC-CM: HCF: HUVEC 70:15:15 e concentrazione di 165.000 cellule per ml.
  2. Distribuire la soluzione delle cellule miste in lastre a basso profilo a 96 pozzetti ad attacco ultra-basso a 200 μl per pozzetto, o 33.000 cellule per pozzetto, utilizzando una pipetta multicanale.
  3. Incubare le piastre a 96 pozzetti per 3 giorni (37 ° C, 5% diossido di carbonioIde, umidità del 95%).
  4. Ispezionare la presenza di sferoidi multicellulari a cellule miste al centro e al fondo dei singoli pozzetti, sotto la microscopia leggera.
    NOTA: In una proiezione microscopica bidimensionale, questi sferoidi appariranno a forma circolare ( Figura 1 ). I sferoidi dovrebbero formarsi entro 24 ore, dopo che le cellule si posizionano in piastre a 96 pozzetti ad attacco ultra-basso. Gli sferoidali dovrebbero iniziare a battere entro 48 ore, dopo che le cellule si posano in piatti a 96 pozzetti. Sferoidi che non battono non devono essere utilizzati per il bioprinting 3D per garantire che la patch cardiaca 3D bioprinted sia funzionale. L'immunofluorescenza dei sferoidi per la connxina 43 (Cx43) e la troponina può essere utilizzata per valutare la composizione cellulare e la qualità sferoidale 15 .

5. Bioprinting 3D dei tessuti cardiaci senza scaffalature

  1. Caricare le piastre contenenti i sferoidi nelle riviste del bioprinter 3D a base di sferoidi.
  2. Accendere il bioprinter 3D e eseguire il software bioprinting 3D.
    1. Fare clic su "Auxillary", "Preparazione dell'operazione", "Modalità d'ispezione" e poi "Home Return".
    2. Fai clic sull'icona verde sotto "Start" per iniziare l'ispezione sferoidale.
    3. Osservare che i diametri sferoidali appaiono sotto la colonna "(2) Dia (μm)" sullo schermo.
  3. Per stimare il diametro medio sferoidale al 100 μm più vicino, fare clic su "Impostazioni iniziali" e immettere il diametro medio sferoidale in passo Stack Z (μm).
  4. Fai clic su "Totale", il numero sotto "Livelli" dovrebbe essere nuovamente regolato automaticamente. Fai clic su "Applica" per confermare le impostazioni.
  5. Fai clic su "Agra mappa arma", vai a "No. strato", seleziona lo strato desiderato per la stampa biografica 3D e disegna il disegno bioprinting 3D desiderato sulla mappa a sinistra dello schermo selezionando singole posizioni sferoidali. ClicK "Applica" per confermare il disegno bioprinting 3D.
  6. Fai clic su "Ago check aghi" per avviare l'ispezione degli array di ago. Se l'array dell'ago è fuori fuoco, i valori di ingresso in "OffsetZ (μm)" variano da 0 a 500 μm per regolare la messa a fuoco della macchina, a partire da 500 μm e diminuendo di 100 μm a 0 μm.
  7. Fare clic su "Parametri di ispezione", "Tipo 1" e impostare "Diametro (μm)" nel campo di diametro desiderato. Impostare "Roundness (%)" e "Smoothness (%)" alle percentuali desiderate. Fai clic su "Applica" per confermare le impostazioni.
    NOTA: qui i diametri sferoidi sono stati impostati da 450 μm a 550 μm. "Roundness (%)" e "Smoothness (%)" sono la valutazione calcolata dal calcolatore di ogni sferoide individuale. Qui le impostazioni utilizzate per "Rotondità (%)" sono del 60% e "Lisezza (%)" è del 70%.
  8. Fare clic su "Presence" e aggiornare "Diametro (μm)" alla stessa impostazioneS nel passaggio precedente. Fai clic su "Applica" per confermare le impostazioni.
  9. Fai clic su "Modalità stack", quindi l'icona verde in "Start" per iniziare lo sferoid pick up usando l'ugello del bioprinter 3D in aspirazione e posizionando sferoidi in posizioni specifiche in un array di ago.
    NOTA: Per una patch cardiaca composta da 81 sferoidi (9 sferoidi x 9 sferoidi), il bioprinting 3D dovrebbe richiedere circa 20-30 minuti.
  10. Dopo la bioprinting, utilizzando pinze sterili, raccogliere l'array di ago contenente la patch bioprintata 3D e trasferirlo in un bicchiere da 250 mL contenente 150 ml di supporti RPMI / B-27.
  11. Incubare la patch bioprintata 3D con l'ago per 3 giorni (37 ° C, 5% di anidride carbonica, umidità del 95%).

6. Rimozione della patch 3D Bioprinted dall'array degli aghi e dalla maturazione della patch

  1. Dopo 3 giorni di incubazione, con una mano alla base dell'array dell'ago e l'altra sulla copertura in plastica sotto tPatch, scivolare delicatamente il coperchio in plastica verso l'alto per rimuovere la patch bioprintata 3D dall'array dell'ago.
    NOTA: La lubrificazione con soluzione salina fosfatizzata (PBS) può essere applicata agli aghi appena prima di questa fase, se necessario, per una rimozione più agevole e più facile.
  2. Usando una coppia di pinze sterili, raccogliere la copertura in plastica con la patch 3D bioprintata e trasferire la patch e la copertura in un contenitore da 35 mm contenente supporti cella RPMI / B-27.
  3. Scuotete delicatamente la copertura in plastica con la patch nei supporti cella RPMI / B-27, con le pinze che tengono ancora sul coperchio in plastica per rilasciare la patch nei supporti.
  4. Ispezionare la patch bioprinted 3D in microscopia leggera per visualizzare se sta battendo per garantire che la patch bioprinted 3D sia funzionale.
  5. Incubare la patch bioprintata 3D nel piatto da 35 mm per 3 giorni o più (37 ° C, 5% anidride carbonica, umidità del 95%).
    NOTA: Dopo 3 giorni, i sferoidi si fondono insieme ei fori inLa patch, dove erano gli aghi, non dovrebbe più essere visibile.

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Risultati

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Alla fine del punto 4.4 (co-cultura), le cellule in ciascun pozzetto dovrebbero aggregarsi nella parte inferiore delle piastre a basso profilo a 96 pozzetti ad attacco ultra-basso per formare sferoidi per gravità. Questi sferoidi contengono HiPSC-CM, HCFs e HUVECs e possono essere sottoposti a ispezione visiva sotto microscopia leggera, dove devono apparire circolari per proiezione bidimensionale ( Figura 1 ). Alla fine del passo 6.3, la patch cardiaca 3D bi...

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Discussione

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È importante utilizzare sferoidi funzionali e battenti per il bioprinting 3D. Se gli sferoidi non battono, continuare a usarli si tradurrà inevitabilmente in un cerotto biostampato 3D non funzionale.

Un vantaggio di questo approccio è la capacità di manipolare il contenuto cellulare del cerotto variando il numero totale di cellule e la percentuale di cardiomiociti, cellule endoteliali e fibroblasti negli sferoidi. Ciò consente di stampare molti tipi diversi di cerotti cardiaci, con proprietà i...

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Dichiarazioni

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

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Gli autori riconoscono le seguenti fonti di finanziamento: Magic That Matters Fund per la ricerca cardiovascolare e il Maryland Stem Cell Research Fund (2016-MSCRFI-2735).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
GeltrexInvitrogen 
Tripsina/EDTA 0,05%Thermo Fisher15400054
Inibitore definito della tripsina 0,0125%Thermo FisherR007100
RPMI Cell MediaInvitrogen11875-093RPMI integrato con B27 costituisce terreno di coltura HIPSC-CM
Integratore B-27Thermo Fisher17504044RPMI integrato con B27 costituisce HIPSC-CM terreni di coltura
Countess Contatore di cellule automatizzatoInvitrogenC10227
Fibroblasti cardiaci umani (tipo ventricolare adulto)Sciencell6310
Cellule endoteliali della vena ombelicale umanaLonzaCC-2935
PrimeSurface con attacco ultra-basso Piastre con fondo a U a 96 pozzetti Akita Sumitomo bachelite Co.MS-9096UZ
Regenova Bio Stampante 3D CyfuseBiomedical K.K.N/ASoluzione www.cyfusebio.com/en/
Trypan Blue, 0,4%Thermo Fisher15250061
Troponina T AnticorpoThermo Fisher701620
Connexin 43 (Cx43)ChemiconMAB3068
ProLong Gold Antifade Mountant con DAPIThermo FisherP36935
A1413202 Anticorpo

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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  4. Moldovan, N. I., Hibino, N., Nakayama, K. Principles of the Kenzan Method for Robotic Cell Spheroid-Based Three-Dimensional Bioprinting. Tissue Eng Part B Rev. , (2017).
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  15. Thermo Fisher Scientific, Inc. Immunofluorescence Method for IHC Detection. , https://www.thermofisher.com/us/en/home/life-science/protein-biology/protein-biology-learning-center/protein-biology-resource-library/pierce-protein-methods/immunofluorescence-method-ihc-detection.html (2017).
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