Articolo metodologico

Un modello di topo per valutare risposta immunitaria innata per infezione da Staphylococcus aureus

DOI:

10.3791/59015

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28 febbraio 2019

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1Department of Biomedical Engineering, University of California Davis, 2Department of Dermatology, Johns Hopkins University School of Medicine

In questo articolo

Sommario

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Un approccio è descritto per la rilevazione in tempo reale della risposta immunitaria innata di ferite cutanee e Staphylococcus aureus infezione dei topi. Di confronto LysM-EGFP topi (che possiedono i neutrofili fluorescenti) con un LysM-EGFP incrociate topo immunodeficiente, abbiamo anticipato la nostra comprensione dell'infezione e lo sviluppo di approcci per combattere l'infezione.

Abstract

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Staphylococcus aureus (S. aureus) infezioni, compresi meticillina resistente alle macchie, sono un enorme onere per il sistema sanitario. Con tassi di incidenza di infezione da Staphylococcus aureus arrampicata annualmente, c'è una domanda per ulteriori ricerche nelle sua patogenicità. Modelli animali di malattia infettiva avanzano la nostra comprensione della risposta ospite-patogeno e portano allo sviluppo di terapie efficaci. I neutrofili svolgono un ruolo primario nella risposta immunitaria innata che controlla le infezioni da S. aureus formando un ascesso per muro fuori l'infezione e facilitare lo spazio batterico; il numero dei neutrofili che infiltrarsi un'infezione della pelle di S. aureus spesso correla con risultato di malattia. Topi LysM-EGFP, che possiedono la proteina fluorescente verde avanzata (EGFP) inserita nella regione del promotore di lisozima M (LysM) (espressa principalmente dai neutrofili), quando utilizzato in combinazione con imaging in vivo animale intero fluorescenza (FLI) forniscono un mezzi di quantificazione del neutrofilo emigrazione non invadente e longitudinalmente in pelle ferita. Quando combinato con un bioluminescenti Staphylococcus aureus strain e sequenziale in vivo imaging intero animale bioluminescente (BLI), è possibile monitorare longitudinalmente sia le dinamiche di reclutamento dei neutrofili e la carica batterica in vivo presso il sito di infezione nei topi anestetizzati dall'inizio dell'infezione alla risoluzione o alla morte. I topi sono più resistenti a una serie di fattori di virulenza prodotta da S. aureus che facilitano efficace colonizzazione e l'infezione in esseri umani. Topi immunodeficienti forniscono un modello animale più sensibile per esaminare persistente S. aureus infezioni e la possibilità di terapeutica per amplificare la risposta immune innata. Nel presente documento, ci caratterizzano le risposte in topi LysM-EGFP che sono stati allevati per topi MyD88-carenti (LysM-EGFP × MyD88- / - topi) insieme con selvaggio-tipo LysM-EGFP topi per indagare lo Staphylococcus aureus pelle infezione della ferita. Rilevazione simultanea multispettrali abilitato studio delle dinamiche di reclutamento dei neutrofili utilizzando in vivo FLI, carica batterica utilizzando BLI in vivo e cicatrizzazione longitudinalmente e non invadente nel corso del tempo.

Introduzione

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Staphylococcus aureus (S. aureus) rappresenta la maggior parte della pelle e infezioni dei tessuti molli (SSTI) in Stati Uniti d'America1. L'incidenza di meticillino-resistenti Staphylococcus aureus (MRSA) infezioni è aumentato costantemente sopra il passato due decenni2, motivare lo studio dei meccanismi di persistenza e la scoperta di nuove strategie di trattamento. Lo standard di cura per le infezioni da MRSA è la terapia antibiotica sistemica, ma MRSA è diventato sempre più resistente agli antibiotici nel corso tempo3 e questi farmaci possono diminuire microbiome benefico dell'host, causando effetti negativi sulla salute, soprattutto in bambini4. Studi preclinici hanno esaminato le strategie alternative per il trattamento di infezioni di MRSA5, ma tradurre questi approcci alla clinica ha dimostrato difficile a causa di comparsa di fattori di virulenza che contrastare host le risposte immunitarie6. Per sezionare le dinamiche di ospite-patogeno tale unità S. aureus SSTI, uniamo non invadente e letture longitudinale del numero di neutrofili reclutati al letto della ferita con misure cinetiche dell'abbondanza batterica e la zona ferita.

I neutrofili sono il più abbondanti leucociti circolanti negli esseri umani e i primi soccorritori ad un' infezione batterica7. I neutrofili sono una componente necessaria per una risposta efficace ospite contro le infezioni da Staphylococcus aureus dovuto i loro meccanismi battericidi, compresa la produzione delle specie reattive dell'ossigeno, proteasi, peptidi antimicrobici e le risposte funzionali tra cui la fagocitosi e trappola extracellulari del neutrofilo produzione8,9. I pazienti umani con difetti genetici in funzione dei neutrofili, come la malattia granulomatosa cronica e la sindrome di Chediak-Higashi, mostrano un aumento della suscettibilità alle infezioni di S. aureus . Inoltre, pazienti con genetiche (come la neutropenia congenita) e acquisite (quali neutropenia vista nei pazienti di chemioterapia) difetti nei numeri del neutrofilo sono anche altamente suscettibili di S. aureus infezione10. Data l'importanza dei neutrofili in compensazione le infezioni da S. aureus , rafforzandone la capacità immunitaria o tuning loro numeri all'interno di una lesione di S. aureus può rivelarsi una strategia efficace nel risolvere l'infezione.

Nell'ultimo decennio, topi transgenici con i giornalisti del neutrofilo di fluorescenza sono stati sviluppati per studiare il loro traffico di11,12. Combinando i topi reporter del neutrofilo con tecniche di imaging animale intero consente analisi spazio-temporale dei neutrofili in tessuti e organi. Quando combinato con bioluminescenti ceppi di Staphylococcus aureus, è possibile tracciare l'accumulo di neutrofili in risposta all'abbondanza di S. aureus e persistenza nel contesto della virulenza batterica fattori che direttamente e indirettamente perturbare i numeri dei neutrofili nel tessuto colpito13,14,15,16.

I topi sono meno suscettibili di meccanismi di evasione di virulenza e immunitario di S. aureus che gli esseri umani. Come tale, topi wild-type non possono essere un modello animale ideale per studiare l'efficacia di un dato terapeutico per il trattamento cronico S. aureus infezione. Topi MyD88-carenti (cioè, MyD88- / - topi), un ceppo di topo immunocompromessi che manca di recettore funzionale interleuchina-1 (IL-1R) e del recettore Toll-like (TLR) segnalazione, Visualizza una maggiore suscettibilità all'infezione di S. aureus rispetto al topi wild-type17 e un danno del neutrofilo traffico a un sito di S. aureus infezione nella pelle18. Sviluppo di un ceppo di topo che possiede un reporter fluorescente del neutrofilo nei topi di MyD88- / - ha fornito un modello alternativo per indagare l'efficacia di terapie per trattare l'infezione di S. aureus rispetto alla corrente del neutrofilo topi reporter.

In questo protocollo, ci caratterizzano lo Staphylococcus aureus infezione nei LysM-EGFP × MyD88- / - topi immunocompromessi e confrontare il decorso e la risoluzione dell'infezione con i topi LysM-EGFP. LysM-EGFP × MyD88- / - topi sviluppano un'infezione cronica che non si risolve, e 75% soccombere all'infezione dopo 8 giorni. Un difetto significativo in iniziale reclutamento dei neutrofili si verifica oltre 72 h della fase infiammatoria della infezione, e meno del 50% neutrofili reclutano durante la seconda fase dell'infezione. L'aumentata suscettibilità del × LysM-EGFP MyD88 topi- / - rende questo particolare ceppo un rigoroso modello preclinico per valutare l'efficacia di nuove tecniche terapeutiche targeting per S. aureus infezione rispetto agli attuali modelli che utilizzare topi wild-type, soprattutto tecniche con l'obiettivo di aumentare la risposta immunitaria innata contro l'infezione.

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Protocollo

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Tutti gli studi del topo sono stati esaminati e approvati dal comitato di uso presso UC Davis e istituzionali Animal Care e sono state eseguite secondo le indicazioni dell'Animal Welfare Act e la legge di estensione di ricerca salute. Assicurarsi di utilizzare guanti sterili quando si lavora con gli animali.

1. mouse fonte e custodia

  1. Derivare LysM-eGFP topi su una priorità bassa genetica C57BL/6J come descritto in precedenza12. Derivare LysM-EGFP × MyD88- / - topi da incrocio topi LysM-EGFP con MyD88- / - topi su uno sfondo di C57BL/6J.
  2. Mouse della casa in un vivaio. Per questi studi, gli animali sono stati alloggiati presso l'Università di California, Davis in gruppi prima di chirurgia e unica ospitata dopo chirurgia. Utilizzare topi fra le età di 10-16 settimane.

2. quantificazione e preparazione batterica

  1. Rimuovere la bioluminescenti ceppo S. aureus di interesse da-80 ° C stoccaggio per scongelare su ghiaccio. Striscia su una piastra di agar sangue bovino del 5%. Incubare la piastra striata in un incubatore a 37 ° C durante la notte (16h).
    Nota: In questo protocollo, è stato utilizzato il ceppo di ALC2906 SH1000. Questo ceppo contiene la navetta plasmide pSK236 con il promotore di proteine leganti la penicillina 2 fusi con cassetta di reporter del luxABCDE da Photohabdus luminescens18.
  2. Preparare il brodo di soia triptico (TSB) 0,03 g di polvere TSB millilitri di acqua pura ed autoclave TSB per sterilizzare. Quando raffreddato, aggiungere qualsiasi antibiotici necessari utilizzando una tecnica sterile. In questo protocollo, è necessario aggiungere 10 µ g/mL di cloramfenicolo18 a TSB per selezionare per l'espressione del plasmide navetta pSK236, che contiene la cassetta di luxABCDE di bioluminescenza.
  3. Raccogliere 3-4 colonie separate dalla piastra di S. aureus in TSB con 10 cloramfenicolo µ g/mL per avviare una coltura durante la notte. Incubare i batteri su un agitatore per incubazione a 37 ° C durante la notte (16h).
  4. Iniziare una nuova coltura batterica dalla cultura pernottamento diluendo un campione 01:50 in TSB con cloramfenicolo di 10 µ g/mL. Cultura in uno shaker incubando a 200 giri/min e 37 ° C.
  5. Due ore dopo la scissione lo S. aureus, monitorare la densità ottica a 600 nm (OD600) su uno spettrofotometro. Osservare il OD600 vs tempo per trovare la crescita fase metà-logaritmica. Per il ceppo di ALC2906 SH1000, un OD600 di 0,5 è metà-logaritmico e corrisponde ad una concentrazione di 1 x 108 CFU/mL (Figura 1).
  6. Quando OD600 è 0,5, lavare i batteri 1:1 con DPBS ghiacciata. Centrifugare i batteri per 10 min a 3.000 x g e a 4 ° C. Con cautela decantare il supernatante e aggiungere ulteriori DPBS refrigerati e vortice accuratamente. Centrifugare nuovamente per 10 min 3.000 x g e a 4 ° C.
  7. Attentamente e decantare il supernatante. Risospendere il pellet batterico ad una concentrazione desiderata. Per questi studi, raccogliere 3 mL di ALC2906 SH1000 e risospendere in 1,5 mL di PBS, correlando ad una concentrazione di batteri di circa 2 x 108 UFC/mL. Mantenere i batteri sul ghiaccio fino all'utilizzo.
  8. Per verificare la concentrazione di batteri, diluire 100 µ l del campione batterica 1: 10.000 e 1: 100.000 in PBS. Aliquote di µ l piastra 20 su una piastra di agar. Incubare a 37 ° C in un incubatore per 16 h. Count CFUs da esame lordo e calcolare una concentrazione batterica il giorno seguente.

3. excisional pelle ferire e inoculazione con S. aureus

  1. Amministrare 100 µ l di cloridrato di buprenorfina 0,03 mg/mL (~0.2 mg/kg) per ogni mouse tramite l'iniezione intraperitoneale.
  2. Venti minuti dopo l'iniezione, topi posto 2-4 in una camera con l'ossigeno di 2-3 l/min con 2-4% isoflurane. Una volta che topi sono completamente anestetizzati, trasferire i topi uno alla volta per un cono di naso collegato all'ossigeno di 2-3 l/min con 2-4% isoflurane. Verificare topi sono completamente anestetizzati pinzando saldamente ogni zampa posteriore tra il pollice e l'indice. Se l'animale non risponde per il pizzico, procedere al passaggio successivo.
  3. Radere un 1 pollici da 2 pollici sezione sul retro del mouse con tagliatori elettrici e cancellare l'area di ritagli di pelliccia, utilizzando un panno pulito o una garza. Evitare di usare la crema depilatoria perché può causare l'infiammazione in eccesso.
  4. Pulire il retro del mouse prima con garza imbevuto con il 10% di iodio di povidone e poi con un 70% di etanolo imbevuto garza. Pulire l'area in un modello a spirale, lo spostamento verso l'esterno dal centro dell'area chirurgica. Attendere circa 1 minuto per l'area chirurgica ad asciugare prima della chirurgia.
  5. Tenere il rasato indietro il mouse senza stringere tra due dita e premere con fermezza una biopsia del punzone sterile 6 mm al centro dell'area chirurgica preparata. Non tirare la pelle tesa.
    1. Torcere la biopsia del punzone per creare un contorno circolare sulla pelle che attraversa completamente la pelle in almeno una sezione del contorno. Fare attenzione a non tagliare la fascia o del tessuto sottostante.
    2. Usare forbici sterili e pinze per tagliare attraverso l'epidermide e derma seguendo il modello circolare improntato dalla biopsia punch.

4. S. aureus inoculazione

  1. Riempire una siringa da insulina 28 G con l'inoculante batterico bioluminescente desiderata. In questo studio, amministrare una concentrazione di 1 x 108 UFC/mL (50 µ l). Non somministrare più di 100 µ l di volume.
  2. Iniettare 50 µ l di inoculante tra la gronda e tessuto nel centro della ferita sul retro del mouse. Garantire che l'inoculante forma una bolla al centro della ferita con perdite minime o dispersione.
    1. Tirare il derma al lato, tenga la siringa quasi parallelo al tessuto e spingere lentamente la siringa nel tessuto finché non si avverte un'improvvisa diminuzione della resistenza, che indica il piercing della fascia. Attentamente la siringa conducono al centro della ferita ed erogare l'inoculante lentamente. Rimuovere la siringa lentamente dall'animale.
  3. Iniettare il volume stesso di PBS sterile nelle ferite degli animali non infetti come descritto sopra.
  4. Restituire l'animale alla sua gabbia. Posizionare la gabbia sotto una lampada di calore o sulla sommità di un rilievo di riscaldamento e monitorare l'animale fino al recupero dall'anestesia.

5. in Vivo BLI e FLI

  1. Inizializzare l'animale intero imager attraverso software dello strumento. Anestetizzare topi in una camera di ricevere ossigeno di 2-3 l/min con 2-4% isoflurane. Somministrare anestetici per la Musetti anteriori all'interno il dispositivo di imaging.
  2. Inserire il mouse ferito e infetto il riproduttore d'immagini. Posizionare il mouse in modo che la ferita è più piatta possibile. Utilizzare il seguente set-up di sequenza per i topi di immagine.
    1. Selezionare per vedere e fotografare come la modalità di imaging. Il tempo di esposizione è 1 min a piccolo binning e F/stop 1 (luminescenza) e F/stop 8 (fotografia). Il filtro di emissione è aperto. Fare clic sul pulsante Acquisisci per registrare l'immagine.
    2. Selezionare fluorescenza e fotografare come la modalità di imaging. Il tempo di esposizione è 1 s al piccolo binning e F/stop 1 (fluorescenza) e F/stop 8 (fotografia) con una lunghezza d'onda di eccitazione di 465/30 nm e un'emissione lunghezza d'onda 520/20 nm con un'intensità alta lampada. Fare clic sul pulsante Acquisisci per registrare l'immagine.
  3. Restituire l'animale alla sua gabbia e monitor fino al recupero dall'anestesia.
  4. Topi immagine ogni giorno come descritto sopra.

6. image Analysis

  1. Apri immagini da quantificare.
  2. Collocare una grande area circolare di interesse (ROI) sopra la zona intera ferita tra cui pelle per ogni mouse nell'immagine circostante. La conta dei neutrofili in vivo che fli EGFP segnali e segnali di BLI S. aureus in vivo si estendono oltre il bordo della ferita dopo diversi giorni e sono stati inclusi in questi studi (Figura 2A e 2B). Fare clic su Misura di ROI e documentando i valori per flusso medio per ogni mouse. Tracciare il flusso medio di ogni segnale (p/s) rispetto al tempo.
  3. Se il numero assoluto di neutrofili o S. aureus nella ferita è desiderato, eseguire i seguenti esperimenti.
    1. Per correlare i numeri del neutrofilo ai segnali FLI EGFP in vivo, ferita topi C57BL/6J come descritto sopra e trasferire una gamma dei neutrofili derivate da midollo osseo (5 x 105 a 1 x 107) da LysM-EGFP o LysM-EGFPxMyD88- / - donatori direttamente sulla cima di diverse ferite. Immagine come descritto sopra e correlare l'in vivo FLI EGFP segnali la quantità conosciuta di neutrofili.
    2. Per correlare lo Staphylococcus aureus CFU per i segnali BLI in vivo, ferita e infettare i topi come descritto sopra. Il 1 ° giorno post-infezioni record in vivo BLI segnali dai topi e immediatamente eutanasia e chill carcasse. Asportare la ferita, omogeneizzare il tessuto e piastra batteriche diluizioni su agar per incubazione overnight. Il giorno successivo, colonie di conteggio per determinare CFU per ferita.
  4. Per misurare la vestibilità guarigione della ferita un ROI circolare sopra il bordo della ferita e misurare l'area della ferita (cm2) e tracciare il cambiamento frazionario dal basale rispetto al tempo (Figura 2).

7. statistiche

Nota: Tutti i dati sono presentati come media valori. p < 0,05 sono stati considerati statisticamente significativi

  1. Determinare le differenze tra i due gruppi in un solo giorno, utilizzando il metodo di Holm-Sidak, con alfa = 0.05 e analizzare ogni punto di tempo individualmente, senza assumere un coerente SD
  2. Confrontare le differenze tra più gruppi nello stesso giorno di One-way ANOVA con il post-test di Tukey multiplo-confronti. Sopravvivenza tra gruppi sperimentali è stato analizzato con il metodo di rivestimento per camini-Cox.

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Risultati

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LysM-EGFP × MyD88- / - topi sono più suscettibili di infezione da S. aureus che topi LysM-EGFP

Il ceppo di S. aureus utilizzato in questo studio, ALC290618, è stato costruito con un plasmide contenente il costrutto di lux che produce segnali bioluminescenti da batteri vivi e attivamente metabolizzante. Quando inoculate nei topi, bioluminescenza in vivo (BLI) tec...

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Discussione

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Modelli di infezione di S. aureus che utilizzano bioluminescenti S. aureus infezione in un mouse fluorescente del neutrofilo reporter in combinazione con tecniche avanzate di animale intero in vivo imaging ottico hanno avanzato la nostra conoscenza dell'innata risposta immunitaria all'infezione. Utilizzando il mouse LysM-EGFP gli studi precedenti hanno indicato che fino a 1 x 107 neutrofili recluta per una ferita infetta di S. aureus sopra le prime 24 ore dell'infezione

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Dichiarazioni

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Lloyd S. Miller ha ricevuto sovvenzioni dalla MedImmune, Pfizer, Regeneron e Chan Soon-Shiong Nanthealth Foundation e consulenza tasse da Noveome Biotherapeutics e la Fondazione di Nanthealth Chan Soon-Shiong che non sono correlati al lavoro segnalato in questa carta. Gli altri autori non hanno nulla a rivelare.

Ringraziamenti

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Questo lavoro è stato supportato da nazionale istituti di salute sovvenzioni R01 AI129302 (al s.i.s.) e il programma di formazione in farmacologia: da banco al capezzale presso UC Davis (NIH T32 GM099608 a Silvana). Il molecolare e Imaging Genomic (CMGI) presso la University of California Davis fornito eccellente supporto tecnologico.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Provetta a fondo tondo in polipropilene da 14 mLFalcon352059
Punzone per biopsia monouso da 6 mmIntegra Miltex33-36
Bioluminescente S. aureusLloyd Miller, Johns Hopkins ALC 2906 SH1000
Agar di sangue bovino, 5%, Hardy DiagnosticsVWR10118-938
Buprenoprhine cloridrato iniettabileWestern Medical Supply72920,3 mg/mL
C57BL/6J TopiJackson Labratory000664
cloramfenicolo (polvere cristallina)Fisher BioReagentsBP904-100
DPBS (1x)Gibco 14190-144
Siringhe per insulinaBecton, Dickson and Company3294610,35 mm (28 g) x 12,7 mm (1/2'')
Sistema di imaging in vivo con spettro IVISPerkin Elmer124262
Living Image Software Serie IVIS SpectrumPerkin Elmer128113
LysM-eGFP MiceThomas Graff, Albert Einstein College di New York.
Spettrofotometro per microvolumiThermoFisher ScientificND-2000
MyD88 KO TopiJackson Labratory009088
Spugne non tessuteAMD- Ritmed IncA2101-CH5 cm x 5 cm
Soluzione di iodio povidone 10%Aplicare697731
Prism 7.0GraphPadSoftware License 
Brodo di soia tritticoBecton, Dickson and Company211825
, NA

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Moran, G. J., et al. Methicillin-Resistant S. aureus Infections among Patients in the Emergency Department. New England Journal of Medicine. 355 (7), 666-674 (2009).
  2. Suaya, J. A., et al. Incidence and cost of hospitalizations associated with Staphylococcus aureus skin and soft tissue infections in the United States from 2001 through 2009. BMC Infectious Diseases. 14 (1), 296(2014).
  3. Ventola, C. L. The antibiotic resistance crisis: part 1: causes and threats. P & T : a Peer-Reviewed Journal for Formulary Management. 40 (4), 277-283 (2015).
  4. Blaser, M. J. Antibiotic use and its consequences for the normal microbiome. Science. 352 (6285), 544-545 (2016).
  5. Hilliard, J. J., et al. Anti-Alpha-Toxin Monoclonal Antibody and Antibiotic Combination Therapy Improves Disease Outcome and Accelerates Healing in a Staphylococcus aureus Dermonecrosis Model. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 59 (1), 299-309 (2015).
  6. Proctor, R. A. Recent developments for Staphylococcus aureus vaccines: clinical and basic science challenges. European Cells & Materials. 30, 315-326 (2015).
  7. Mölne, L., Verdrengh, M., Tarkowski, A. Role of Neutrophil Leukocytes in Cutaneous Infection Caused by Staphylococcus aureus. Infection and Immunity. 68 (11), 6162-6167 (2000).
  8. Kolaczkowska, E., Kubes, P. Neutrophil recruitment and function in health and inflammation. Nature Reviews Immunology. 13 (3), 159-175 (2013).
  9. Borregaard, N. Neutrophils, from Marrow to Microbes. Immunity. 33 (5), 657-670 (2010).
  10. Miller, L. S., Cho, J. S. Immunity against Staphylococcus aureus cutaneous infections. Nature Reviews Immunology. 11 (8), 505-518 (2011).
  11. Hasenberg, A., et al. Catchup: a mouse model for imaging-based tracking and modulation of neutrophil granulocytes. Nature Methods. 12 (5), 445-452 (2015).
  12. Faust, N., Varas, F., Kelly, L. M., Heck, S., Graf, T. Insertion of enhanced green fluorescent protein into the lysozyme gene creates mice with green fluorescent granulocytes and macrophages. Blood. 96 (2), 719-726 (2000).
  13. Falahee, P. C., et al. α-Toxin Regulates Local Granulocyte Expansion from Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Staphylococcus aureus-Infected Wounds. Journal of immunology. 199 (5), Baltimore, Md. 1772-1782 (2017).
  14. Kim, M. -H., et al. Dynamics of Neutrophil Infiltration during Cutaneous Wound Healing and Infection Using Fluorescence Imaging. Journal of Investigative Dermatology. 128 (7), 1812-1820 (2008).
  15. Liese, J., Rooijakkers, S. H. M., Strijp, J. A. G., Novick, R. P., Dustin, M. L. Intravital two-photon microscopy of host-pathogen interactions in a mouse model of Staphylococcus aureus skin abscess formation. Cellular Microbiology. 15 (6), 891-909 (2013).
  16. Bogoslowski, A., Butcher, E. C., Kubes, P. Neutrophils recruited through high endothelial venules of the lymph nodes via PNAd intercept disseminating Staphylococcus aureus. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (10), 2449-2454 (2018).
  17. Takeuchi, O., Hoshino, K., Akira, S. Cutting Edge: TLR2-Deficient and MyD88-Deficient Mice Are Highly Susceptible to Staphylococcus aureus Infection. The Journal of Immunology. 165 (10), 5392-5396 (2000).
  18. Miller, L. S., et al. MyD88 Mediates Neutrophil Recruitment Initiated by IL-1R but Not TLR2 Activation in Immunity against Staphylococcus aureus. Immunity. 24 (1), 79-91 (2006).
  19. Macedo, L., et al. Wound healing is impaired in MyD88-deficient mice: a role for MyD88 in the regulation of wound healing by adenosine A2A receptors. The American Journal of Pathology. 171 (6), 1774-1788 (2007).
  20. Cho, J. S., et al. Neutrophil-derived IL-1β Is Sufficient for Abscess Formation in Immunity against Staphylococcus aureus in Mice. PLoS Pathogens. 8 (11), e1003047(2012).
  21. Granick, J. L., et al. Staphylococcus aureus recognition by hematopoietic stem and progenitor cells via TLR2/MyD88/PGE2 stimulates granulopoiesis in wounds. Blood. 122 (10), 1770-1778 (2013).
  22. Kim, M. H., et al. Neutrophil survival and c-kit+-progenitor proliferation in Staphylococcus aureus-infected skin wounds promote resolution. Blood. 117 (12), 3343-3352 (2011).
  23. Foster, T. J. Immune evasion by staphylococci. Nature Reviews Microbiology. 3 (12), 948-958 (2005).
  24. Gordon, R. J., Lowy, F. D. Pathogenesis of Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus Infection. Clinical Infectious Diseases. 46 (Supplement_5), S350-S359 (2008).
  25. Cho, J. S., et al. Neutrophil-derived IL-1β Is Sufficient for Abscess Formation in Immunity against Staphylococcus aureus in Mice. PLoS Pathogens. 8 (11), e1003047-e1003020 (2012).
  26. Bernthal, N. M., et al. A mouse model of post-arthroplasty Staphylococcus aureus joint infection to evaluate in vivo the efficacy of antimicrobial implant coatings. PLoS ONE. 5 (9), e12580(2010).
  27. Plaut, R. D., Mocca, C. P., Prabhakara, R., Merkel, T. J., Stibitz, S. Stably Luminescent Staphylococcus aureus Clinical Strains for Use in Bioluminescent Imaging. PLoS ONE. 8 (3), e59232(2013).
  28. Dillen, C. A., et al. Clonally expanded γδ T cells protect against Staphylococcus aureus skin reinfection. The Journal of Clinical Investigation. 128 (3), 1026-1042 (2018).

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Reclutamento dei neutrofiliimaging in vivotopi LysM EGFPknockout di MyD88imaging bioluminescenteimaging a fluorescenzaanalisi della guarigione delle feritemisurazione della carica batterica

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