Method Article

Un metodo basati su Micro-CT per la caratterizzazione di lesioni e posizionamento elettrodi nel cervello degli animali piccoli

DOI:

10.3791/58585

⸱

November 8th, 2018

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1Department of Molecular and Cellular Biology, Harvard University, 2Center for Brain Science, Harvard University, 3Department of Organismic and Evolutionary Biology, Harvard University, 4Institute of Science and Technology Austria

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo articolo viene descritto un metodo semplice per preparare piccoli cervelli animali per l'imaging di micro-CT, in quale le lesioni possono essere quantificate ed elettrodi che si trova con alta precisione nel contesto dell'intero cervello.

Abstract

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Verifica posizione di lesione e l'elettrodo sono tradizionalmente fatto tramite esame istologico di fettine di cervello macchiato, una procedura che richiede tempo che richiede la valutazione manuale. Qui, descriviamo un metodo semplice e diretto per quantificare le lesioni e l'individuazione di elettrodi nel cervello che è meno faticoso e produce risultati più dettagliati. Cervello intero è macchiati con tetrossido di osmio, incorporata in resina e imaged con uno scanner di micro-CT. Le scansioni si tradurrà in volumi 3D digitale dei cervelli con risoluzioni e spessori virtuale dipende la dimensione del campione (12 – 15 e 5 – 6 µm a voxel per ratto e zebra finch cervelli, rispettivamente). Lesioni superficiali e profonde possono essere caratterizzate e singolo tetrodi, matrici tetrodo, lesioni elettrolitiche, e sonde di silicio possono anche essere localizzati. Software libero e proprietario permette sperimentatori esaminare il volume del campione da qualsiasi aereo e segmento il volume manualmente o automaticamente. Perché questo metodo genera volume intero cervello, lesioni e gli elettrodi possono essere quantificati a un grado molto più alto rispetto a metodi attuali, che vi aiuterà a standardizzare i confronti all'interno e attraverso gli studi.

Introduction

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I neuroscienziati hanno contato sulle lesioni per lungo tempo al fine di comprendere la relazione tra funzione e posizione nel cervello. Per esempio, la nostra comprensione dell'ippocampo come essendo indispensabile per l'apprendimento e memoria e della corteccia prefrontale come chiave per il controllo degli impulsi era entrambi i prodotti di serendipitous lesioni in esseri umani1,2. L'utilizzo di modelli animali, tuttavia, ha permesso neuroscienziati sfruttare la potenza delle lesioni andando oltre serendipity, e la funzione delle innumerevoli zone del cervello è stata delucidata attraverso studi sistematici delle relazioni struttura-funzione attraverso lesioni3,4.

Per assegnare correttamente la funzione di una struttura, tuttavia, studi lesionali richiedono procedure di quantificazione precisa, che è una zona che è stata carente. Il gold standard attuale per quantificare le lesioni è a sezione, Monte e il cervello di immagine con un microscopio ottico. Le fette imaged sono poi abbinate alle sezioni più vicini su un Atlante e le coordinate approssimative delle lesioni attraverso gli oggetti vengono segnalate indirettamente, spesso attraverso l'uso di immagini macchina fotografica lucida o esempio fette istologico3,4 ,5,6,7,8,9,10.

Di là dell'imprecisione delle attuali procedure di quantificazione di lesione, queste tecniche sono che richiede tempo e incline al fallimento. Piccoli cambiamenti nel cervello rigidità, acutezza della lamierina e temperatura può portare a sezioni raffazzonate, deformate o lacerate. Sezioni possono anche macchiare in modo non uniforme ed essere imaged in modo non corretto a causa di bolle nel liquido di montaggio. Importante, al momento di sezionamento, contesto tridimensionale della posizione della lesione nel cervello è perduto, facendo puntuale ricostruzione 3D della lesione nel cervello impegnativo.

Un'altra applicazione comune per le lesioni è stato quello di determinare la posizione del singolo e le registrazioni multiple di elettrodi nel cervello. Alla fine della sessione di registrazione finale, ricercatori inducono piccole lesioni elettrolitiche presso la punta dell'elettrodo ed elaborano il cervello istologicamente come fatto in un esperimento di lesione convenzionali11. Questa tecnica soffre le stesse controindicazioni descritte sopra, con ulteriori problemi è che le lesioni elettrolitiche sono solitamente più grandi degli elettrodi utilizzati per la loro ma sono solitamente abbastanza piccole che essi sono difficili da trovare istologicamente. Quando vengono inseriti elettrodi multipli, come nel caso di una matrice di tetrodo, verifica attraverso lesioni elettrolitiche è ancora più difficile. Un'alternativa alle lesioni elettrolitiche è l'uso di un colorante sull'elettrodo per poi verificare istologicamente12, ma questa tecnica soffre le stesse controindicazioni che vengono con istologia convenzionale.

Qui, descriviamo approfondita un metodo recentemente descritto13 basato su tecniche a raggi x e microscopia elettronica (EM) di colorazione la tomografia computata (micro-CT che quantifica le lesioni e individua gli elettrodi nel cervello degli animali piccoli meglio di corrente) metodi. Micro-CT è una tecnica di imaging in cui i raggi x sono sparato un campione che viene ruotato di 360° mentre uno scintillatore raccoglie i raggi x non ha deviato dal campione. Il risultato è una ricostruzione 3D digitale ad alta risoluzione del campione che possa essere visualizzato in qualsiasi orientamento e quantificato con precisione. Molte istituzioni accademiche hanno micro-CT scanner, che sono anche disponibili in commercio.

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Protocol

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Tutte le cure e manipolazione sperimentale di animali erano esaminati e approvati dal comitato di uso e Harvard istituzionale Animal Care. La perfusione descritta qui è specifica per i ratti, ma la procedura è applicabile a tutti gli animali con i cervelli più piccoli o di dimensioni simili.

1. aspersione

  1. Preparare 1 x tampone fosfato salino (PBS). Per un ratto (età: 0,5 – 1,5 anni, peso: 250 – 600 g), 800 – 1.000 mL dovrebbe essere sufficiente. Utilizzare 400ml per irrorare l'animale e un ulteriore 400 mL per diluire il fissativo.
  2. Preparare il fissativo costituito da 2% (p/v) paraformaldeide (PFA) e glutaraldeide al 2,5% (p/v) (GA) in PBS 1X. Per un ratto, 400 mL è sufficiente. Salvare 50 mL in una provetta conica 50 mL per post-fissazione del cervello dopo aspersione.
  3. Anestetizzare il topo con 4 – 5% gas isoflurano (a 0,8 L/min O2 a 1.0 bar a 21 ° C) per 15 min.
  4. Iniettare una dose letale di sodio pentobarbital intraperitonealmente (180 mg/kg).
  5. Prova per la perdita di riflessivo nell'animale effettuando un esame riflesso toe-pizzico. L'ora di iniziare la perfusione fino a quando l'animale ha perso la sua risposta riflessa.
  6. Seguire la precedentemente descritti intracardiaca aspersione e cervello estrazione protocollo14 con le seguenti soluzioni: irrorare l'animale con 400 mL di PBS 1X a 125 mm Hg per rimuovere il sangue. Una volta che tutto il sangue è stato rimosso e sostituito con 1x PBS, iniziare che irrora con 400 mL di una soluzione di 2% PFA e 2,5% GA disciolto in 1X PBS a 125 mm Hg.
    Nota: Se la procedura viene condotto in un animale che non è un topo, i componenti solo importanti della procedura perfusione sono l'uso di 1X PBS e 2% PFA, GA di 2,5% in PBS 1X. I volumi di soluzione e la pressione di perfusione può essere regolate secondo la specie.

2. post-fissazione

  1. Posizionare il cervello Estratto nel 2% PFA, 2,5% GA 1 x soluzione PBS (stessa soluzione utilizzata per irrorare l'animale in precedenza). Assicurarsi che il volume di soluzione è almeno 10 volte il volume del cervello. Per ratti, mettere il cervello in una provetta conica da 50 mL con 50 mL di soluzione. Conservare il campione in post-fissazione per 2 – 3 giorni, agitando leggermente a 4 ° C.
    Nota: Se il campione in una provetta conica da 50 mL, ponendolo in orizzontale su un agitatore orbitale garantisce i migliori risultati.
  2. Dopo che il campione è stato post-fissato a lungo abbastanza, lavare il campione in acqua bidistillata (ddH2O), acqua deionizzata (diH2O) o acqua ultrapura (Vedi Tabella materiali) quattro volte per le seguenti durate: 1, 1, 1 e 15 min.
    Nota: Per questo protocollo, ddH2O, diH2O o acqua ultrapura dovrebbero essere intercambiabile. Per semplicità, ddH2O sarà utilizzato per fare riferimento a acqua purificata d'ora in poi.

3. colorazione

Attenzione: Per questo passaggio, condurre tutte le preparazioni di soluzione sotto una cappa durante l'utilizzo di guanti.

  1. Preparare almeno 10 volte il volume del cervello di soluzione di colorazione. Per i cervelli di ratto, preparare 50 mL di 2% (p/v) tetrossido di osmio (OsO4) ddH2O dalla combinazione di 25 mL di soluzione di riserva 4% OsO4 e 25 mL di ddH2O.
    Attenzione: tetrossido di osmio è volatile e può causare problemi respiratori e cecità temporanea se non gestiti correttamente. Gettare tutto il materiale che a contatto con il tetrossido di osmio in un contenitore appropriato rischio chimico all'interno di un contenitore secondario.
  2. Mettere il cervello in una nuova provetta conica 50 mL e aggiungere la soluzione4 OsO. Il cervello dovrebbe iniziare a girare il colore marrone come OsO4 reagisce con i lipidi nel tessuto.
  3. Tappare la provetta e sigillare accuratamente con paraffina film (Vedi Tabella materiali) per garantire che non ci siano perdite durante l'incubazione.
    Nota: L'osmio è volatile e reagirà leggermente con la plastica del tubo, quindi il tubo di tenuta correttamente è molto importante. Il tubo può essere avvolto con foglio di alluminio per una maggiore protezione.
  4. Conservare il tubo chiuso a 4 ° C, agitando leggermente su agitatore orbitale a 50 giri/min per 2 settimane. Posizionare il tubo orizzontale per garantire la migliore miscelazione. Garantire che il campione è completamente immersa nella soluzione agitando.
    Nota: Se l'osmio non è consentito far circolare continuamente, esso potrebbe non penetrare completamente il campione, quindi posizionamento orizzontale sull'agitatore è molto importante.

4. incorporare

  1. Dopo che il campione è stato incubato in OsO4 per 2 settimane, lavarlo con ddH2O 5 volte a temperatura ambiente (TA) per le seguenti durate: 1, 1, 1, 15 e 60 min per rimuovere tutte le non associato OsO4 nel campione.
    Nota: Gli scambi multipli, compreso l'ultimo scambio di 60 min, sono necessari per consentire a tutti l'osmio nel sistema circolatorio per diffondere fuori.
  2. Lavare il campione con ddH2O per 30 min a 4 ° C.
    Nota: Osmio può continuare a diffondere fuori il campione, ma la quantità deve essere notevolmente ridotta dal passaggio precedente.
  3. Disidratare il campione con etanolo a superarlo alla fine con resina. Per disidratare, sostituire la ddH2O con 10 – 20 mL delle seguenti diluizioni di etanolo (per 30 min a 4 ° C): etanolo al 20% (v/v) e 80% (v/v) ddH2O; etanolo al 50% (v/v) e 50% (v/v) ddH2O; etanolo al 70% (v/v) e 30% (v/v) ddH2O; etanolo al 90% (v/v) e 10% (v/v) ddH2O; etanolo al 100%.
  4. Preparare le diluizioni di acetone/resina come segue.
    1. Preparare 100 mL di resina per l'incorporamento (Vedi Tabella materiali) secondo le istruzioni del produttore.
    2. Per rendere il 33% (v/v) resina - 67% soluzione di acetone, versare 15 mL di resina in una provetta conica da 50 mL e aggiungere 30 mL di acetone distillato di vetro 100%.
    3. Per rendere l'acetone di resina - 50% di 50% (v/v), versare 22,5 mL di resina in una provetta conica da 50 mL e aggiungere 22,5 mL di acetone distillato di vetro 100%.
    4. Per rendere il 67% (v/v) resina - 33% soluzione di acetone, versare 30 mL di resina in una provetta conica da 50 mL e aggiungere 15 mL di acetone distillato di vetro 100%.
    5. Utilizzare i restanti 32,5 mL di resina come la prima soluzione di resina 100% qui sotto.
  5. Iniziare il processo di infiltrazione di resina spostando il campione attraverso 10-20 mL delle seguenti diluizioni di acetone e acetone/resina: 100% di acetone per 30 min a 4 ° C; 100% di acetone per 30 min a 4 ° C; e 100% di acetone per 30 min a temperatura ambiente (TA).
    Nota: Il resto del processo di infiltrazione si svolgerà a TA.
  6. Immergere il campione nel 33% (v/v) resina 67% acetone per 3 h a RT, quindi 50% (v/v) resina - 50% di acetone per 3 h a RT, 67% (v/v) resina 33% di acetone per 3 h a RT e 100% resina per 12 h a TA.
  7. Fare un lotto fresco 50 mL di resina seguendo le istruzioni sulla bottiglia. Trasferire il campione nel contenitore in cui esso sarà guarito (ad es., gli stampi monouso descritti in Tabella materiali). Infondere il campione con resina fresca 100% per 4 ore a TA.
    Nota: Se non viene utilizzata la resina fresca, la resina ha reso la giornata precedente inizierà ad indurire prematuramente, e il campione sarà difficile da manipolare.
  8. Degas il campione in un forno sotto vuoto per 15 min a 45 ° C.
    Nota: Questo passaggio vi aiuterà a rimuovere eventuali bolle d'aria intrappolate all'interno del campione, ma non è essenziale e non influenzerà la qualità dei dati.
  9. Infine, curare il campione in un forno per 48 h a 60 ° C.

5. micro-CT

  1. Una volta che il campione sia stato sanato, staccare lo stampo USA e getta e la scansione con la macchina di micro-CT.
    Nota: A seconda della macchina utilizzata, le impostazioni saranno diverse. Per lo scanner utilizzato dagli autori elencati nella Tabella materiali, le impostazioni consigliate sono 130 kV, 135 µA con un filtro di rame 0,1 mm e una fonte di molibdeno, un'esposizione di 1 secondo e una media di 4 fotogrammi al proiezione. Tuttavia, gli sperimentatori opportuno calibrare lo scanner individualmente, come molti fattori influenzerà le impostazioni ottimali durante una sessione specifica.
  2. Una volta che la scansione è completata, è possibile ricostruire il campione con i parametri consigliati per la combinazione di software e dello scanner dello sperimentatore in un computer con il software dello scanner.
  3. Infine, visualizzare e analizzare il volume digitale ricostruito utilizzando software di sperimentatore di scelta (Vedi Tabella materiali per esempi).

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Results

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Tradizionalmente, cervelli sono sezionati e macchiati al fine di quantificare le lesioni e individuare gli elettrodi, ma questo metodo è soggetto a errori, alta intensità di lavoro e in genere richiede la stima dei risultati. Di preparazione intero cervello per micro-CT imaging, la probabilità di danneggiare i campioni è notevolmente ridotta, caratteristiche di interesse possono essere analizzate nel contesto dell'intero cervello e il metodo si presta ad elaborazione parallela di molti ca...

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Discussion

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I seguenti sono passaggi critici del protocollo: in primo luogo, l'uso di una combinazione di PFA e GA per irrorare l'animale e successivamente post-fissare il cervello è stato fondamentale per il raggiungimento di penetrazione coerente osmio completo del tessuto. Anche se non abbiamo provato questo in modo esplicito, una spiegazione plausibile è che la fissazione di PFA è reversibile15, considerando che la fissazione di GA non è reversibile16,1...

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Disclosures

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Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Acknowledgements

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Gli autori ringraziano Greg Lin e Arthur McClelland per la loro esperienza con la macchina di micro-CT, David Richmond e Hunter Elliott l'immagine e dati analisi Core (IDAC) presso la Harvard Medical School per loro consigli di elaborazione di immagini e William Liberti a Boston Università per fornire gentilmente un cervello zebra finch. Quest'opera è stata eseguita in parte al centro per sistemi su scala nanometrica (CNS), un membro della nazionale nanotecnologia coordinato infrastruttura rete (NNCI), che è sostenuto dalla National Science Foundation sotto Premio NSF n. 1541959. CNS è una parte dell'Università di Harvard. Questo lavoro è stato supportato dal Richard e Susan Smith Family Foundation e IARPA (contratto #D16PC00002). S.B.E.W. è stato sostenuto da borse di studio dalla Human Frontier Science Program (HFSP; LT000514/2014) e l'organizzazione europea di biologia molecolare (EMBO; ALTF1561-2013). G.G. è stato sostenuto dalla National Science Foundation (NSF) Graduate Research Fellowship programma (GRFP).

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Paraformaldeide (PFA)Scienze della microscopia elettronica (EMS)157102% (p/v/) in 1X PBS
Glutaraldeide (GA)EMS162202,5% (p/v) GA in 1x PBS
OsO4EMS19190Lavoro in cappa aspirante
EtanoloDecon LabsKoptec140, 190, 200 proof
AcetoneEMS10015
Resina Durcupan ACMSigma-Aldrich44610componenti A, B, C e D, resina per inclusione
Stampi monousoTed Pella27114consigliata
(acqua ultrapura)Millipore SigmaQGARD00R1 (o purificatore correlato)Parafilm consigliato
(film di paraffina)Millipore SigmaP7793Film di paraffina consigliato
Scanner Micro-CTNikon Metrology Ltd., Tring, Regno UnitoX-Tek HMS ST 225Utilizzato dagli autori
Software per la visualizzazione e l'analisi delle scansioni micro-CT:
Volume GraphicsVG Studio MaxUtilizzato dagli autori
FEI / Thermo ScientificAvizoUtilizzato dagli autori
FEI / Thermo ScientificAmiraSimile a Avizo
Mark Sutton & Russell GarwoodSpiersFree, http://spiers-software.org/
Pixmeo SarlOsirix Lite Free, https://www.osirix-viewer.com/
Open SourceFIJIFree, https://fiji.sc/
AdobePhotoshopOttimo per analizzare una fetta alla volta
distillata in vetro Acqua milliQ

References

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  1. Scoville, W., Milner, B. Loss of recent memory after bilateral hippocampal lesions. Journal of Neuropsychiatry and Clinical Neuroscience. 12, 103-113 (2000).
  2. Damasio, H., Grabowski, T., Frank, R., Galaburda, A. M., Damasio, A. R. The return of Phineas Gage: clues about the brain from the skull of a famous patient. Science. 264 (5162), 1102-1105 (1994).
  3. Kawai, R., et al. Motor cortex is required for learning but not for executing a motor skill. Neuron. 86, 800-812 (2015).
  4. Otchy, T., et al. Acute off-target effects of neural circuit manipulations. Nature. 528, 358-363 (2015).
  5. Wright, N., Vann, S., Aggleton, J., Nelson, A. A critical role for the anterior thalamus in directing attention to task-relevant stimuli. Journal of Neuroscience. 35, 5480-5488 (2015).
  6. Kapgal, V., Prem, N., Hegde, P., Laxmi, T., Kutty, B. Long term exposure to combination paradigm of environmental enrichment, physical exercise and diet reverses the spatial memory deficits and restores hippocampal neurogenesis in ventral subicular lesioned rats. Neurobiology of Learning and Memory. 130, 61-70 (2016).
  7. Hosseini, N., Alaei, H., Reisi, P., Radahmadi, M. The effects of NBM- lesion on synaptic plasticity in rats. Brain Research. 1655, 122-127 (2017).
  8. Palagina, G., Meyer, J., Smirnakis, S. Complex visual motion representation in mouse area V1. Journal of Neuroscience. 37, 164-183 (2017).
  9. Ranjbar, H., Radahmadi, M., Reisi, P., Alaei, H. Effects of electrical lesion of basolateral amygdala nucleus on rat anxiety-like behavior under acute, sub-chronic, and chronic stresses. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. , (2017).
  10. Wood, R., et al. The honeycomb maze provides a novel test to study hippocampal-dependent spatial navigation. Nature. , (2018).
  11. Vermaercke, B., et al. Functional specialization in rat occipital and temporal visual cortex. Journal of Neurophysiology. 112, 1963-1983 (2014).
  12. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551, 232-236 (2017).
  13. Masís, J., et al. micro-CT-based method for quantitative brain lesion characterization and electrode localization. Scientific Reports. 8, 5184(2018).
  14. Gage, G., Kipke, D. R., Shain, W. Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents. Journal of Visualized Experiments. 65, 3564(2012).
  15. Helander, K. Kinetic studies of formaldehyde binding in tissue. Biotechnic & Histochemistry. , (1994).
  16. Paljärvi, L., Garcia, J., Kalimo, H. The efficiency of aldehyde fixation for electron microscopy: stabilization of rat brain tissue to withstand osmotic stress. Histochemical Journal. , (1979).
  17. Okuda, K., Urabe, I., Yamada, Y., Okada, H. Reaction of glutaraldehyde with amino and thiol compounds. Journal of Fermentation and Bioengineering. 71, (1991).
  18. Bahr, G. Osmium tetroxide and ruthenium tetroxide and their reactions with biologically important substances: electron stains III. Experimental Cell Research. , (1954).
  19. Khan, A. A., Riemersma, J. C., Booij, H. L. The reactions of osmium tetroxide with lipids and other compounds. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 9, 560-563 (1961).
  20. Riemersma, J. Osmium tetroxide fixation of lipids for electron microscopy a possible reaction mechanism. Biochimica et Biophysica Acta. 152, (1968).
  21. Mikula, S., Binding, J., Denk, W. Staining and embedding the whole mouse brain for electron microscopy. Nature Methods. 9, 1198-1201 (2012).
  22. Mikula, S., Denk, W. High-resolution whole-brain staining for electron microscopic circuit reconstruction. Nature Methods. 12, 541-546 (2015).
  23. Crespigny, A., et al. 3D micro-CT imaging of the postmortem brain. Journal of Neuroscience Methods. 171, 207-213 (2008).
  24. Anderson, R., Maga, A. A novel procedure for rapid imaging of adult mouse brains with MicroCT using Iodine-Based contrast. PLoS One. 10, 0142974(2015).
  25. Zhou, Z., et al. Cerebral cavernous malformations arise from endothelial gain of MEKK3-KLF2/4 signalling. Nature. 532, 122-126 (2016).
  26. Choi, J., et al. Micro-CT imaging reveals mekk3 heterozygosity prevents cerebral cavernous malformations in Ccm2-Deficient mice. PloS One. 11, 0160833(2016).
  27. Choi, J., Yang, X., Foley, M., Wang, X., Zheng, X. Induction and Micro-CT imaging of cerebral cavernous malformations in mouse model. Journal of Visualized Experiments. , (2017).
  28. Benveniste, H., Kim, K., Zhang, L., Johnson, G. Magnetic resonance microscopy of the C57BL mouse brain. Neuroimage. 11, 601-611 (2000).
  29. Weninger, W. J., et al. High-resolution episcopic microscopy: a rapid technique for high detailed 3D analysis of gene activity in the context of tissue architecture and morphology. Anat Embryol. 211, 213-221 (2006).
  30. Schneider, J. E., et al. high-throughput magnetic paragraph sign resonance imaging of mouse embryonic paragraph sign anatomy using a fast gradient-echo sequence. MAGMA. 16, 43-51 (2003).
  31. Sharpe, J. Optical projection tomography. Annual Review of Biomedical Engineering. 6, 209-228 (2004).
  32. Cox, D. D., Papanastassiou, A., Oreper, D., Andken, B., James, D. High-Resolution Three-Dimensional microelectrode brain mapping using stereo microfocal x-ray imaging. Journal of Neurophysiology. 100, 2966-2976 (2008).
  33. Borg, J. S., et al. Localization of metal electrodes in the intact rat brain using registration of 3D microcomputed tomography images to a magnetic resonance histology atlas. eNeuro. 2, (2015).
  34. Fu, T. -M., et al. Stable long-term chronic brain mapping at the single-neuron level. Nature Methods. 13, 875-882 (2016).

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