Articolo metodologico

Un Mouse 5/6th Nephrectomy modello che induce cardiomiopatia uremica sperimentale

DOI:

10.3791/55825

⸱

7 novembre 2017

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1Marshall Institute for Interdisciplinary Research (MIIR), Marshall University, 2Department of Biomedical Sciences, Marshall University Joan C. Edwards School of Medicine

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo manoscritto fornisce una procedura chirurgica in due passaggi dettagliati per eseguire nefrectomia parzialeth da mouse 5/6 (PNx) con legatura di palo. Quattro settimane dopo la chirurgia, in confronto ai topi falsità-azionati, i topi di PNx sviluppato fibrosi cardiaca, insufficienza renale, l'anemia, ipertrofia cardiaca e ridotta funzione sistolica e diastolica del cuore.

Abstract

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Malattia renale cronica (CKD) è un grande fattore di rischio per eventi cardiovascolari e mortalità e progressivamente si sviluppa al fenotipo clinico chiamato "cardiomiopatia uremica". Descriviamo qui un modello sperimentale di topo CKD, denominato 5/6th il nephrectomy parziale (PNx) con legatura di palo, che ha sviluppato la cardiomiopatia uremica alla post-chirurgia quattro settimane. Questo modello di PNx è stato effettuato da un intervento chirurgico in due fasi. In chirurgia passo-uno, entrambi i poli del rene di sinistra erano legati. Nella chirurgia di passaggio-due, che è stata effettuata 7 giorni dopo l'intervento di passo-uno, è stato rimosso il rene di destra. Per la chirurgia di falsità, le stesse procedure di chirurgia sono state effettuate ma senza poli legatura del rene di sinistra o alla rimozione del rene di destra. Le procedure chirurgiche sono più facili e meno dispendio di tempo, rispetto ad altri metodi. Tuttavia, il residuo massa renale funzionale non è controllata come facilmente come la legatura dell'arteria renale. Quattro settimane dopo la chirurgia, in confronto ai topi falsità-azionati, i topi di PNx sviluppato fibrosi cardiaca, insufficienza renale, l'anemia, ipertrofia cardiaca e ridotta funzione sistolica e diastolica del cuore.

Introduzione

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CKD, noto anche come insufficienza renale cronica, è una perdita progressiva della funzione del rene nel tempo che si sviluppa poi in insufficienza renale permanente. CKD, dagli Stati di malattia renale fase precoce di malattia renale di stadio finale (ESRD), è un grande fattore di rischio per eventi cardiovascolari e mortalità e progressivamente si sviluppa al fenotipo clinico chiamato "cardiomiopatia uremica"1, 2,3. La cardiomiopatia uremica nei pazienti con CKD o ESRD è associata con le anomalie cardiovascolari, principalmente causate da sovraccarico di pressione ventricolare di sinistra (LV) e/o volume, portando a ipertrofia (LVH), la dilatazione di LV e la disfunzione sistolica LV4 ,5,6. Fibrosi cardiaca è un altro processo patologico comune di cardiomiopatia uremica che riduce la compliance cardiaca conseguente disfunzione diastolica di LV. La fibrosi cardiaca severa può portare alla morte cardiaca improvvisa, anche in quelli senza sintomi cardiaci7.

Il 5/6th PNx è un modello animale di CKD comunemente utilizzato per gli studi sugli animali che coinvolgono l'indebolimento renale, cardiomiopatia uremica e ipertensione. PNx è raggiunto tramite ablazione del parenchima renale 5/6. Modello del ratto è stato inizialmente sviluppato con i due più comuni protocolli impiegati essendo la resezione chirurgica o infarto. Il modello di PNx ratto è un modello estremamente utile per studiare la cardiomiopatia uremica con sostanziali aumenti nella pressione sanguigna, l'ipertrofia cardiaca e alterata funzione diastolica. Più tardi, i modelli murini di PNx, operati con le tecniche simili come modello del ratto, sono stati sviluppati grazie alla vasta disponibilità e facilità di effettuare manipolazioni genetiche del sistema del mouse.

È ben documentato che lo stress ossidativo sistemico è una caratteristica costante di entrambi cardiomiopatia uremica clinica e sperimentale8,9. Inoltre, lo sforzo dell'ossidante contribuisce alla sindrome uremica10e svolge un ruolo critico nella patogenesi delle anomalie cardiache visto in cardiomiopatia uremica11,12,13. A questo punto, abbiamo dimostrato che il roditore 5/6th PNx modello causa le caratteristiche fisiologiche, morfologiche e biochimiche di cardiomiopatia uremica14,15,16, 17. nel modello del topo di PNx descritto qui, topi PNx-azionati sviluppato forte stress ossidativo, almeno parzialmente mediato di Na/K-ATPasi funzione, che è fondamentale in cardiomiopatia uremica sperimentale PNx-mediata di segnalazione. Attenuazione di Na/K-atpasi di segnalazione non solo riduce l'amplificazione ossidativo, ma migliora anche le modifiche fenotipiche in cardiomiopatia uremica sperimentale PNx-mediata18.

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Protocollo

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tutti cura degli animali e gli esperimenti sono stati approvati dalla Marshall University istituzionali cura degli animali e uso Committee (IACUC) in conformità con la guida del National Institutes of Health (NIH) per la cura e l'uso di animali da laboratorio. I topi maschii C57BL/6 (10-12 settimane) sono stati alloggiati in una struttura animale libero agente patogeno in determinate stanze dotate di gabbie che forniscono aria purificata sotto un ciclo luce/buio di 12 h. Il cibo e l'acqua era fornito ad libitum.

1. preparazione all'intervento

Nota: I materiali e gli strumenti chirurgici sono ottenuti da diverse fonti che non sono specifici per gli interventi di chirurgia. Strumenti e materiali da altre fonti possono essere utilizzati anche per lo stesso scopo. Vedi la Tabella materiali per un elenco di strumenti chirurgici.

Tabella
  1. preparazione per la chirurgia
    1. posto di seguito alla portata di funzionamento: riscaldamento pad, lampada alogena, bombola di ossigeno e isoflurano serbatoio, vaporizzatore isoflurano, tagliatore di capelli, crema depilatoria, bilance, sterilizzati funzionamento insieme, lino chirurgico sterilizzato, tamponi di cotone, alcool al 70%, soluzione polyhydroxydine (contenente 1% di iodio), soluzione di NaCl 0,9%, 1 mL siringhe ed aghi (30 G), punti di sutura seta 3-0 e 4-0, buprenorfina e penicillina, pomata antibiotica, e unguento oculare lubrificante.
    2. Pulire una gabbia e posizionare una piastra di calore sotto la biancheria da letto per topi alloggiamento dopo chirurgia.

2. Chirurgia passo-uno: palo legatura del rene di sinistra

Nota: mantenere condizioni sterili durante l'intervento chirurgico. Coprire gli strumenti chirurgici sterilizzati nell'autoclave con un tampone sterile. Tenere più di un set di strumenti chirurgici in mano per più di un intervento chirurgico per evitare la contaminazione incrociata durante l'intervento chirurgico. Se gli strumenti devono essere utilizzati nuovamente, nel caso di interventi chirurgici multipli, disinfettare gli strumenti con soluzione di betadine ed etanolo al 70% e quindi sterilizzare in uno sterilizzatore di perlina di vetro germinator per 5 min, disinfetta l'area operativa con etanolo al 70%. Indossare un abito, maschera (per coprire naso e bocca), PAC (per coprire la testa) e un paio di guanti sterili. Cambiare i guanti dopo ogni intervento chirurgico.

  1. Lavare e disinfettare le mani e indossare guanti chirurgici sterili. Indossare un berretto in testa e una maschera.
  2. Disinfettare la tabella con alcool al 70%. Applicare l'unguento oculare lubrificante in entrambi gli occhi del mouse per prevenire la secchezza dell'occhio mentre sotto anestesia.
  3. Posizionare il mouse in una camera d'induzione di un sistema di vaporizzatore isoflurano e inducono anestesia con una miscela di 2,5% isoflurane con ossigeno al 100% (0,8 - 1,2 L/min) per un minimo di 1-2
    Nota: L'efficacia dell'anestesia è stato determinato dall'assenza del riflesso di dolore suscitato pizzicando la coda, così come dall'assenza del riflesso palpebrale toccando la palpebra.
  4. Iniettare penicillina (40.000 unità/kg di peso corporeo, IM) e buprenorfina (0,02 mg/kg peso corporeo, SC) per prevenire l'infezione e dolore durante l'intervento chirurgico.
  5. Posizionare il mouse su un tappetino riscaldante (inizialmente fissato a 42 ° C) con un termometro rettale per mantenere e monitorare la temperatura corporea intorno ai 37 ° C durante la procedura. Posizionare il mouse naso nel cono di naso e ventilare con una miscela di 0.8-1.2% isoflurane con ossigeno 100% (0,8-1,2 L/min) durante l'intervento chirurgico.
  6. Posizionare il mouse sul lato destro. Radersi i capelli del campo operatorio con un tagliatore di capelli e poi rimuovere con la crema depilatoria. Disinfettare il sito con soluzione polyhydroxydine (contenente 1% di iodio), seguito da etanolo al 70%. Allineare la biancheria in autoclave chirurgico sulla zona chirurgica.
  7. Fare un'incisione lombare di cm ~1.0 e separare il muscolo e la fascia per esporre il rene di sinistra utilizzando il bisturi e pinze ( Figura 1a).
  8. Estrarre il rene di sinistra molto delicatamente, tirando il grasso perirenale con piccolo forcipe smussato. Nel processo, in modo da non disturbare la ghiandola surrenale, spostare la ghiandola surrenale verso l'alto dal rene con forcipe.
  9. Using forcipe smussato, stuzzicare delicatamente il tessuto connettivo e la ghiandola surrenale dall'estremità superiore del rene verso il piloro centrale del rene dove vasi sanguigni entrare ed uscire. Identificare e isolare l'uretere.
    Nota: L'uretere si trova intorno alla metà inferiore del rene incorporato nel tessuto connettivo e chiaramente visibile sotto la luce.
  10. Delicatamente afferrare il tessuto connettivo e separata dal tessuto renale per garantire che l'uretere non è legato.
  11. Prima polar legature, utilizzare un righello sterile per identificare la parte superiore ed inferiore di 1/3 del rene. Il rene del topo è solitamente intorno 1.25-1.5 cm long.
  12. Legano usando una seta 3-0 suturare stringa e con adeguata forza, circa 0,4 cm dalla parte superiore verso la metà del piloro e allo stesso modo, 0,4 cm dalla parte inferiore verso il piloro ( Figura 1a, punteggiato linee).
  13. Dopo legatura entrambi i poli ( Figura 1b), consentire un periodo di osservazione di 2 min per assicurarsi che non esiste nessun sanguinamento.
    Nota: Nel processo, è molto importante evitare la legatura del surrene, dell'arteria renale e dell'uretere. Se è legato l'uretere di sinistra, il mouse morirà dopo la rimozione del rene di destra nella chirurgia passo-due. La forza di legatura può limitare il flusso di sangue ai poli senza causare sanguinamento intra-renale. Entro 1-2 min dopo la legatura, i polacchi sono scoloriti a causa del limite di flusso sanguigno ai poli.
  14. Spingere indietro il rene di sinistra al posto originale. Chiudere il muscolo e la pelle con stringhe di sutura seta 4-0 e 3-0, rispettivamente. Applicare pomata antibiotica per l'area chirurgica per una migliore ripresa e disinfezione.
  15. Dopo la legatura, casa del mouse separatamente in una gabbia con una lampada di calore sopra la gabbia affinché la zona di biancheria da letto è vicino a 37 ° C (controllato con un termometro), prima di mettere gli animali in gabbie individuali.
    Nota: Controllare il mouse fino a quando ha riacquistato coscienza sufficiente per mantenere decubito sternale.
  16. Consentire un facile accesso all'acqua e cibo durante il recupero. Amministrare la penicillina e buprenorfina ogni 12 h per il primo post-ambulatorio 3 giorni prevenire l'infezione e dolore.
    Nota: Il mouse dovrebbe recuperare dal trauma dell'intervento chirurgico entro 2-3 giorni e dovrebbe essere tornato alla normale mangiare, bere e in movimento. In questo momento, casa del mouse individualmente per il pieno recupero. Devono essere monitorati i seguenti: bere, mangiare, camminare modelli, andatura goffa, gobba, scarico oculare e/o nasale e comportamento aggressivo. Eutanasia il mouse se Mostra segni di grippaggio, coma, infezione incurabile, difficoltà a camminare, perdita di andatura, in grado di mangiare e bere e perdita di più di 15% pre-operazione peso.

3. Passaggio-due chirurgia: rimozione del rene di destra

  1. sette giorni più tardi, esporre il rene di destra come descritto per il rene di sinistra nei passaggi 2.1 a 2.10, tranne posizionare il mouse sul suo lato sinistro.
  2. Inserire il rene di destra sulla biancheria e deselezionare circostante grasso e tessuto connettivo con forcipe smussato.
  3. Identificare l'arteria renale e la vena e quindi posizionare due legature (seta 3-0) ciascuna con un singolo nodo sciolto intorno ai vasi. Delicatamente prendere in giro il tessuto connettivo e surrenale ghiandola dall'estremità superiore del rene verso il piloro centrale del rene usando il forcipe smussato. Delicatamente spostare l'uretere dall'estremità inferiore e legare tutti i vasi insieme (seta 3-0) senza provocare sanguinamento.
  4. Spostare i due nodi di legatura sciolti lungo i vasi. Uno verso il lato dell'aorta addominale e l'altra verso il lato del rene.
  5. Prima legare il nodo di legatura (verso il lato dell'aorta addominale) con doppi nodi; un solido nodo cambierà il colore del rene di destra. Legare il nodo di legatura (verso il lato del rene) con doppi nodi. Lasciare spazio sufficiente tra questi due doppi nodi in modo da tagliare i vasi tra i due nodi senza tagliare i nodi legature.
  6. Tagliare i vasi renali tra i due nodi e rimuovere il rene di destra. Controllare i possibili emorragie dei vasi renali.
  7. Asciugare il rene di destra con garza sterile e pesare it.
  8. Chiudere l'incisione del muscolo con stringa di sutura seta 4-0 e quindi chiudere l'incisione cutanea con stringa di sutura seta 3-0.
  9. Casa del mouse separatamente in una gabbia pulita solitario con una lampada di calore sopra la gabbia (punto 2.15) con facile accesso all'acqua e cibo per almeno 24 h di recupero. Amministrare la penicillina e buprenorfina ogni 12 h per 3 giorni per prevenire l'infezione e dolore.
    Nota: Il mouse dovrebbe recuperare dal trauma dell'intervento chirurgico entro 2-3 giorni e dovrebbe essere tornato alla normale mangiare, bere e in movimento.
  10. Dopo la chirurgia, monitorare i topi due volte al giorno per tre giorni e poi una volta al giorno per tutta la durata dell'esperimento. Seguire le procedure di monitoraggio e trattamento post-chirurgiche descritte nel passaggio 2.16.

4. Sham chirurgia

  1. per la chirurgia di sham, eseguire le stesse procedure di chirurgia, compresa l'esposizione del rene, la dissezione del tessuto e la chiusura della ferita, ma senza la legatura di palo del rene di sinistra o la rimozione del rene di destra.

5. valutazione della cardiomiopatia uremica sperimentale

  1. un giorno prima del sacrificio, eseguire un ecocardiogramma transtoracico e catturare immagini 18.
    Nota: Qui, l'ecocardiografia transtoracica è stata effettuata con un termometro rettale e tabella di gestione del mouse. Le immagini ecocardiografiche sono state acquisite utilizzando un 18-38 MHz trasduttore di frequenza di funzionamento collegato a un sistema di imaging. Spessore della parete relativa (RWT), indice di performance miocardica (MPI) e indice di massa ventricolo sinistro (orientamento) sono stati calcolati come descritto 18.
  2. Al momento del sacrificio, misurare il peso del corpo. Misurare l'ematocrito (HCT) con una centrifuga HCT secondo produttore ' s istruzioni. Preparare i campioni di plasma utilizzando provette sensibilizzate con eparina mediante centrifugazione i campioni di sangue per 10 min a 1.500 x g a 4 ° C in una centrifuga refrigerata da tavolo. Misurare la cistatina C, creatinina e BUN utilizzando kit seguendo il produttore ' s istruzioni. Eseguire le misurazioni in duplicato.
  3. Alla fine dell'esperimento, anestetizzare i topi con ketamina (90 mg/kg, IP) e xylaxine (10 mg/kg, IP) e sacrificio dal thoracotomy. Misurare il peso del cuore dopo averlo tolto dal petto. Preparare cardiaco (LV) e degli omogeneati del rene, come pure la determinazione di collagene di tipo 1 (COL-1), la fosforilazione di c-Src e proteina carbonilazione, come descritto prima 18 , 19.

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Risultati

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I dati hanno indicato che questo modificato 5/6th PNx tramite la legatura di palo è un modello semplice ed efficace per studiare la cardiomiopatia uremica. Alla quattro settimane post-chirurgia, questo PNx modello presenta alterata funzione renale, l'anemia, l'ipertrofia cardiaca, fibrosi cardiaca e ridotta funzione sistolica e diastolica del cuore. I risultati sono riassunti qui di seguito.

Alla post...

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Discussione

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Il ratto 5/6th PNx modello è stato ampiamente utilizzato per lo studio di CKD. A causa della dimensione molto più piccola del rene nel topo, la legatura dell'arteria classica e la resezione di palo sono molto impegnativi in modelli murini con possibili alti tassi di mortalità e la perdita di sangue sanguinamento inaspettato.

Abbiamo adottato un modello di topo PNx con legatura di palo per superare la perdita di sangue/sangue. Questo modello di PNx richiede meno tempo con il tasso di...

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Dichiarazioni

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Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Ringraziamenti

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Questo lavoro è stato supportato da NIH R15 1R15DK106666-01A1 (a J. Liu) e NIH RO1 HL071556 (di J.I. Shapiro).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Forbici Iris, 11,5 cm, DritteWorld Precision Instruments501758
WPI Pinzette svizzere #5 11 cm, 0,1x0,06 mm PunteWorld Precision Instruments504506
Gioiellieri #5 Pinze, 11cm, Dritto, TitanioWorld Precision Instruments555227F
Pinze per iris, 10cm, Dritto, seghettatoWorld Precision Instruments15914
Pinzetta #3, 11cm, punte 0.2x0.4mm WorldPrecision Instruments501976
Medesy Iris 4.5" Forbici curve, acciaio inossidabileNet233512www.Net32.com
Dr. Slick Iris Forbici; 3.5"Avid Max220-1-965-IrisScsrs-P www. Avid Max.com
Miltex Forbici per iride 4 1/8" Curvo4mdmedicalV95-306www.4mdmedical.com
5" Battito di mani emostatico, mascella curvaPJTool4355
www.pjtool.com sklar Knapp Forbici per iris, dritte e affilate/smussate 4"Deposito dispositivi medici64-3430www.medicaldevicedepot.com
Kelly Pinze emostatiche diritte 5,5"PilgtimmedicalFA710-50www.pilgtimmedical.com
C57BL/6 topiHilltop Lab Animals Inc.
  Tavolo per la manipolazione del mouse e termometro rettaleTrasduttore Visualsonics
MicroScan Vevo 1100MS400
Vevo 1100 FUJIFILM VisualSonics Inc.
Kit ELISA per cistatina C e kit per creatinina di topo.Crystal Chem. Inc.
Kit ELISA per l'azotino del mouse MyBioSource Inc 
Sistema di imaging

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sarnak, M. J., et al. Kidney Disease as a Risk Factor for Development of Cardiovascular Disease: A Statement From the American Heart Association Councils on Kidney in Cardiovascular Disease, High Blood Pressure Research, Clinical Cardiology, and Epidemiology and Prevention. Circulation. 108 (17), 2154-2169 (2003).
  2. Levey, A. S., et al. Controlling the epidemic of cardiovascular disease in chronic renal disease: what do we know? What do we need to learn? Where do we go from here? National Kidney Foundation Task Force on Cardiovascular Disease. Am J Kidney Dis. 32 (5), 853-906 (1998).
  3. Schiffrin, E. L., Lipman, M. L., Mann, J. F. E. Chronic Kidney Disease. Effects on the Cardiovascular System. 116 (1), 85-97 (2007).
  4. Foley, R. N., et al. Clinical and echocardiographic disease in patients starting end-stage renal disease therapy. Kidney Int. 47 (1), 186-192 (1995).
  5. Foley, R. N., et al. The prognostic importance of left ventricular geometry in uremic cardiomyopathy. J Am Soc Nephrol. 5 (12), 2024-2031 (1995).
  6. Alhaj, E., et al. Uremic cardiomyopathy: an underdiagnosed disease. Congest Heart Fail. 19 (4), 40-45 (2013).
  7. Gulati, A., et al. Association of fibrosis with mortality and sudden cardiac death in patients with nonischemic dilated cardiomyopathy. JAMA. 309 (9), 896-908 (2013).
  8. London, G. M., Parfrey, P. S. Cardiac disease in chronic uremia: pathogenesis. Adv Ren Replace Ther. 4 (3), 194-211 (1997).
  9. Mohmand, B., Malhotra, D. K., Shapiro, J. I. Uremic cardiomyopathy: role of circulating digitalis like substances. Front Biosci. 10, 2036-2044 (2005).
  10. Himmelfarb, J., McMonagle, E. Manifestations of oxidant stress in uremia. Blood Purif. 19 (2), 200-205 (2001).
  11. Okamura, D. M., Himmelfarb, J. Tipping the redox balance of oxidative stress in fibrogenic pathways in chronic kidney disease. Pediatr Nephrol. 24 (12), 2309-2319 (2009).
  12. Himmelfarb, J., Stenvinkel, P., Ikizler, T. A., Hakim, R. M. The elephant in uremia: oxidant stress as a unifying concept of cardiovascular disease in uremia. Kidney Int. 62 (5), 1524-1538 (2002).
  13. Becker, B. N., Himmelfarb, J., Henrich, W. L., Hakim, R. M. Reassessing the cardiac risk profile in chronic hemodialysis patients: a hypothesis on the role of oxidant stress and other non-traditional cardiac risk factors. J Am Soc Nephrol. 8 (3), 475-486 (1997).
  14. Drummond, C. A., et al. Reduction of Na/K-ATPase affects cardiac remodeling and increases c-kit cell abundance in partial nephrectomized mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 306 (12), 1631-1643 (2014).
  15. Kennedy, D. J., et al. Partial nephrectomy as a model for uremic cardiomyopathy in the mouse. Am J Physiol Renal Physiol. 294 (2), 450-454 (2008).
  16. Haller, S. T., et al. Monoclonal antibody against marinobufagenin reverses cardiac fibrosis in rats with chronic renal failure. Am J Hypertens. 25 (6), 690-696 (2012).
  17. Tian, J., et al. Spironolactone attenuates experimental uremic cardiomyopathy by antagonizing marinobufagenin. Hypertension. 54 (6), 1313-1320 (2009).
  18. Liu, J., et al. Attenuation of Na/K-ATPase Mediated Oxidant Amplification with pNaKtide Ameliorates Experimental Uremic Cardiomyopathy. Sci Rep. 6, 34592(2016).
  19. Yan, Y., et al. Involvement of reactive oxygen species in a feed-forward mechanism of Na/K-ATPase-mediated signaling transduction. J Biol Chem. 288 (47), 34249-34258 (2013).
  20. Leelahavanichkul, A., et al. Angiotensin II overcomes strain-dependent resistance of rapid CKD progression in a new remnant kidney mouse model. Kidney Int. 78 (11), 1136-1153 (2010).
  21. Ma, L. J., Fogo, A. B. Model of robust induction of glomerulosclerosis in mice: importance of genetic background. Kidney Int. 64 (1), 350-355 (2003).

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