Articolo metodologico

Completa e parziale occlusione aortica per il trattamento dello Shock emorragico nei suini

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DOI:

10.3791/58284

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24 agosto 2018

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1Department of Surgery, University of Michigan, 2Hays Innovations

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Qui, presentiamo un protocollo che dimostra un modello di shock emorragico in maiali che utilizza Occlusione aortica come un ponte verso la cura definitiva nel trauma. Questo modello ha applicazione in fase di test una vasta gamma di strategie terapeutiche farmacologiche e chirurgiche.

Abstract

L'emorragia rimane la principale causa di morti evitabili nel trauma. Trattamento endovascolare dell'emorragia non comprimibile torso è stato all'avanguardia nella cura di traumi negli ultimi anni. Poiché l'occlusione aortica completa presenta gravi preoccupazioni, il concetto di parziale occlusione aortica ha acquisito una crescente attenzione. Qui, presentiamo un grande modello animale di shock emorragico per studiare gli effetti di un catetere per occlusione parziale romanzo aortica dell'aerostato e confrontarlo con un catetere che funziona sui principi di occlusione aortica completa. Suina è anestetizzati e strumentato per condurre controllata volume fisso emorragia sono monitorati parametri emodinamici e fisiologici. A seguito di emorragia, i cateteri per occlusione aortica dell'aerostato sono inseriti e gonfiati nell'aorta del supraceliac per 60 min, durante la quale gli animali ricevono sangue intero rianimazione come 20% del volume totale del sangue (TBV). Dopo lo sgonfiaggio del palloncino, gli animali sono monitorati in un ambiente di cura critica per 4 h, durante il quale ricevono la rianimazione fluida e vasopressori come necessario. L'occlusione parziale aortica dell'aerostato ha dimostrato le pressioni arteriose medie distale migliorate (mappe) durante il gonfiaggio del palloncino, è diminuito di marcatori di ischemia e diminuito la rianimazione fluida e uso di vasopressori. Come suina fisiologia e risposte omeostatiche dopo l'emorragia sono state ben documentate e sono simili a quelli di esseri umani, un porco emorragica modello shock può essere utilizzato per testare varie strategie di trattamento. Oltre a curare l'emorragia, i cateteri per occlusione aortica dell'aerostato sono diventati popolari per il loro ruolo nell'arresto cardiaco, chirurgia cardiaca e vascolare e altre procedure chirurgiche elettive ad alto rischio.

Introduzione

L'emorragia continua ad essere la causa dominante delle morti evitabili in pazienti sottoposti a eventi traumatici, pari al 90% dei decessi per trauma in ambito militare e il 40% delle morti post-traumatiche nella popolazione civile1, 2. anche se la pressione diretta può trattare l'emorragia comprimibile, l'emorragia non comprimibile torso rimane difficile da trattare e può essere letale senza prompt di controllo emostatico. L'approccio storico di thoracotomy resuscitativo o la laparotomia con traversa-pressione aortica ha dimostrato di essere estremamente dilagante3,4. Questo intervento richiede anche un algoritmo di selezione complessi per determinare la candidatura di pazienti che hanno subito insulti traumatici5.

Negli ultimi anni, c'è stata una rinascita di interesse per un approccio descritto in precedenza — resuscitative endovascular l'occlusione dell'aerostato dell'aorta (REBOA)6,7,8. Anche se REBOA ha conferito un vantaggi di sopravvivenza a breve termine in caso di emorragia, una prolungato l'occlusione completa dell'aorta durante il gonfiaggio del palloncino pone gravi preoccupazioni che includono l'ischemia irreversibile fine-organo9,10. Nel tentativo di superare questa morbosità potenziale, sono essendo messo a punto strategie endovascular alternativi per gestire l'emorragia. Una tale strategia che ha visto una crescente attenzione è una parziale occlusione dell'aorta11,12. L'idea dell'occlusione parziale aortica dell'aerostato offre la perfusione dei letti vascolari distale al luogo dell'occlusione, mappe aortiche prossimale fisiologiche migliorate e una riduzione graduale del afterload seguendo lo sgonfiaggio del palloncino. Questi cambiamenti nei parametri sono opportune modifiche alle caratteristiche fisiologiche di un animale di spurgo. Prima della traduzione di questo metodo per gli esseri umani, completare e cateteri per occlusione parziale aortica dell'aerostato sono stati pesantemente testati in modelli suina di shock emorragico11,12,13.

Suina è stati utilizzati negli studi che comportano shock emorragico per molti anni. La maggior parte della attuale comprensione della patofisiologia di shock emorragico è derivato dagli studi che hanno utilizzato modelli animali, compreso suina. Loro fisiologia e risposte omeostatiche nella cornice di deplezione di volume patologico segue emorragia, soprattutto quelli relativi a risposte cardiovascolari e della coagulazione del sangue, sono state ben documentate e sono simili a quelli di esseri umani14. Modelli di suina di shock emorragico forniscono anche l'opportunità di studiare strategie di trattamento per shock emorragico e altre lesioni traumatiche.

In questo studio, dimostriamo un modello clinicamente realistico di shock emorragico nei suini per valutare strategie di trattamento endovascular, compreso l'occlusione completa e parziale aortica dell'aerostato. Supponiamo che una parziale occlusione dell'aorta si traduce in una migliore fisiologica e profilo di laboratorio rispetto a un'occlusione completa dell'aorta in maiali che subiscono un'emorragia controllata di volume fisso.

Abbiamo mirato a paragonare gli effetti fisiologici dell'occlusione aortica parziale e completa come un trattamento per shock emorragico in un modello di suina. Parziale occlusione aortica è stata ottenuta utilizzando un'occlusione selettiva aortica dell'aerostato nel catetere di trauma (SABOT) (Figura 1). Il catetere SABOT è un sistema di due-palloncino che permette il flusso sanguigno intra-Luminale, fornendo in tal modo un flusso aortico parziale per i letti vascolari distali all'occlusione. L'occlusione aortica completa è stata ottenuta utilizzando un catetere per occlusione aortica singolo-palloncino (ad es.,CODA) (Figura 1). Gruppi di trattamento sono stati randomizzati per subire resuscitative Occlusione aortica con il completo o con i cateteri di occlusione parziale aortica dell'aerostato (n = 2/gruppo).

I passaggi principali del modello includono l'induzione dell'anestesia e l'intubazione, il mantenimento dell'anestesia, strumentazione, l'emorragia TBV 35% (Totale 20 min; metà sopra il primo min 7 e mezzo sopra il restante 13 min), l'occlusione aortica dell'aerostato e rianimazione di sangue intero (min 60 dell'occlusione; rianimazione di sangue intero di 20% durante gli ultimi 20 minuti dell'occlusione), monitoraggio (240 min) con osservazione emodinamica ed eutanasia con tessuto raccolta critica di cura. Nella figura 2 viene illustrato il modello utilizzato in questo esperimento.

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Protocollo

Nel condurre la ricerca usando gli animali, i ricercatori hanno aderito per l'Animal Welfare Act regolamenti e altri statuti federali relative agli animali ed esperimenti che coinvolgono gli animali e i principi stabiliti nella versione corrente della Guida per l'uso e la manutenzione degli animali da laboratorio del Consiglio nazionale delle ricerche. Questo protocollo di studio è stato approvato dall'Università di Michigan istituzionale Animal Care ed uso Committee (IACUC). Gli esperimenti sono stati condotti in conformità con tutte le normative e linee guida in materia di benessere degli animali nella ricerca.

1. acclimatazione e selezione animale

  1. Uso femminile Yorkshire-Landrace incrociate suina (n = 2/gruppo, fascia d'età: 5-6 mesi, range di peso: 40-60 kg) per l'esperimento.
  2. Dopo il loro arrivo presso la struttura, casa degli animali singolarmente in gabbie ma assicurarsi che vi sia un'ampia interazione tra gli animali in gabbie di vicini.
  3. Casa gli animali per almeno 5 d in modo che essi sono completamente acclimatati prima di eseguire l'esperimento. Durante questo periodo, nutrire gli animali con una dieta standard e osservarli per accertare che sono in buono stato di salute.
  4. Tenere gli animali da mangiare e bere dopo la mezzanotte prima dell'intervento per prevenire il rischio di aspirazione durante l'intubazione.

2. l'anestesia e l'intubazione

  1. Sedare l'animale con 5 mg/kg tiletamina/zolazepam dato per via intramuscolare (IM) nel muscolo gluteo mentre l'animale si trova nella zona di alloggiamento. Contemporaneamente, dare atropina 0,05 mg/kg IM come un agente anticolinergico per ridurre al minimo le secrezioni durante l'intubazione.
  2. Trasportare l'animale dalla zona di alloggiamento per la sala operatoria e collocarlo in posizione supina su un tavolo operatorio.
  3. Uso per inalazione isoflurane (2% - 5%) per indurre l'anestesia. Utilizzare 21% di ossigeno (0,4 L/min) mescolato con aria (4 L/min) come i gas vettore per trasportare il gas anestetico per inalazione.
  4. Mentre la profondità desiderata di anestesia si sta realizzando, posizionare un catetere endovenoso periferico di (IV) 20 G nella vena orecchio per la somministrazione IV di liquidi, farmaci o l'anestesia, come necessario.
  5. Come l'animale acquisisce la profondità desiderata dell'anestesia, lavare delicatamente eventuali detriti e delle macerie dai siti operativi, tra cui le regioni inguinale di destra e sinistra, lati sinistro e destro del collo e l'addome. Utilizzare un tagliacapelli elettrico per rimuovere tutti i capelli da siti operativi. Valutare la profondità dell'anestesia che intrappola l'arto posteriore dell'animale e osservando la sua risposta (mancanza di).
  6. Proteggere l'animale al tavolo operatorio utilizzando corde di cotone chirurgico intorno a ogni estremità, prima l'intubazione.
  7. Utilizzare un breve pezzo di corda di cotone chirurgico per sollevare la mandibola con la linguetta per aprire l'orifizio orale. Utilizzare un altro pezzo di corda di cotone per tirare la mascella superiore verso il basso. Nel caso in cui il rilassamento della mascella è insufficiente o le corde vocali vengono compressi, aumentare il livello di isoflurane brevemente e ripetere questo passaggio.
  8. Utilizzare la mano non dominante per tenere il manico di un laringoscopio convenzionale con un 12 in illuminato lama di Miller. Far passare la punta della lama Miller attraverso l'orofaringe. Pratica attenzione per preservare i denti e la mucosa orale mentre manovri la lama nella cavità orale. Far avanzare lentamente la punta della lama fino a quando l'epiglottide può essere chiaramente visibili e avanzare oltre l'ingresso laringeo. Utilizzando il polso, sollevare la lama, elevando l'epiglottide, tale da ottenere una chiara visione della laringe.
  9. Luogo un 6.5 Fr o 7 Fr tubo endotracheale (ETT) con un mandrino tra le corde vocali nella trachea. In caso di laryngospasm dovuto irritazione delle mucose, applicare lidocaina 2% sulle corde vocali e il campo glosso-epiglottic mediano e rivalutare.
  10. Estrarre il mandrino prima di avanzare completamente il tubo verso il basso la trachea, mantenendo una salda presa sul tubo. Gonfiare il palloncino con 10-15 cm3 di aria per impedire qualsiasi perdita di aria intorno il bracciale e aspirazione del contenuto gastrico.
  11. Collegare il ventilatore meccanico ETT attraverso un filtro di respirazione (scambiatore di calore e umidità). Fissare i ETT legando il nastro di cotone intorno al muso (mascella superiore).
  12. In caso di un'intubazione fallita, lasciate che l'animale ossigenare e ventilare brevemente prima di eventuali ulteriori tentativi.
  13. Verificare le impostazioni del ventilatore meccanico appropriato: una miscela di 21% di ossigeno e aria; un volume corrente di 7-10 mL/kg di peso corporeo; una frequenza respiratoria di 10-15 respiri/min per mantenere un fine-di marea pCO2 di 40 mmHg ± 2 mmHg.
  14. Posizionare un pulsossimetro sul orecchio, lingua o della coda per misurare l'ossigenazione del sangue e la frequenza cardiaca. Avanzare una sonda rettale attraverso l'orifizio anale per il monitoraggio continuo della temperatura.
    Nota: La temperatura dell'animale è che occorre mantenere tra 38 ° C a 40 ° C utilizzando un tavolo operatorio temperatura regolata riscaldata, calore mat o termocoperta.
  15. Utilizzare isoflurano (1% - 3%) per il mantenimento dell'anestesia durante tutta la procedura. Durante questo periodo, è necessario valutare la profondità dell'anestesia di test per i riflessi di dolore utilizzando un pizzico dell'arto. Inoltre, monitorare la frequenza respiratoria sul ventilatore per vedere se corrisponde il tasso di ventilazione programmata.
    Nota: Eccessiva respirazione indica un'inadeguata profondità dell'anestesia.

3. chirurgico sito sterilizzazione (preparazione e festoni)

  1. Preparare i siti di incisione, così come una vasta zona che li circonda per le procedure sperimentali. I siti di incisione per l'esperimento sono regioni inguinali bilaterali, collo bilaterale e il basso addome. Disinfettare i siti operativi mediante sfregamento con una copiosa quantità di povidone-iodio per 5 min.
  2. Utilizzare garza sterile asciutto per rimuovere il sapone di povidone-iodio dalla pelle.
  3. Posto gli asciugamani chirurgici sterili intorno i siti operativi di preservare i campi chirurgici sterili. Utilizzare pinze asciugamano per proteggere gli asciugamani in luogo. Coprire l'animale con un telino sterile per evitare qualsiasi contaminazione dei siti chirurgici.

4. inserimento di una canula

  1. Arteria femorale e della vena
    Nota: Viene eseguito un inserimento di una canula dell'arteria femorale di destra, sinistra arteria femorale e vena femorale di sinistra. L'arteria femorale di destra è cannulato utilizzando una cannula di inserimento Fr 14 per l'inserimento del catetere Occlusione aortica dell'aerostato. L'arteria femorale di sinistra è cannulato utilizzando un catetere 5 Fr per il monitoraggio di mappa distale. Un catetere di Fr 8 viene inserito nella vena femorale di sinistra per il ritiro di amministrazione e il sangue fluido. La tecnica di Seldinger aperta è impiegata per ottenere l'accesso vascolare per tutti gli inserimenti di una canula15.
    1. Prima di effettuare l'incisione, valutare la profondità dell'anestesia pizzicando l'arto posteriore dell'animale.
    2. Usando un bisturi dotato di una lama chirurgica sterile numero 10, fare un'incisione verticale di 8 cm nella parte destra dell'inguine 4 sopra e 4 cm sotto la piega inguinale destra.
    3. Sezionare attraverso il tessuto sottocutaneo e muscolare e utilizzare due Weitlaner Divaricatori per ottenere l'esposizione corretta. Se necessario, utilizzare un riavvolgitore Army-Navy per ulteriore ritrazione.
    4. Utilizzare forcipe Mixter ad angolo retto ed elettrocauterizzazione per dissecare attraverso i tessuti connettivi, fino a quando il fascio neurovascolare è chiaramente esposto.
    5. Con cautela la dissezione dell'arteria. Conservare il nervo, che è la struttura più laterale.
    6. Accuratamente sezionare la vena, che si trova più medialmente, lontano dell'arteria.
    7. Ottenere un controllo prossimale e distale dell'arteria usando i legami di seta 2-0.
    8. Utilizzare un ago introduttore angolata 20g per puntura dell'arteria. Garantire una posizione appropriata nel lume del vaso osservando il pulsatile flusso di sangue attraverso l'altra estremità dell'ago.
    9. Anticipo un 0.35 con punta arrotondata in filo guida attraverso il lume dell'ago angolato.
    10. Ritirare l'ago sopra il filo guida. Non garantire alcuna migrazione del filo guida tenendolo in luogo.
    11. Passare un dilatatore Fr 10 sopra il filo guida per dilatare l'apertura nell'arteria. Rimuovere il dilatatore Fr 10. Inserire una cannula di inserimento Fr 14 sopra il filo guida.
    12. Rimuovere con cautela il dilatatore dalla guaina di inserimento insieme con il filo guida, mantenendo la cannula all'interno dell'arteria.
    13. Lavare la guaina di inserimento per garantire la sua posizione all'interno del lume del vaso.
    14. Fissare l'estremità del catetere in luogo con una sutura in polyglactin 3-0.
    15. Utilizzare una sutura in nylon 3-0 per eseguire una chiusura temporanea in esecuzione della pelle sovrastante.
    16. Ripetere i passaggi di cui sopra per l'inserimento di una canula arteria femorale di sinistra usando un catetere 5 Fr (nessuna dilatazione iniziale). Isolare la vena femorale di sinistra in modo simile e incannulare utilizzando un catetere Fr 8. Utilizzare una sutura in nylon 3-0 per eseguire una chiusura temporanea in esecuzione della pelle sovrastante.
  2. Dell'arteria carotica e l'incannulamento della vena giugulare esterna
    Nota: Viene eseguito un inserimento di una canula delle vene giugulari esterne bilaterali e l'arteria carotide comune sinistra. Un catetere di Fr 5 viene inserito nell'arteria carotide comune sinistra per monitoraggio mappa prossimale e un catetere di Fr 8 nella vena giugulare di sinistra esterna per accesso venoso centrale aggiuntiva per la somministrazione di fluidi e vasopressori infusione. Un catetere di Fr 9 viene inserito nella vena giugulare esterna destra per cateterizzazione dell'arteria polmonare con un'arteria polmonare (ad es., Swan-Ganz) catetere, mentre una sonda di flusso carotico è collocata intorno l'arteria carotica comune di destra per portata carotica monitoraggio. L'approccio di Seldinger viene utilizzato per ottenere l'accesso vascolare per tutti gli inserimenti di una canula.
    1. 10 lame bisturi, praticare un'incisione verticale di 6 cm circa 2 cm laterale alla linea mediana sul lato sinistro del collo.
    2. Utilizzare l'elettrocauterio per dissecare attraverso il tessuto sottocutaneo fino a quando il muscolo sternocleidomastoideo (SCM) è esposto.
    3. Posto Weitlaner divaricatori presso gli aspetti prossimali e distali dell'incisione per un ritiro completo.
    4. La dissezione lungo il bordo laterale del muscolo SCM per esporre la vena giugulare esterna sinistra.
    5. Inserimento di una canula nave può essere ottenuta eseguendo i passaggi 4.1.8 - 4.1.14. Inserire, a filo e fissare un 8 Fr catetere nella vena.
    6. Per esposizione dell'arteria carotide comune sinistra, sezionare il bordo mediale del muscolo SCM. Posto un divaricatore Weitlaner per aumentare l'esposizione.
    7. Sezionare attraverso il tessuto connettivo longitudinalmente lungo il bordo laterale della trachea. Preservare le ghiandole del timo se essi vengono rilevati.
    8. Esporre il triangolo carotico, che contiene la carotide, la vena giugulare interna e nervo vago. Palpare l'arteria carotica comune per determinare la sua traiettoria.
    9. Accuratamente sezionare l'arteria carotica comune lontano la vena ed il nervo.
    10. Eseguire l'inserimento di una canula carotica eseguendo i passaggi 4.1.8 - 4.1.14. Inserire, a filo e fissare un 5 Fr catetere nell'arteria come descritto in precedenza.
    11. Ripetere i passaggi da 4.1. per la dissezione e l'isolamento della vena giugulare esterna destra e dell'arteria carotica comune di destra.
    12. Posizionare una sonda di flusso dell'arteria carotica di 4 mm intorno all'arteria carotica comune di destra. Applicare il gel trasduttore tra la sonda di flusso e la nave per un flusso ottimale di segnalazione e catturare.
    13. In seguito i passi 4.1.8-4.1.14, incannulare la vena giugulare esterna destra utilizzando un introduttore Fr 9. A filo e fissare il catetere in posizione. Utilizzare una sutura in nylon 3-0 per eseguire una chiusura temporanea in esecuzione della pelle sovrastante.

5. inserimento del catetere di PA

  1. Sciacquare il foro di iniezione, la porta prossimale e la porta distale del catetere con soluzione salina normale (NS) e collegarli alla tubazione di trasduttore. La porta distale è designata come la porta dell'arteria polmonare (PA), mentre la porta prossimale è designata come la porta di pressione venosa centrale (CVP).
  2. Verifica per l'analisi di artefatto sul monitor spostando il catetere. Questo è fatto per assicurarsi che il catetere è in funzione.
  3. Far avanzare il catetere di PA attraverso la manica sterile.
  4. Usando una siringa da3 cm 3, gonfiare il palloncino del catetere di PA con non più di 1,5 cm3 di aria per testare per l'inflazione. Sgonfiare il palloncino per inserire il catetere nella guaina di inserimento.
  5. Inserire il catetere di PA attraverso la guaina di inserimento 9 Fr. Una volta inserito il catetere di PA per almeno 18 cm, gonfiare il palloncino con non più di 1,5 cm3 di aria.
  6. Lentamente, far avanzare il catetere di PA e controllare il monitor per le aritmia durante l'inserimento. In caso di ectopy ventricolare, gonfiare e sgonfiare il palloncino al fine di prevenire la progressione. Se l'inserimento diventa difficile in qualche modo, il palloncino deve essere sgonfiato e il catetere deve essere retratto e reinserito.
  7. Osservare il monitor per valutare la transizione dall'atrio di destra (RA) al ventricolo di destra (RV) per il PA per la pressione di incuneamento dell'arteria polmonare (PWP).
  8. Sgonfiare il palloncino e confermare che una traccia di PA restituisce al monitor.
    Nota: La lunghezza appropriata del catetere dal sito per l'inserzione nella vena giugulare esterna destra è circa 45-55 cm.
  9. Collegare l'estremità del manicotto sterile alla guaina di inserimento al fine di garantire la posizione del catetere all'interno del PA.
  10. Collegare le porte di inserimento del catetere di PA all'unità di acquisizione per ottenere la gittata cardiaca (CO) e la saturazione di ossigeno venosa (SVO2).
  11. Calibrare il catetere di PA sistema di monitoraggio. Utilizzando la lunghezza del corpo e il peso dell'animale, condurre una calibrazione in vivo del catetere di PA sistema di monitoraggio per l'animale. Utilizzare un gas di sangue venoso per un'ulteriore calibrazione utilizzando livelli di saturazione ed emoglobina ossigeno.

6. posizionamento del tubo cystostomy

  1. Fare un'incisione addominale inferiore di 5 cm nel midline usando un bisturi di 10 lame.
  2. Usando l'elettrocauterio, dissecare attraverso il tessuto sottocutaneo e la linea alba. Visualizzare ogni strato durante la dissezione.
  3. Extracorporealize vescica urinaria.
  4. Con due pinze di DeBakey, afferrare la vescica urinaria sulla superficie ventrale lontano le aperture dell'uretere.
  5. Usando l'elettrocauterio, fare una piccola apertura nella vescica, esponendo il lume interno.
  6. Usare l'aspirazione per rimuovere qualsiasi urina all'interno del lumen della vescica. Spugne chirurgiche possono essere utilizzati per qualsiasi versamento accidentale di urina di fuori della vescica.
  7. Utilizzare una sutura in polipropilene 4-0 per eseguire una chiusura temporanea della borsa-stringa della vescica.
  8. Posizionare un catetere di Fr Foley 18 all'interno del lume della vescica e utilizzare una siringa da 10 cm3 per gonfiare il palloncino. Collegare un sacchetto di drenaggio urinario al catetere di Foley e fissarlo al lato del tavolo operatorio.
  9. Legare la sutura in polipropilene 4-0 per fissare il catetere di Foley nel lume della vescica.
  10. Utilizzare una sutura in nylon 3-0 per eseguire una chiusura temporanea in esecuzione della pelle sovrastante della parete addominale.

7. inserimento del catetere aortico complete e parziali

  1. Randomizzare animali per ricevere entrambi i cateteri di occlusione completa o parziale aortica dell'aerostato.
  2. Inserire un 0,035, 260 cm Amplatz rigida filo guida attraverso l'inserimento di Fr 14 guaina nell'arteria femorale destra e guidarla in aorta supraceliac (zona 1) usando l'ecografia dell'aorta addominale e toracica.
  3. Inserire il catetere per occlusione sopra il filo guida in zona 1 dell'aorta per eseguire l'occlusione dopo l'emorragia.
  4. Confermare il posizionamento finale del catetere Occlusione aortica dell'aerostato in zona 1 dell'aorta con l'ecografia.

8. intraoperative emodinamici e monitoraggio di laboratorio

  1. Verificare la connessione dei cateteri invasivi per il sistema di monitoraggio utilizzando tubi, trasduttori e tubi ai monitor emodinamico. Sistemi di monitoraggio invasivi dovrebbero essere azzerati al livello del cuore dell'animale per garantire un monitoraggio accurato.
  2. Registrare dati fisiologici in tutto l'esperimento, compresi prossimale e distale mappa, frequenza cardiaca (HR), CVP, il CO, la pressione PA, il SVO2, fine-di marea CO2e la temperatura corporea.
  3. Registrare queste variabili ogni 5 minuti durante l'emorragia e la fase di inflazione dell'aerostato, e come ogni 15 minuti durante il resto dell'esperimento.
  4. Raccogliere campioni di sangue a intervalli di tempo 4: basale (BL), post-shock (PS), post-rianimazione (PR) e alla fine (E) dell'esperimento. 10 mL di sangue sono raccolti per l'analisi del siero e del plasma in ogni momento.
  5. Eseguire il campionamento di gas (ABG) di sangue arterioso raccogliendo fino a 1 mL di sangue nella siringa ABG. Eseguire il campionamento ABG in ogni punto il tempo di cui sopra e anche quando necessario durante l'esperimento. Utilizzare un analizzatore di gas del sangue per l'analisi.
    Nota: Ogni campione deve essere analizzato entro 10 min di disegno il sangue perché ritardi superiori a 10 min possono diminuire l'efficacia dei risultati16.

9. emorragia

  1. Calcolare il TBV.
    TBV in mL = peso in g × 0.06 + 0,77
  2. Emorragia di 35% di TBV utilizzando una pompa automatica per un periodo di 20 min. Remove metà sopra il primo min 7 e l'altra metà sopra il prossimo 13 min.
  3. Raccogliere il sangue in sacchi di raccolta del sangue standard. Conservarli a 4 ° C in previsione di una futura trasfusione.
  4. Se la mappa scende di sotto 30 mmHg, fermare l'emorragia, spegnere l'isoflurano e somministrare boli di 50-100 mL di NS.
  5. Quando la mappa restituisce a 30 mmHg, riavviare l'emorragia.

10. aortica dell'aerostato occlusione del catetere inflazione e rianimazione di sangue intero

  1. Gonfiare il catetere per occlusione aortica dell'aerostato con 9-12 cm3 di aria o fino a quando nessun ulteriore diminuzione nella seguente mappa distale che è notato un gonfiaggio del palloncino aggiuntive.
  2. Rimuovere il filo dal catetere occlusione parziale aortica dell'aerostato per facilitare il flusso aortico distale, lasciandolo per il catetere per occlusione completa aortica dell'aerostato. Confermare il posizionamento del catetere Occlusione aortica dell'aerostato in zona 1 usando l'ecografia per escludere espansione del catetere.
  3. Fissare il catetere alla cute tramite una sutura in nylon 3-0 interrotto.
  4. Dopo 40 min dell'occlusione aortica, resuscitare l'animale con sangue intero nel volume pari al 20% della TBV tramite il catetere di vena femorale di sinistra su un periodo di 20 minuti utilizzando la pompa automatica. Utilizzare un sangue più caldo per trasfusione, targeting per una temperatura di 40 ° C.
  5. Dopo la rianimazione, sgonfiare il palloncino in modo incrementale oltre 5 min.
  6. Rimuovere il catetere per occlusione aortica dell'aerostato dalla cannula di inserimento 14 Fr.
  7. Monitorare l'emodinamica attentamente durante questo periodo, dato il noto rischio di ischemia-riperfusione con l'ipotensione associata.

11. critica di cura, osservazione e recupero

  1. Osservare gli animali per 4 h con un monitoraggio continuo dei loro parametri fisiologici e laboratorio.
  2. Fornire manutenzione fluidi per via endovenosa (infusione di NS a 50 ml/h).
  3. Destinazione un CVP di 6 mmHg con la somministrazione di boli di 30 ml/kg di NS seguito da boli di 20 ml/kg quando il CVP scende di sotto del target. Valutare la reattività del oraria.
  4. Destinazione sulla mappa di 60 mmHg utilizzando un'infusione di noradrenalina (0,024 mg/ml).
  5. Mantenere una temperatura fisiologica di 38-40 ° C utilizzando una coperta di riscaldamento.
  6. Alla fine del periodo di 4h, eutanasia degli animali con un'iniezione di sodio pentobarbital (100 mg/kg).

12. l'autopsia

  1. Rimuovere tutte le linee essenziali e tubi dall'animale.
  2. Preparare un contenitore con ghiaccio regolare e posizionarlo accanto al tavolo operatorio per congelare il tessuto dell'organo immediatamente dopo la rimozione dal corpo.
  3. Utilizzare un bisturi per fare un'incisione verticale lungo 6 cm lungo il bordo sternale sinistro, dissezione attraverso la pelle, tessuti sottocutanei, muscoli pettorali e cartilagini costiere. Entrare nella cavità toracica per esporre il cuore ed il polmone.
  4. Rimuovere la membrana pericardica dal cuore facendo un'incisione con il bisturi e afferrare l'apice del cuore usando il forcipe. Utilizzare un bisturi per tagliare una sezione di 5 x 5 cm del cuore all'apice.
  5. Usare le forbici per tagliare una sezione di 5 x 5 cm del polmone dal bordo anteriore della base del polmone.
  6. Estendere l'incisione di toracotomia nel midline anteriore dell'addome, esponendo i visceri addominali.
  7. Utilizzare pinze per tenere il lobo sinistro del fegato e tagliare una sezione di 5 x 5 cm.
  8. Ripetere lo stesso processo per ottenere campioni dalla milza.
  9. Utilizzare la mano destra per creare una finestra per inserire il retroperitoneum sinistro per afferrare il rene. Dopo il parenchima renale è mobilitato, transetto dell'arteria renale e la vena dell'uretere. Rimuovere la capsula renale.
  10. Premere sgabello lontano da una sezione di lunghezza di 5 cm di piccole viscere delicatamente e usare le forbici per tagliare una sezione di lunghezza di 5 cm di intestino dal mesentery.
  11. Usare il bisturi per tagliare una sezione 5 x 2 cm di lunghezza del muscolo quadricipite dalla coscia.
  12. Trattare questi campioni ulteriormente tagliate in piccole sezioni ad essere messi in microcentrifuga. Flash-congelare questi campioni di tessuto inserendo le provette in ghiaccio secco o azoto liquido.
  13. Utilizzare provette coniche da 50 ml contenente una soluzione di formalina per difficoltà 3 cm di lunghezza, tagliare finemente sezioni del tessuto per una valutazione istologica.

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Risultati

Parametri emodinamici e fisiologici:

La mappa è diminuito subito dopo l'emorragia (figure 3A - 3D). Durante la fase di gonfiaggio del palloncino, gli animali nel gruppo l'occlusione completa hanno avvertito una mappa prossimale maggiore rispetto agli animali del gruppo di occlusione parziale (figure 3A e 3B). La mappa media distale durante il gonfiaggio del pallonc...

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Discussione

In questo protocollo, abbiamo evidenziato un modello di shock emorragico in maiali. Questo modello ha dimostrato di essere affidabile e riproducibile16,17,18,19. Modelli simili a questo sono stati impiegati in diversi studi scientifici che studiano gli effetti di shock emorragico su fisiologia animale16,20. Inoltre, questo modello è sta...

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Dichiarazioni

Questo lavoro è supportato dallo US Army Medical Research di Materiel Command sotto contratto n. W81XWH-16-C-0102. Le viste, opinioni e/o conclusioni contenute nella presente relazione sono quelle degli autori e non dovrebbero essere interpretate come un reparto di ufficiale dell'esercito posizione, politica o della decisione a meno che così designato da altra documentazione.

Ringraziamenti

Vorremmo riconoscere Rachel O'Connell e Jessica Lee per la loro assistenza con gli studi sugli animali. Vorremmo anche riconoscere il maggiore generale Harold Timboe, MD, MPH, esercito degli Stati Uniti (RET.), che è stato consigliere e mentore per questo progetto.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Yorkshire-Landrace SwineMichigan State University Veterinary Farm Anestesia
: TelazolPfizerDose: 2-8 mg/kg;
IM Anti-colinergico: AtropinaPfizerDose: 1mg, IM
Anestesia: IsofluranoBaxterDose: 1-5%, INH
BetadineHumco
Alcool 70%HumcoNDC 0395-4202-28
Datex-Aespire Macchina per anestesiaGE Healthcare7900
Tubo endotrachealeDEE Veterinario20170518Dimensioni appropriate per animali (6,5 o 7,0 F)
LaringoscopioMiller85-0045
StyletHudson RCI5-151--1
Catetere endovenoso Jelco 20G Monitor peroperatoria Smiths Medical4054
(monitor dei segni vitali)SurgiVet AdvisorV9201Può richiedere almeno 2
camici chirurgiciKimberly Clark90142Utilizzare la misura appropriata per il chirurgo.
Guanti chirurgici steriliCardinal Health (Allegiance)22537-570Utilizzare la taglia appropriata per il chirurgo.
Matita per cauterizzazioneMedlineESPB 2000
Tubo di aspirazioneMedlineDYND50251
Punta per la protezione: YankauerMedlineDYND50130
Bovie Aaron 1250 Unità di elettrocauterizzazioneBovie Medical Co. FLBOV-A1250U
Lama Salpel - Misura #10Cardinal Health (Allegiance)32295-010
Bisturi ManigliaMartin10-295-11
Debakey PinzeRobozRS-7562
Weitlander DivaricatoreRobozRS-8612
Forbici MayoRobozRS-76870SC
Divaricatore esercito-marinaTeleflex164715
Mixter Pinze ad angolo rettoTeleflex175073
5F (1,7 mm) Guaina di inserimento da 11 cm con filo guida da 0,35"Boston Scientific16035-05B
8F (2,7 mm) Guaina di inserimento da 11 cm con filo guida da 0,35"Boston Scientific16035-08B
Ago introduttore angolato 20GFrecciaAK-09903-S
14F (4,78 mm) Guaina di inserimento da 13 cm con dilatatore 10FCook MedicalG08024
2-0 Seta 18'' 45 cmEthiconA185H
3-0 Vicryl 36'' 90 cmEthiconJ344H
3-0 Nylon 18'' 45 cmEthicon663G
4-0 Prolene 30'' 75 cmEthicon8831H
Siringa da 20 mlMetronic/Covidien8881512878
Siringa da 3 mlMetronic/ Siringa Covidien1180300555
6 mLMetronic/Covidien1180600777
1000ml 0,9% soluzione salinaBaxter2B1324X
Catetere di Foley (18F 30 cc)Bard0166V18S
Sacca di drenaggio urinarioBard154002
9F 10 cm Guaina di inserimentoFrecciaAK-09903-S
Catetere arterioso polmonare Swan-Ganz (8F)Edwards Lifesciences co. CA746F8
Sistema di sonde a flusso carotideoTransonic, Ithaca, NYSonde da 3, 4 o 6 mm Catetere
SABOTHayes Inc.
Catetere a palloncino CODACook Medical8379144
Ultrasound, M-TurboSonoSite
Amplatz Filo guida rigido (0,035 pollici, 260 cm)Cook MedicalG03460
Siringhe per emogasanalisi arteriosaSmiths Medical4041-2
Analizzatore di emogasanalisi arteriosaNova BiochemicalABL800
Masterflex PumpCole PalmerHV-77921-75
Sacche per la raccolta del sangueTerumo1BBD606A
Macro IV set di fleboHospira12672-28
PentobarbitalPfizerDose: 100 mg/kg;
IV Eppendorf TubesSorenson11590
50 cc tubi coniciFalcon352097
FormalinFisherbrand431121
Bair Hugger Normothermia SystemArizant Healthcare, Inc.
sala

Riferimenti

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