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Articolo metodologico

Intero-monta schiarimento e colorazione delle silique e organi del fiore di Arabidopsis

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DOI:

10.3791/56441

⸱

12 aprile 2018

 ,  ,  , 
1Department of Plant and Microbial Biology, Zurich-Basel Plant Science Center, University of Zurich

In questo articolo

Sommario

In questo protocollo, abbiamo descritte le tecniche per la corretta dissezione di Arabidopsis fiori e silique, alcune tecniche di base di schiarimento e selezionato le procedure per intero-monta le osservazioni delle strutture riproduttive di colorazione.

Abstract

A causa di suoi strumenti formidabili per studi di genetica molecolare, Arabidopsis thaliana è una delle più importanti specie modello in biologia vegetale e, soprattutto, in biologia riproduttiva delle piante. Tuttavia, pianta morfologica, anatomica e le analisi ultrastrutturali tradizionalmente coinvolgono l'incorporamento richiede tempo e sezionamento procedure per campo chiaro, scansione e microscopia elettronica. Recenti progressi nella microscopia a fluorescenza confocale, state-of-the-art 3D computerizzata analisi al microscopio e il continuo affinamento delle tecniche molecolari per essere utilizzato su campioni di intero-monta minimamente trattati, ha portato ad un aumento della domanda di lo sviluppo di tecniche di elaborazione del campione efficiente e minimale. In questo protocollo, descriviamo le tecniche per la dissezione correttamente Arabidopsis fiori e silique, compensazione, tecniche di base e alcune procedure di macchiatura per intero-monta le osservazioni di strutture riproduttive.

Introduzione

I fiori sono tra i più importanti definizione organi delle angiosperme. Piante da fiore è comparso circa 90 milioni anni fa1e così in fretta che loro aspetto rapido è stato descritto come un "abominevole mistero" di Charles Darwin2diversificato. Gli interessi dei ricercatori di pianta in sviluppo fiorale sono diversi. Alcune ricerche si sono concentrate sulla comprensione l'origine evolutiva del fiore nel suo insieme, o l'evoluzione delle specifiche proprietà anatomiche, strutturali e funzionali di fiori3,4,5,6 . La variazione alta in floral forma e struttura, nonché le modalità di riproduzione sessuale e asessuale affidamento su di loro, fare il fiore una struttura altamente complessa. Ciò ha portato a diversi sforzi per caratterizzare le caratteristiche strutturali e di anatomia degli organi floreali, utilizzando tecniche di microscopico dell'elettrone e della luce che potrebbero combinarsi con le indagini genetiche e molecolari7. Inoltre, come la fonte di frutti e semi, i fiori sono di fondamentale importanza per l'alimentazione umana e animale. Di conseguenza, la caratterizzazione dello sviluppo del fiore e frutta ha molte implicazioni per la ricerca applicata, compresa la sicurezza di cibo per una popolazione umana sempre maggiore e strategie di conservazione ecologica sotto un cambiamento di ambiente8 , 9 , 10.

Lo sviluppo del fiore in Arabidopsis inizia con induzione a fiore e la trasformazione del meristema vegetativo di un meristema infiorescenza (gruppo di fiori). Primordia fiore vengono avviate lateralmente sul fianco del meristema infiorescenza11. I primordi dell'organo floreale formano progressivamente in verticilli concentrici dall'esterno al centro del fiore e alla fine trasformarsi in sepali, petali, stami e carpelli7. Questi organi floreali soddisfano distinta nutritiva, protettiva e funzionale (ad es., attrazione impollinatore) ruoli in diverse specie vegetali, con gli organi sessuali, sostenere lo sviluppo dei gametofiti maschili e femminili, rispettivamente12 , 13. i gametofiti, a sua volta, ciascuna differenziano un paio di uomo (sperma) e gameti femminili (uovo e centrale delle cellule), che uniscono al momento doppia fertilizzazione per formare la prossima generazione, lo zigote e l'endosperma primario, un terminale del tessuto di sostegno del sviluppo dell'embrione14,15. Frutta e semi di sviluppo supportano la crescita, maturazione e conservazione dell'embrione e, alla fine, la sua dispersione. Un'ampia ricerca è stata eseguita per caratterizzare lo sviluppo dell'embrione e del fiore in diverse specie di piante, soprattutto nelle specie modello Arabidopsis7,16,17.

Analisi al microscopio precoce dello sviluppo del fiore erano basati su elaborazione del campione richiede tempo e osservazione tecniche, come la paraffina o l'incorporamento di resina e di sezionamento, combinato con la luce o la microscopia elettronica. Queste tecniche microscopiche tradizionale sono stati spesso utilizzate in combinazione con le indagini genetiche molecolari, quali analisi microscopiche di mutanti, la localizzazione di RNA tramite l'ibridazione in situ o immuno-rivelazione di proteine. Recenti progressi nella microscopia di fluorescenza grandangolari e confocale, nelle analisi di immagine computerizzata 3D in state-of-the-art e il continuo perfezionamento dei metodi molecolari che può essere utilizzato su campioni di intero-monta minimamente trattati, ha portato ad un'esigenza di tecniche di elaborazione del campione efficiente e minimale che sono preferenzialmente favorevoli ad analisi quantitative. Negli ultimi anni, significativi progressi compiuti nello sviluppo di tecniche di compensazione sull'esemplare animale intero-monta. Che rendono il campione trasparente utilizzando i reagenti di zucchero-base acquosa o di urea (ad es., scala, SeeDB, CUBIC)18,19,20, o rimuovendo selettivamente i lipidi (usando il detersivo SDS) dopo incorporamento di campioni in idrogel stabili; la rimozione dei lipidi può essere raggiunto mediante diffusione passiva (ad esempio, modifica chiarezza protocollo21, patto-PARS-cerchi22) o attivamente mediante elettroforesi (originale chiarezza protocollo23 e ACT-PRESTO24). Incoraggiato da questo progresso veloce, alcune tecniche derivate stanno emergendo anche per utilizzo in impianti.

In questo articolo di metodi focalizzato sul modello Arabidopsis, descriviamo la procedura per la corretta dissezione di boccioli di fiori, fiori e giovani silique e lo schiarimento dei campioni del intero-monta per la diversa colorazione e utilizzando le procedure di osservazione classica o un recente metodo di compensazione basati su SDS. Vengono forniti esempi per amido, callosio e macchiatura della cromatina. Anche se queste procedure potrebbero essere necessario ulteriori miglioramenti e adeguamenti quando utilizzato con altre specie, ci auguriamo di che essi porranno le basi per ulteriori ricerche su questi metodi semplici ma fondamentali che sono il punto di partenza di molti progetti di ricerca.

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Protocollo

1. fiore e anemofila fissazione

  1. Silique da piante e fiori raccolto sincronizzate all'apertura del primo fiore.
    Nota: Nelle circostanze sperimentali utilizzati qui, piante iniziano la fioritura circa 21 giorni dopo il trapianto da piastre di Murashige e Skoog (MS) al suolo. Semi sono stratificate per 3 – 4 giorni a 4 ° C e germinato/coltivate su piastre di MS a 22 ° C/16 h luce e 18 ° C/8 h scura per 8 a 10 giorni, prima del trapianto le piantine sul suolo ricco di sostanze nutritive in vasi tenuti sotto le stesse condizioni (Figura 1). Il numero delle ripetizioni dipende l'obiettivo specifico della ricerca, ma è consigliabile un minimo di 5 infiorescenze (da 5 piante individuali) per ogni trattamento. Se i fiori sono l'unità sperimentale, si raccomanda un minimo di 10 fiori per replicare.
  2. Tagliare le infiorescenze o fiori (Figura 1E-H) utilizzando forbici piccole (ad es., forbicine per le unghie) e metterli immediatamente in un tubo del microcentrifuge (per la fissazione di infiorescenza/fiore singolo) o un tubo conico (per le fissazioni collettive) che contiene appena fatta di Carnoy, metanolo/acido acetico o FPA50 fissativi (a seconda dell'applicazione, vedere di seguito) sul ghiaccio.
    Nota: I campioni dovrebbero essere completamente sommerso nel fissativo.
  3. Lasciare il tessuto all'interno il fissativo per 4 h a tutta la notte a 4 ° C.
    Nota: L'infiltrazione di vuoto può essere utilizzato per accelerare la penetrazione del fissativo nel tessuto, ma questo può essere dannoso per preservare la struttura del tessuto. Gli autori non implementano infiltrazione vuoto.
  4. Rimuovere il fissativo, aggiungere abbastanza etanolo al 70% per coprire i campioni e restituirli a 4 ° C per almeno 24 h; campioni possono rimanere a tempo indeterminato in questa soluzione. Dopo la rimozione dell'etanolo, procedere immediatamente alla fase successiva; dissezione o schiarimento di SDS.

2. dissezione sotto lo stereomicroscopio

  1. Messo appena fatte etanolo al 70% in vetro di un orologiaio, collocato su un piccolo piatto di Petri per supporto.
  2. Posto l'infiorescenza/fiore/anemofila su questo appena reso fissativo e sezionare sotto lo stereomicroscopio usando pinze e una siringa con un ago.
    1. Utilizzare di un orologiaio vetro o un dispositivo simile che consente di essere totalmente coperto con etanolo (consigliato) per la dissezione delle infiorescenze e lacerando organi floreali di fiori maturi (sepali, petali e stami può essere sezionato in questa fase i campioni ) per evitare il rischio di campioni secchi.
  3. Sezionare la silique e piccoli boccioli di fiori su una diapositiva come descritto di seguito.
    1. Mettere da parte il vetro di orologiaio con campioni pre-trattati e utilizzare una normale diapositiva per la dissezione finale.
    2. Spostare il campione di interesse alla diapositiva e aggiungere 10 µ l di etanolo al 70%. Lavora velocemente sulla dissezione finale e aggiungere 10 µ l di etanolo, se necessario, per mantenere il campione umido senza liquido in eccesso.
    3. Per il rilascio di granuli di polline da stami, vedi punto 5.1. Per la dissezione carpelli ed ovuli, seguire la procedura descritta nella Figura 2. Questa procedura si applica a tutte le fasi di sviluppo del carpello, compresa la fase di sviluppo di silique verde.
      Nota: Non aggiungere etanolo se c'è sufficiente al riporto di etanolo dal movimento dei campioni; campioni molto piccoli di dissezione è molto più facile in una minima quantità di liquido. Tenere sempre solo gli organi di interesse (sepali, petali, stami, carpelli, ovuli, semi o grani di polline) sulla diapositiva. Questa procedura garantisce uno spessore uniforme tra la diapositiva e il vetrino coprioggetti, corrispondente allo spessore dell'organo in esame, risultante in una maggiore omogeneità e quindi l'efficienza per gli esami al microscopio (maggior numero di esemplari di destinazione sullo stesso piano focale).
  4. Utilizzare un piccolo pezzo di carta assorbente per assorbire e rimuovere quanto più etanolo come possibile. Rapidamente, procedere al passaggio successivo (sezione 3, 4 o 6) prima il campione si asciuga fuori.

3. base di idrato di cloralio schiarimento e combinato di schiarimento-colorazione

Nota: I migliori risultati per schiarimento basati su cloralio idrato si ottengono con FPA50 fissata materiale.

  1. Posto 20 µ l di soluzione di compensazione (cloralio idrato/glicerolo, modificato medio di Hoyer, 4½ di Herr o soluzioni IKI-4½ di Herr) sulla diapositiva esemplare-cuscinetto. Usando un paio di siringhe con aghi hypodermal, posizionare i campioni secondo le necessità di ridurre lo spazio tra di loro e lanciando quelli dove l'organo di interesse si affaccia verso il basso. Rimuovere qualsiasi bolla d'aria rimanente utilizzando l'ago.
  2. Abbassare un vetrino coprioggetti lateralmente e delicatamente posizionarlo, premendo molto delicatamente e attendere che la soluzione di schiarimento riempie lo spazio in mezzo. Aggiungere la soluzione di compensazione minima, se necessario, per riempire tutto lo spazio sotto il vetrino coprioggetti.
  3. Porre il vetrino su un supporto per diapositive e lasciarlo sotto la cappa. Procedere per le osservazioni al microscopio dopo almeno 4 ore e durante i seguenti 4 – 5 giorni.

4. combinato Alexander di colorazione e Herr 4½ schiarimento delle antere

Nota: Il protocollo originale di Alexander si basa sul rilascio di granuli di polline sulla diapositiva prima della colorazione. Un efficiente e più informativo, Alexander macchiatura e procedura di cancellazione è la colorazione dei granuli di polline maturi all'interno antere maturi ma non deiscenti per volta.

  1. Scegliere appena raccolte boccioli di fiori che sta tentando di aprire con antere non deiscenti.
    Nota: Non prendere più giovani germogli di fiore perché Alexander macchiatura è inteso per i grani di polline maturi e non macchia in modo efficiente i granuli di polline immaturi. È consigliato un minimo di 5 fiori per trattamento raccolto dalle infiorescenze e diverse piante.
  2. Preparare una piastra a 96 pozzetti con soluzione di abbastanza Alexander per sommergere il bocciolo di un fiore. Esporre le antere rimuovendo i sepali e petali e immergerli nella soluzione di Alexander. Mantenere i campioni sotto la cappa per 1 – 3 h.
  3. Sostituire la soluzione di Alexander con soluzione 4½ di Herr e posizionare la piastra multi-pozzetto sotto la cappa per un'incubazione overnight.
  4. Usando il forcipe, spostare delicatamente i boccioli dei fiori sgomberati su una nuova diapositiva. Poiché può verificarsi alcune riporto soluzione di Alessandro, è possibile utilizzare una carta assorbente per rimuovere tanto schiarimento soluzione possibile.
  5. Sezionare gli stami e rimuovere tutti gli altri tessuti. Seguire i passaggi nella sezione 3 utilizzando soluzione 4½ di Herr.

5. rimuovere l'esina da granelli di polline

Nota: Si consiglia di utilizzare il fissativo di Carnoy per colorazione DAPI.

  1. Seguire le procedure di fissazione e sezionamento descritte nelle sezioni 1 e 2. Ormai, uno dovrebbe avere uno a molti stami su diapositiva all'interno di una minima quantità di etanolo al 70%.
  2. Utilizzare una carta assorbente per eliminare l'etanolo in eccesso e aggiungere 5-10 µ l di soluzione di DAPI. Utilizzando un paio di siringhe con aghi, rilasciare i grani di polline all'interno di quella piccola quantità di soluzione (ad esempio, utilizzare una siringa per immobilizzare lo stame e l'altro di rilasciare i grani di polline). Se la soluzione si asciuga, aggiungere un altro 5 µ l di DAPI.
  3. Rimuovere tutti i detriti dello stamen è un passo fondamentale, tale che solo i granuli di polline sono lasciati tra il vetrino e il coprioggetto.
  4. Porre un coprivetrino sulla diapositiva esemplare-cuscinetto abbassando lateralmente e aggiungere la quantità minima di soluzione DAPI necessaria a riempire lo spazio. Posizionare un dito indice il coprivetrino e senza schiacciare troppo tanto fare un rapido, costante e breve movimento scorrevole.
    Nota: Per misurare la forza necessaria e l'ampiezza del movimento scorrevole, questo passaggio dovrebbe essere praticato più volte, verificando i risultati ogni volta sotto il microscopio.
  5. Se necessario, aggiungere soluzione DAPI e posto la diapositiva in una finestra di umida al buio a 4 ° C per 15 min a 1 h. procedere per osservare i campioni sotto fluorescenza grandangolari o microscopia confocale entro 24 h. tentare di combinare questa procedura con SDS compensazione per verificare ulteriormente migliorare menti possono essere ottenuti.

6. sodio dodecil solfato (SDS) di compensazione

Nota: A seconda dell'organo floreale da analizzare e sulle competenze del ricercatore di sezionare esemplari molto morbidi e piccoli, il SDS trattamento può essere effettuato sia prima (per ricercatori esperti) o dopo la dissezione passo (per meno esperti i ricercatori) il metanolo-acetico fissata materiale.

  1. Utilizzare il vetro di un orologiaio, un vetrino concavo o un tubo del microcentrifuge per incubare i campioni sezionati o non sezionato in SDS 1% e 0,2 N NaOH soluzione durante la notte a temperatura ambiente.
  2. Maneggiare con cura perché il campione è molto morbido e ha un aspetto trasparente. Risciacquare più volte con acqua.
    Nota: I resti della soluzione SDS potrebbero portare a precipitazioni durante l'aggiunta di soluzione colorante, ad esempio, anilina blu.
  3. Per campioni non sezionato, seguire la procedura di dissezione descritta nella sezione 2, utilizzando acqua invece di etanolo al 70%. Dopo dissezione del tessuto desiderato, rimuovere eventuali residui e detriti e l'acqua in eccesso con carta assorbente, quindi aggiungere 20 – 40 µ l di soluzione colorante e procedere con il passaggio 6.5.
  4. Per i campioni sezionati, spostare il campione dalla soluzione di lavaggio e posizionare su un vetrino pulito e aggiungere 20 – 40 µ l di soluzione colorante.
  5. Posizionare delicatamente un vetrino coprioggetto sul vetrino abbassando lateralmente. Fare attenzione a non per schiacciare la preparazione. Se il tessuto è troppo morbido, luogo qualsiasi sottile separatore in tra il vetrino e il coprioggetto agli angoli (ad es., nastro o un vetrino coprioggetto rotto), lasciando uno spazio di cameristica tra diapositiva e il vetrino coprioggetti, tale che il vetrino coprioggetto non schiacciare il campione.
  6. Inserire tutte le diapositive all'interno di una casella di umida, coprirlo con un foglio di alluminio e posizionarlo a 4 ° C per almeno 1 h. Procedi per osservare il campione utilizzando widefield fluorescenza o microscopia confocale entro 24 h.

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Risultati

Arabidopsis appartiene alla famiglia Brassicacea, cuscinetto infiorescenze con fiori bisessuali disposti in un corimbo (Figura 1). Ogni fiore ha quattro sepali, petali di quattro, sei stami (quattro lunghi e due brevi) e un sincarpio gineceo costituito da due carpelli congenitamente fuse (Figura 1F-H) disposti in verticilli concentrici quattro25,26

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Discussione

L'esistenza di molti boccioli di fiori all'interno di una singola infiorescenza di Arabidopsis, che coprono tutte le fasi di sviluppo del fiore, offre un'opportunità unica per studi mirati alla caratterizzazione di un effetto di un trattamento o una caratteristica inerente allo sviluppo contemporaneamente attraverso le diverse fasi dello sviluppo del fiore. Un buon punto di riferimento tra le diverse singole piante è l'apertura del primo fiore dell'infiorescenza principale. Piante sono trattate in modo tale che ...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato supportato dall'Università di Zurigo, un IEF Marie Curie Grant (grant no. TransEpigen-254797 di A.H.), un Advanced Grant del Consiglio europeo della ricerca (grant no. Medea-250358 di U.G.) e un progetto di ricerca e sviluppo tecnologico (grant MecanX a U.G.) da SystemsX.ch, l'iniziativa Svizzera in biologia dei sistemi.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Reagenti e materiali
EtanoloScharlauET00102500
acido aceticoApplichemA3686,2500100% Acido
acetico glacialebiologiaSigma-Aldrich320099
MetanoloScharlauME03062500
Soluzione di formaldeideSigma-AldrichF1635
Acido propionicoSigma-Aldrich81910-250 ml
Idrato di cloralioSigma-Aldrich15307
GliceroloRoth3783.1
Gomma arabicaFluka51198
Acido latticoFluka69773
FenoloSigma-Aldrich77607-250MLAbbiamo usato fenolo liquido (usa la densità per trovare il volume richiesto per la tua soluzione)
Olio di chiodi di garofanoSigma-AldrichC8392-100ML
XileneRoth4436.1
IodioFluka57665
Ioduro di potassioMerck5043
Malachite GreenFluka63160
Acido fucsinFluka84600
Arancio GSigma7252
Sodio Dodecil SolfatoSigma-AldrichL3771Grado di biologia molecolare
Idrossido di sodioSigma-Aldrich71690
Sodio di-idrogeno fosfatoApplichemA1047,1000
Sodio fosfato bibasicoSigma-AldrichS9763-1KG
Fosfato di potassioSigma-Aldrich04347
EDTAApplichemA2937,1000
CalcofluorSigmaF6259Sbiancante fluorescente 28
AuramineChroma10120
DAPISigmaD9542tossico
Triton-X-100SigmaT8787
Blu anilinaMerck1275
MS medioCarolina19-57030
Substrato ricco di sostanze nutritiveEinheitserdeED73
VetroNessuna marca specifica
15 ml di provette da centrifuga falconVWR62406-200
Pinze DumondActimed0208-5SPSF-PS
PinzeDUMONT BIOLOGY0108-5
SiringaBDBD Plastipak 3000131 ml
Ago di preparazioneBDBD Microlance 304000
Vetrini per microscopioThermo Scientific10143562CEbordi tagliati
Vetrini coprioggettiThermo ScientificDV40008
Unascatola di plastica con tovagliolo di carta umido e supporti scorrevoli all'interno
NameCompanyNumero di catalogoComments
Solutions
Fissativi
Carnoy (Farmer)Etanolo assoluto : acido acetico glaciale, 3:1 (ml:ml)
Metanolo/acido acetico fissativo50 % (v/v) metanolo, 10 % (v/v) acido acetico glaciale in acqua deionizzata
FPA50 fissativoFormalina, acido propionico, 50% etanolo; 5:5:90 (ml:ml:ml)
Soluzioni di chiarificazione
Idrato di cloralio/gliceroloIdrato di cloralio : glicerolo : acqua, 8:1:2 (g:ml:ml). Può essere utilizzato per tutte le fasi di sviluppo dei fiori e per lo sviluppo della silique con la microscopia DIC. Il miglior fissativo è la gomma
7,5 g, cloralio idrato 100 g, glicerolo 5 ml, acqua 30 ml. Può essere utilizzato per tutte le fasi di sviluppo dei fiori e per lo sviluppo della silique con la microscopia DIC. Il miglior fissativo è il
Herr's 4½, acido lattico, idrato di cloralio, cristalli di fenolo, olio di chiodi di garofano, xilene; 2:2:2:2:1, in peso. Può essere utilizzato per tutte le fasi di sviluppo dei fiori (in particolare per lo sviluppo degli stami) e per lo sviluppo della silique con la microscopia DIC. Il miglior fissativo è la
SDS/NaOHMix-diluire la SDS e la soluzione madre di NaOH all'1% di SDS / 0,2 N NaOH (diluizione 10x). Per tutte le fasi di sviluppo dei fiori e della silique. Il miglior fissativo è il fissativo metano/acido acetico; Possono essere utilizzati anche gli altri due fissativi. Può essere combinato con calcofluor, auramina, DAPI e soluzione colorante blu all'anilina.
Soluzione madre10 % (p/v) di sodio dodecil solfato. Sciogliere 10 g di solfato di sodio dodecilfato in 80 ml di acqua deionizzata e portare a 100 ml con acqua deionizzata.
Soluzione2 N Soluzione di NaOH: sciogliere 4 g di NaOH in 40 ml di acqua deionizzata e portare a 100 ml con acqua deionizzata
Soluzioni combinate di chiarificazione e colorazione
Herr's IKI-4½A uno standard 4½ (9 g in totale) aggiungere: 100 mg di iodio, 500 mg di ioduro di potassio. Questa soluzione di chiarificazione può essere utilizzata per tutte le fasi di sviluppo dei fiori e per lo sviluppo della silique, sia per aumentare il contrasto che per caratterizzare la dinamica dell'amido. Utilizza FPA50 per l'analisi strutturale e il fissativo di Carnoy per l'analisi quantitativa dell'amido.
ColorazioneEtanolo 95% 10 ml, verde malachite (1% in 95% EtOH) 1 ml, acido fucsina (1% in ddH2O) 5 ml, arancia G (1% in ddH2O) 0,5 ml, fenolo 5 g, cloralio idrato 5 g, acido acetico glaciale 2 ml, glicerolo 25 ml. Questa pulizia/colorazione da sola o in combinazione con il 4½ di Herr; può essere utilizzata per valutare l'aborto del polline in fiori con granuli di polline maturi e tricellulari. Si utilizza su materiale non fisso appena levigato.
Soluzioni coloranti
Calcofluor soluzioneCalcofluor 0,007% in acqua (g:ml). Originariamente utilizzato come sbiancante ottico. Può essere utilizzato per la colorazione di cellulosa, polisaccaridi carbossilati e calcosio nelle pareti cellulari. Frequentemente usato per colorare l'intine del granello di polline. Tutti e tre i fissativi possono essere utilizzati con questa soluzione.
di auraminaAuramina 0,01% in acqua (g:ml). Questo colorante fluorescente lipofilo può essere utilizzato per colorare cuticole, cutina ed esina, tra gli altri. Tutti e tre i fissativi possono essere utilizzati con questa soluzione
Calcofluor-AuramineSoluzione di Auramina : Soluzione Calcofluor, 3:1. Può essere utilizzato per una colorazione combinata con entrambe le soluzioni. Altre proporzioni possono essere dosate mantenendo una percentuale minore di calcofluor rispetto all'auramina.
SoluzioneDAPI 0,4 ug/ml, tampone fosfato di sodio 0,1 M (pH 7), Triton-X-100 0,1%, 1 mM EDTA. Questa soluzione può essere utilizzata per colorare le diffuse cromosomiche durante la meiosi maschile e femminile e i nuclei cellulari di qualsiasi tessuto. Utilizzato frequentemente per studiare lo sviluppo dei granuli di polline. Il Carnoy e il metanolo/acido acetico sono i migliori fissativi per questa soluzione. I fissativi a base di formaldeide come l'FPA50 possono interferire con la colorazione. Eccitazione nell'UV ed emissione massima intorno ai 461 nm.
Tampone fosfato di sodio (0,1 M)Recettore del protone: 0,2 M Na2HPO4, donatore di protoni: 0,2 M NaH2PO4, rapporto donatore di protoni / recettore del protone: 1,364 (per un pH 7)
Soluzione di blu0,1% (p/v) blu di anilina, 108 mM K3PO4 (pH 11), 2% glicerolo. Questa soluzione può essere utilizzata per la colorazione di calclosio e cellulosa di molti stadi di sviluppo (ad es. deposizione di callosio in terad maschili e femminili, tappi di callosio in tubi pollinici). Eccitazione nei raggi UV ed emissione massima intorno a 455. Può anche essere eccitato a 514 nm con emissione in rosso per la colorazione del contenuto cellulare.
di grado di molecolare da orologiaio Fissativo di arabica FPA50 modificata a base di formalina fluido schiarente FPA50 a base di formalinasoluzione FPA50 a base di formalina SDS madre di NaOH Alexander Soluzione Miscela DAPI di anilina

Riferimenti

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