Articolo metodologico

Roditore comportamentali test per valutare deficit funzionali causati da microelettrodo impianto nella corteccia di motore del ratto

DOI:

10.3791/57829

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18 agosto 2018

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1Advanced Platform Technology Center, Rehabilitation Research and Development, Louis Stokes Cleveland Department of Veterans Affairs Medical Center, 2Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Abbiamo dimostrato che l'impianto di un microelettrodo nella corteccia motoria dei ratti provoca deficit motori immediato e duraturo. I metodi proposti nel presente documento muta una chirurgia di impianto microelettrodo e tre mansioni comportamentistiche roditore per delucidare potenziali cambiamenti nella funzione motoria fine o lordo dovuto l'impianto-ha causato danni alla corteccia di motore.

Abstract

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Dispositivi medici impiantati nel cervello, che un potenziale enorme. Come parte di un sistema di Brain Machine Interface (BMI), microelettrodi intracorticali dimostrano la capacità di registrare i potenziali di azione da individui o piccoli gruppi di neuroni. Tali segnali registrati sono stati utilizzati con successo per permettere ai pazienti di interfaccia con o controllare computer, arti robotici e le proprie membra. Tuttavia, studi sugli animali precedenti hanno indicato che un impianto microelettrodo nel cervello non solo danneggia il tessuto circostante, ma può anche causare i deficit funzionali. Discutiamo qui, una serie di test comportamentali per quantificare il potenziale motorie dopo l'impianto di microelettrodi intracorticali nella corteccia motoria di un ratto. I metodi per campo aperto griglia, incrocio di scaletta e presa forza test forniscono informazioni preziose per quanto riguarda le complicazioni potenziali derivanti da un impianto di microelettrodo. I risultati dei test comportamentali sono correlati con l'istologia dell'endpoint, fornire informazioni aggiuntive sugli esiti patologici e le ripercussioni di questa procedura il tessuto adiacente.

Introduzione

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Microelettrodi intracorticali erano originariamente utilizzati per mappare i circuiti del cervello e si sono sviluppati in un prezioso strumento per abilitare il rilevamento delle intenzioni motore che può essere usato per produrre uscite funzionale1. Rilevati uscite funzionali in grado di offrire gli individui affetti da lesioni del midollo spinale, paralisi cerebrale, sclerosi laterale amiotrofica (ALS) o altre condizioni di movimento-limitare il controllo di un computer cursore2,3 o robotizzato braccio4,5,6, o ripristinare il funzionamento proprio arto disabili7. Di conseguenza, tecnologia intracortical microelettrodo è emerso come un promettente e in rapida crescita campo8.

Dovuto i successi visti nel campo, gli studi clinici sono in corso per migliorare e comprendere meglio le possibilità di BMI tecnologia5,9,10. Realizzando il pieno potenziale della comunicazione con i neuroni nel cervello, le applicazioni di riabilitazione sono percepite come illimitate8. Anche se c'è grande ottimismo per il futuro della tecnologia intracortical microelettrodo, è anche ben noto che microelettrodi infine non11, probabilmente a causa di una risposta acuta neuroinfiammatorie dopo impianto. L'impianto di un materiale straniero nel cervello provoca danni immediati al tessuto circostante e conduce ad ulteriori danni causati dalla risposta neuroinfiammatorie che varia a seconda delle proprietà dell' impianto12. Inoltre, un impianto nel cervello può causare un effetto di microlesioni: una riduzione nel metabolismo del glucosio pensato per essere causato da edema acuto e l'emorragia dovuto il dispositivo inserimento13. Inoltre, la qualità del segnale e la lunghezza del tempo che segnali utili possono essere registrati sono incoerenti, indipendentemente dal modello animale11,14,15,16. Parecchi studi hanno dimostrato il collegamento tra neuroinflammation e microelettrodo prestazioni17,18,19. Pertanto, il consenso della Comunità è che la risposta infiammatoria del tessuto neurale che circonda i microelettrodi, almeno in parte, compromette la affidabilità di elettrodo.

Molti studi hanno esaminato l'infiammazione locale11,20,21,22 o esplorato metodi per ridurre i danni al cervello causati da inserimento11,23, 24,25, con l'obiettivo di migliorare le prestazioni di registrazione sopra tempo14,26. Inoltre, abbiamo recentemente dimostrato che una lesione iatrogenica causata da un inserimento di microelettrodi nella corteccia motoria dei ratti provoca un deficit motorio fine immediato e duraturo27. Pertanto, lo scopo dei protocolli qui presentato è quello di dare ai ricercatori un metodo quantitativo per valutare possibili deficit motori come conseguenza del trauma del cervello seguendo l'impianto e la persistente presenza di dispositivi intracortical (microelettrodi nella caso di questo manoscritto). I test di comportamento descritti qui sono stati progettati per prendere in giro fuori entrambi danni di funzione di motore lordo e bene e possono essere utilizzati in molti modelli di danno cerebrale. Questi metodi sono semplice, riproducibile e possono essere facilmente implementati in un modello del roditore. Ulteriormente, i metodi qui presentati consentono una correlazione del comportamento del motore ai risultati istologici, un beneficio che fino a poco tempo fa, gli autori non hanno visto pubblicato nel campo BMI. Infine, come questi metodi sono stati progettati per testare la funzione motoria fine28, la funzione di motore lordo29e lo stress e l'ansia comportamento29,30, i metodi qui presentati possono essere implementati anche in un varietà di modelli di lesione alla testa dove i ricercatori vogliono regola fuori (o in) qualsiasi deficit di funzione motoria.

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Protocollo

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Tutte le procedure e le prassi di cura degli animali sono state approvate da e in accordo con la Louis Stokes Cleveland dipartimento del Veterans Affairs Center istituzionale animale cure mediche e comitati di uso.

Nota: Per educare i ricercatori sulla decisione circa l'uso di un modello di ferita di pugnalata come un controllo, si consiglia di rivedere il lavoro svolto da Potter et al. 21.

1. microelettrodo procedura chirurgica di impianto

  1. Preparazione pre-chirurgica degli animali
    1. Anestetizzare l'animale in un'aula di induzione utilizzando isoflurano (2-4%). Mentre nell'ambito dell'anestesia, monitorare continuamente l'animale utilizzando un sistema di misura fondamentale per monitorare la frequenza cardiaca e il contenuto di ossigeno nel sangue.
    2. Spostare l'animale in un cono di naso per continuare l'anestetico. Per via sottocutanea (SQ) iniettare una cefalosporina di antibiotico, ad es. cefazolina (25 mg/kg) e un antinfiammatorio non steroideo, ad es. il carprofen (5 mg/kg) per prevenire l'infezione e gestire il dolore, rispettivamente.
    3. Applicare liberalmente unguento oftalmico agli occhi dell'animale per impedire loro di essiccazione.
    4. Utilizzando animale piccolo tagliaunghie, tagliare le unghie dei piedi per impedire che l'animale graffiare le suture durante la guarigione della ferita. Assicurarsi che le unghie non vengono tagliate troppo corti, come questo può portare a dolore e sanguinamento per l'animale.
    5. Radere la testa dell'animale accuratamente da dietro le orecchie per tra gli occhi tramite un trimmer rasoio elettrico.
    6. Fornire un'analgesia locale con un'iniezione SQ di bupivacaine (0,3 mL di bupivacaina 0,125% diluito da soluzione di riserva) nella parte superiore della testa dell'animale nella zona dell'incisione.
    7. Montare l'animale su una cornice stereotassica, utilizzando barre di orecchio per mantenere la testa di muoversi durante l'intervento chirurgico. Posizionare un acqua di circolazione riscaldamento pad sotto all'animale di mantenere la temperatura interna dell'animale.
    8. Applicare un telo sterile, per esempio, istituzionalmente approvato sterile involucro di plastica, per isolare il campo chirurgico.
    9. Macchia l'area chirurgica utilizzando una soluzione di betadine alternati e isopropanolo scrub.
    10. Eseguire un pizzico di punta secondo il protocollo istituzionale per garantire che l'animale è sotto l'aereo chirurgica.
  2. Preparare l'animale per l'impianto
    1. Creare un'incisione di circa 1 in giù del midline esponendo il cranio con una lama da bisturi n. 10. Senza mezzi termini rimuovere il periostio utilizzando un applicatore con punta di cotone e interrompere qualsiasi sanguinamento utilizzando un tampone di garza. Ritrarre il tessuto circostante utilizzando morsetti a coccodrillo e pulire e disidratare il cranio con il perossido di idrogeno.
    2. Versare qualche goccia di adesivo del tessuto del cianoacrilato-basato sul cranio esposto per migliorare l'attacco nei passaggi successivi di cemento dentale.
    3. Nell'emisfero selezionata, contrassegnare la regione della corteccia motoria corrispondente al movimento di zampa anteriore circa 3 mm laterale alla linea mediana e 2 mm anteriore al bregma creando un nick nell'osso.
    4. Rimuovere una parte del cranio con un trapano dentale di 1,75 mm punta arrotondata, prendendo speciale considerazione per non forare troppo rapidamente o troppo profondamente e sostenere una mano sulla cornice stereotassica. Il trapano deve essere applicato al cranio in modo intermittente per evitare il surriscaldamento31.
    5. Riflettono il dura usando un plettro dura agganciato bene 45°.
    6. Pulire qualsiasi sanguinamento utilizzando un applicatore con punta di cotone e salino, avendo cura di non direttamente tocco sulla superficie del cervello.
  3. Inserimento del microelettrodo nella corteccia motoria
    1. Montare con attenzione il microelettrodo sterilizzata nel supporto universale sulla cornice stereotassica, fare attenzione a non urtare la tibia dell'elettrodo. Assicurarsi che il connettore di interfaccia headstage dell'elettrodo è fissato da parte del titolare.
      Nota: Qui, un non-funzionale elettrodo del gambo Michigan-stile silicone misura 2 mm x 123 µm x 15 µm è stato utilizzato, e la tibia è stata inserita usando una pinzetta.
    2. Con i micromanipolatori sulla cornice stereotassica, accuratamente posizionate la punta dell'elettrodo il craniotomy aperto.
    3. Abbassare delicatamente l'elettrodo di circa 2 mm nel cervello usando i micromanipolatori come una guida di misura (a seconda della scelta dell'elettrodo, un inserimento automatizzato al prezzo controllato può essere richiesto). Fare attenzione ad evitare qualsiasi sistema vascolare visibile quando possibile. Una volta che l'elettrodo è a posto, attentamente sganciare il connettore dal supporto universale e ritrarre il braccio di inserimento.
    4. Pulire accuratamente qualsiasi sanguinamento da intorno all'elettrodo utilizzando un applicatore con punta di cotone e soluzione salina.
    5. Sigillare il craniotomy intorno all'elettrodo impiantato utilizzando un elastomero di silicone.
    6. Difficoltà l'elettrodo al cranio mediante cemento dentale.
    7. Una volta che il cemento è completamente asciutto, riunire i bordi dell'incisione sul davanti e sul retro il cemento precablata e sutura che li Chiudi.
  4. Cure post-operatorie
    1. Permettere all'animale di recuperare su un acqua di circolazione termoforo pur continuando a monitorare i suoi segni vitali. Evitare di utilizzare lampade di calore, come la temperatura da lampade è più difficile da controllare e animali possono surriscaldarsi.
    2. Una volta che l'animale è completamente sveglio, spostare l'animale in una gabbia pulita con facile accesso al cibo e acqua.
    3. Durante i giorni postoperatori 1-3, è necessario fornire agli animali con antibiotico cefalosporinico SQ (25 mg/kg) e un antinfiammatorio non steroideo (5 mg/kg) per prevenire l'infezione e gestire il loro dolore.
    4. Monitorare gli animali ogni giorno per i segni di dolore o disagio, sanguinamento, variazione di peso o problemi di sutura attraverso giorno postoperatorio almeno 5.

2. comportamentali test

  1. Per tutti i test di comportamento, testare gli animali 2 x per ogni test nella settimana prima dell'intervento di impianto di elettrodo per calcolare la loro pre-chirurgia basale dei punteggi. A seguito della chirurgia, consentire agli animali di riposare per 1 settimana prima di iniziare il test 2 volte a settimana su ogni test di comportamento. Condizioni di prova coerente devono essere utilizzate in tutto lo studio per pre- e post-chirurgica test per ridurre al minimo gli effetti dello stress sulle prestazioni, che potrebbe tradursi in una misura di ansia.
    1. Pulire tutte le apparecchiature con un sterilizzante di basato sul biossido di cloro all'inizio di ogni sessione di prova e dopo ogni animale.
    2. La griglia di campo aperto e scala test della pellicola. Queste prove richiedono una videocamera (1080p, minimo 15 fps, campo visivo diagonale di 78°), un computer portatile e spazio per archiviare i dati video.
    3. All'inizio di ogni giornata di test, è necessario portare gli animali per la sala di collaudo e consentire loro di acclimatare per almeno 20 minuti prima di iniziare il test. La camera deve essere leggero e temperatura controllata, e lo stesso personale dovrebbero completare tutti i test. Idealmente, la stessa camera servirà per tutti gli animali nel corso dei test senza modifiche alla camera.
    4. Uso ricompense in cibo per incoraggiare gli animali per completare le attività, soprattutto durante la formazione di scala. Cereali o piccoli pezzi di chips di banana o cracker fare buone ricompense.
    5. Normalizzare tutti gli spettacoli di prova settimanali per i punteggi pre-intervento per ogni singolo animale (equazione 1).
      Equazione 1:figure-protocol-1
  2. Aprire il test sul campo griglia
    Nota: Il test di griglia campo aperto è stato costruito in casa e ha una superficie di corsa di 1 m2 con circa le pareti laterali opaco alta 40 cm. La superficie della griglia di scorrimento in basso è diviso in 9 quadrati uguali dalla parte inferiore con del nastro (Figura 1A). La fotocamera di registrazione è permanentemente montata sopra il centro della griglia su ponteggi.
    1. Per iniziare il campo aperto griglia test, posizionare l'animale al centro della griglia dalla parte opposta il tester.
    2. Permettere all'animale di correre liberamente per 3 minuti durante la registrazione di un video.
    3. Quando l'animale ha completato i test, rimuovere l'animale dalla griglia e restituirlo alla gabbia. Pulire la griglia di fondo con sterilizzante basato sul biossido di cloro.
    4. Testare ogni animale 1 x al giorno di test.
    5. Analizzare il numero di griglie attraversate, la distanza totale percorsa e la velocità massima dell'animale come metriche della funzione motore lorda utilizzando un video software di monitoraggio.
      Nota: I dati qui presentati sono stati quantificati manualmente dai ricercatori addestrati, ma è preferibile utilizzare un recentemente sviluppato internamente rilevamento algoritmo32.
  3. Test di scaletta
    Nota: Il test di scala è stato costruito in-House e si compone di 2 pareti laterali acrilico trasparente, ogni 1 m di lunghezza, collegato da gradini di diametro 3 mm distanziati di 2 cm di distanza (Figura 2A). Scala test è un test qualificato e quindi richiede 1 settimana di formazione prima di registrare i punteggi di base pre-intervento. Il protocollo per l'addestramento e la prova è lo stesso.
    1. Spostare l'animale in una gabbia di detenzione temporanea pulito per iniziare il test di scaletta.
    2. Impostare la scala in modo che si colma 2 gabbie. Inizio fine della scala poggia su una gabbia pulita, e alla fine di finitura si basa sulla gabbia dell'animale per servire come motivazione per completare l'esecuzione.
    3. Posizionare la videocamera stessa (o simile) su un treppiede al centro della scala. La posizione della telecamera dovrebbe essere all'altezza del gradino e permette per la scala intera per essere visto.
    4. Con la videocamera in esecuzione, tenere l'animale alla linea di partenza della scala, permettendo loro paws anteriori a toccare il primo scalino.
    5. Permettere all'animale di attraversare la scaletta al proprio ritmo. Il tempo trascorso tra il momento in cui zampa dell'animale tocca il primo scalino e il traguardo al terzo gradino ultimo determinerà tempo dell'animale ad attraversare.
    6. Se l'animale si gira sulla scaletta o non si muove per un periodo di 20 s, considera l'animale abbia fallito la corsa. Assegnare gli animali una penalità Punteggio ottenuto per ogni non riuscita esecuzione. Determinare il tempo di penalità dalle prestazioni più lente registrata durante pre-chirurgia test27.
    7. Consentire che ogni animale ad attraversare la scala 5 volte al giorno con circa 1 min di pausa tra ogni esecuzione di test.
    8. Media i più veloce 3 cicli al giorno come una metrica della funzione motoria fine. Inoltre, registrare il numero di volte che ciascuno della parte anteriore paws scivola fuori i gradini utilizzando un video software di monitoraggio.
      Nota: I dati qui presentati sono stati quantificati manualmente dai ricercatori addestrati, ma è preferibile utilizzare un algoritmo di rilevamento in-house sviluppati di recente utilizzando Dona et al. 32.
  4. Prova di resistenza di aderenza
    1. Calibrare il misuratore di forza di presa prima di ogni sessione di test e misurare la forza in grammi.
    2. Posizionare il misuratore di forza di presa sul bordo di un contatore con il manubrio grip esteso sopra il pavimento.
    3. Permettere all'animale di afferrare il manubrio con entrambe le zampe anteriori mentre si tiene l'animale dalla base della coda (Figura 3A).
    4. Una volta che l'animale ha una presa salda con ogni zampa, tirare l'animale lontano il metro dalla base della coda con forza lenta e costante.
    5. Registrare la forza di presa massima esercitata dall'animale che viene visualizzato sull'uscita del misuratore di forza di presa digitale.
    6. Testare ogni animale 3 volte al giorno con circa 2 min di pausa tra ogni test di collaudo.
    7. Come una metrica della funzione motoria fine, registrare e media la forza di presa massima in uscita da ciascuna delle 3 prove.

3. post-comportamentale protocollo

  1. Dopo tutto comportamentale test (ad esempio, 8-16 settimane dopo l'impianto), anestetizzare gli animali profondamente utilizzando ketamina (160 mg/kg) e xilazina (20 mg/kg), via irrorare loro, raccogliere i loro cervelli e cryo-fetta li e macchiare il tessuto usando gli indicatori immunohistochemical per quantificare la risposta cellulare intorno al sito di impianto33,34,35,36,37,38.

4. elaborazione statistica

Nota: Un'analisi futura potenza è fortemente suggerita per eventuali studi che cercano di rispondere a una domanda di ricerca particolare. L'analisi di potenza, che informa il numero di animali necessari per raggiungere una significatività statistica per un design particolare studio, dovrebbe basarsi sull'ipotesi particolare della ricerca, la progettazione dell'esperimento, la dimensione dell'effetto stimato e variabilità di i trattamenti previsti, come anche la dimensione dell'effetto richiesto per raggiungere rilevanza clinica o scientifica.

  1. Condurre analisi statistiche utilizzando il software statistico comune.
  2. Catalogare le statistiche descrittive e visualizzarli come media ± errore Standard.
  3. Analizzare le prestazioni comportamentali [in campo aperto griglia (punto 2.2), scala (punto 2.3) e prove di resistenza di aderenza (punto 2.4)] in ogni punto di tempo settimanale per confrontare vs impiantato gruppi di controllo utilizzando un t-test di due campioni. Considerare ogni punto di tempo settimanale una misura indipendente.
  4. Quantificare le prestazioni longitudinale utilizzando un modello lineare effetto misto. La settimana e il gruppo sono fissati fattori e un animale sperimentale è nidificato all'interno del gruppo come un effetto casuale. L'analisi della varianza (ANOVA) viene utilizzata per determinare l'effetto del fattore con un livello di significatività di p < 0.05.
  5. Confrontare le prestazioni di scaletta con immunoglobina intensità di G (IgG) utilizzando un'analisi di regressione lineare. Calcolare il coefficiente di correlazione di metodo di un Pearson.

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Risultati

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Utilizzando i metodi presentati qui, un intervento chirurgico l'impianto microelettrodo nella corteccia motoria è completato seguente procedure stabilite39,40,41,42, seguita da prove sul campo aperto griglia per valutare la funzione di motore lorda e la scaletta e il grip forza test per valutare il motore fine funzione27. Funzione motoria...

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Discussione

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Il protocollo descritto qui è stato utilizzato in modo efficace e riproducibile misura grossolana e fine deficit motorio in un modello del roditore cranico. Inoltre, consente la correlazione di comportamento motorio fine ai risultati istologici dopo un impianto microelettrodo nella corteccia motoria. I metodi sono facili da seguire, poco costoso da impostare e possono essere modificati per adattarsi alle esigenze individuali di un ricercatore. Ulteriormente, la prova del comportamento non causa grande stress o dolore agl...

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Dichiarazioni

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Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Ringraziamenti

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Questo studio è stato in parte sostenuto dal premio di merito recensione #B1495-R (Capadona) e il premio alla carriera precoce presidenziale per scienziato e ingegneri (PECASE, Capadona) dal dipartimento Stati Uniti (US) di Veterans Affairs riabilitazione ricerca e Servizio di sviluppo. Inoltre, questo lavoro è stato supportato in parte dall'ufficio di assistente segretario della difesa per gli affari di salute attraverso il Peer recensione di programma di medica ricerca sotto Premio Nr. W81XWH-15-1-0608. I contenuti non rappresentano le opinioni di l'US Department of Veterans Affairs o di governo degli Stati Uniti. Gli autori vorrei ringraziare Dr. Hiroyuki Arakawa nel nucleo di comportamento del roditore CWRU per la sua guida nella progettazione e test del roditore protocolli comportamentali. Gli autori inoltre ringraziare James Drake e Kevin Talbot dalla CWRU dipartimento di meccanica e ingegneria aerospaziale per il loro aiuto nella progettazione e produzione la prova scaletta del roditore.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Ratti Sprague Dawley, maschio, 201-225gCharles RiverCD
Compac5 sistema di anestesiaVetequip901812
Trimmer elettriciWahl9918-6171
Telaio stereotassicoDavid Kopf Instruments1760
Gaymar pad e pompa dell'acqua riscaldataBraintree Scientific Inc  TP-700
Adesivo tissutale Vetbond3M07-805-5031
Trapano dentalePearson DentalO60-0045
Dura pick FineScience Tools10064-14
Microelettrodo con gambo in siliconeProdotto internamente presso il Cleveland VA Medical CenterN/A Elastomero
siliconico KwikCastWorld Precision InstrumentsKWIK-CAST
Teets cemento dentale A-M Systems525000
Webcam HD Pro c920Logitec960-000764
Misuratore di forza di presaHarvard Apparatus565084
Software statistico Minitab 17Minitab Inc
Test della griglia in campo apertoRealizzato internamente presso la Case Western Reserve UniversityN/A
Test della scalaRealizzato internamente presso Case Western Reserve UniversityN/A
Coniglio anticorpo IgG di rattoBio-Rad618501

Riferimenti

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