Indurre la parodontite apicale nei topi

L'obiettivo di questo metodo è quello di indurre la parodontite apicale in un topo contaminando l'apice con la microflora naturale, e poi studiare varie caratteristiche di questo processo patologico.

La parodontite apicale (AP) è una patologia comune di natura infiammatoria nei tessuti parodontali che circondano la radice del dente. Questa malattia dentale può causare forti dolori e deve essere trattata da un dentista. Le opzioni di trattamento includono il trattamento del canale radicale (primario o secondario), la chirurgia endodontica, l'estrazione dei denti o il follow-up a seconda dei risultati clinici e radiografici e il parere del medico. Il meccanismo di questo processo infiammatorio, anche se studiato per diversi decenni^1,2,3, non è ancora ampiamente compreso. Considerando la gravità di questa patologia, c'è quindi una chiara necessità di ricerca che affronti la sua natura fondamentale. Così, i sistemi in cui lo studio dell'AP è possibile sono di grande interesse scientifico.

Poiché l'AP è un processo patologico complesso che coinvolge i tessuti locali e il sistema immunitario, gli studi in vitro sono insufficienti per una comprensione completa dei processi. Lo studio di campioni clinici di questa malattia sono anche problematici a causa di limitazioni etiche e significativa variabilità tra persone diverse e diversi stadi clinici^4,5, e quindi la necessità di modelli in vivo. Questi modelli si basano sul concetto di esporre la polpa dentale alla contaminazione e osservare la reazione infiammatoria del corpo a questo stimolo nei tessuti periacali^6,7. Modelli in vivo comuni includono roditori o animali più grandi come i cani. Nonostante la sfida clinica nel trattamento dei topi, che sono animali molto piccoli con denti in miniatura, i vantaggi del modello murino sono significativi: praticamente, lavorare con i topi è tecnicamente semplice in termini di strutture ed è più conveniente, e scientificamente, il topo è un modello animale ben studiato con strumenti genetici e molecolari prontamente disponibili e un genoma ben studiato. Infatti, studi precedenti hanno utilizzato un modello murino per studiare i segnali di rinrpzione infiammatoria e ossea e le cellule coinvolte nella parodontite apicale^8,9,10,11. Pertanto, è necessario un protocollo chiaro su come utilizzare un modello di mouse per lo studio di AP. Qui, descriviamo un tale protocollo.

Il protocollo qui descritto ha il grande vantaggio di essere appropriati per studiare i topi knock-out (KO) e imparare come la mancanza di un gene specifico colpisce l'infiammazione dentale^7,12. Altre applicazioni utili di questo protocollo includono lo studio degli effetti dei farmaci e delle condizioni sistemiche sullo sviluppo della parodontite apicale¹³, l'effetto della parodontite apicale sullo sviluppo dell'osteonecrosi delle mascelle^{14 , 15} e terapia con cellule staminali per la rigenerazione ossea¹⁶.

Questo protocollo può anche essere generalizzato come un modello per studiare l'infiammazione locale. Per studiare il processo infiammatorio, sono stati sviluppati diversi modelli murini, che includono ad esempio la colite indotta o l'artrite^17,18. Questi modelli hanno effetti sistemici e non hanno alcun controllo incorporato nello stesso animale. I modelli per la parodontite apicale indotta, che includono un controllo contralaterale senza infiammazione, hanno il vantaggio di superare queste limitazioni^14,19.

Il protocollo descritto di seguito è quindi utile per i ricercatori che sono interessati ai processi infiammatori locali. La natura controllata di questa infiammazione, il suo confinamento in un luogo specifico e il dente di controllo contralaterale, rendono questo protocollo prezioso per studiare i meccanismi coinvolti in questo processo. Inoltre, il protocollo è utile per i ricercatori interessati agli aspetti clinici dell'infiammazione periapica. Il modello murino è ideale per studiare diverse variabili della malattia, oltre al vantaggio di essere in grado di eseguire facilmente manipolazioni genetiche nel modello murino, per studiare l'attività di geni specifici nell'infiammazione periapica.

Tecnicamente, la procedura clinica è difficile da eseguire a causa delle piccole dimensioni dei denti dei topi. Sarà utile visualizzare questa procedura per conoscere il posizionamento, l'attrezzatura necessaria e le prestazioni.

Tutti i metodi qui descritti sono stati approvati dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali (IACUC) dell'Università Ebraica (Etica n. MD-17-15093-5).

1. Anestesia animale e posizionamento

1. Preparare soluzioni sterili come descritto di seguito.
   1. Preparare 5 mL di 7 mg/mL di Ketamina e 0,09 mg/mL di medetomidine diluito in Phosphate Buffer Solution (PBS)/Saline.
   2. Preparare una soluzione sterile di Atipamezolo (0,4 mg/mL) diluita in PBS/Saline (consigliata per preparare una quantità di 5 mL).
   3. Preparare una soluzione sterile di Mepivacaine (7,5 mg/mL) diluita in PBS/Saline per l'anestesia locale (una fiala fornita di Mepivacaine è sufficiente per uno stock di 7,2 mL).
2. Utilizzare topi C57BL/6 femmine di 6-8 settimane per l'esperimento. Conservare gli animali in una specifica unità animale senza agenti patogeni (SPF), con acqua e cibo standard forniti dalla struttura e l'alimentazione animale ad libitum.
3. Pesare i topi e iniettare per via intraperitteamente (IP) un volume di 10 gradi per ogni grammo del peso. Ad esempio, per un topo che pesa 20 grammi,
   iniettare 200 l di soluzione di Ketamina/Medetomidine. Questo darà una concentrazione finale di (70 mg/kg) Ketamina e (0,9 mg/kg) Medetomidine
   per ogni animale.
4. Al fine di prevenire l'ulcera oculare dovuta alla secchezza durante la procedura, applicare unguento oculare contenente Chloramphenicl (5%) sugli occhi degli animali mentre sono sotto anestesia. Mantenere gli animali caldi con una lampada mentre sono anestesizzati. Controllare la profondità dell'anestesia controllando il riflesso del pedale (eseguire un pizzico fermo).
5. Dopo che il mouse è anestesizzato, posizionare il mouse che si trova sul suo lato destro (per un ricercatore con la mano destra) su una superficie di schiuma di polistirolo estrusa a celle chiuse e attaccare i piedi alla superficie utilizzando il nastro.
6. Aprire la bocca utilizzando piccoli elastici intorno agli incisivi (1 per gli incisivi superiori e 1 per gli incisivi inferiori) tenuti in posizione da lunghi aghi appunti nella superficie di schiuma di polistirolo estrusia a celle chiuse.
7. Ritrarre la guancia destra utilizzando pinze attaccate alla superficie. Utilizzare forcep chiuse in stato stabilità.
8. Posizionare la superficie con il mouse in una comoda posizione di lavoro consentendo l'accesso ai molari mandibolari, utilizzando un adeguato ingrandimento (un microscopio binoculare o un microscopio clinico) e la luce.
9. Ritirare la lingua utilizzando pinze o spatola dentale e iniettare l'anestesia locale con un ago di 27 calibro nella piega mucobuccale adiacente al primo molare mandibolare. 25-50 l è sufficiente. Il gonfiore del tessuto intorno al sito di iniezione deve essere visualizzato.

2. Esposizione alla polpa

1. Utilizzare una bava dentale da 1/4 di giri, o una bava di diamante della stessa dimensione (si consiglia un lungo gambo) ad una velocità di 800 colpi al minuto (rpm), attaccata a qualsiasi motore dentale adatto (ad esempio un motore automatico di riduzione della coppia (ATR).
2. Forare sulla parte occlusal del primo molare mandibolare destro fino a quando le corna di polpa sono visibili attraverso la dentina. utilizzare brevi raffiche del motore per evitare il surriscaldamento dell'area.
3. Utilizzare un file K o un file H #8 o #10 per forare la polpa e inserire il file nelle corna della polpa (mesial e distale) rompendo la dentina che le copre. I file sono sterilizzati da autoclave.
4. Continuare a lavorare con i file all'interno della polpa il più profondo possibile, mentre allargando le aperture con i file. Di solito ci sarà sanguinamento visibile dalla polpa.
5. Assicurarsi di arrotondare i bordi taglienti del dente con la bava e rimuovere il dente dall'occlusione, al fine di ridurre il dolore durante l'esperimento. Pulire i detriti durante la procedura con un micropennello.
6. Lasciare il dente contralaterale (primo molare mandibolare sinistro) come controllo.

3. Fine della procedura clinica

1. Rilasciare il topo dallo stato di fissaggio e iniettare Atipamezole IP (10 L per ogni grammo di peso corporeo. Questo darà una dose finale di (4 mg/kg) Atipamezolo.
2. Iniettare buprenorfine diluito in PBS/saline (0,05 mg/kg) IP (consigliato per preparare una quantità di 3 mL il giorno della procedura). Vedere Discussione per una spiegazione del motivo per cui è necessario alleviare il dolore.
3. Assicurarsi che gli animali si riprendano dall'anestesia prima di lasciarli. Dare loro cibo morbido perché possono essere incapaci di mangiare cibo duro a causa del dolore ai denti.

4. Post procedura di follow-up (42 giorni)

1. Per i primi 3 giorni dopo la procedura, pesare gli animali e iniettare Buprenorphine (0,1 mg/kg) IP una volta al giorno (consigliato per preparare una quantità di 6mL).
2. Durante il periodo dell'esperimento (42 giorni in cui si accumula l'infiammazione) monitorare gli animali in base al peso e alla valutazione comportamentale generale 2-3 volte a settimana.
3. Consegnare cibo morbido agli animali durante il periodo di follow-up. Svelare il cibo con acqua e metterlo in un petri-piatto sul pavimento della gabbia.

5. Terminazione e analisi dell'esperimento

1. Una volta completato 42 giorni¹¹ di follow-up , anestesizzare gli animali IP con ketamina/xylazina ad una concentrazione di 106,25 mg/kg di Ketamina, e 75 mg/kg Xylazine (Una soluzione di stock di 42,5 mg/mL Ketamine, e 1,5 mg/mL Xylazine in un volume totale di 2 mL è di 2 mL raccomandata) e preformare lussazione cervicale.
   NOTA: Ci sono diverse opzioni per possibili analisi al fine di valutare l'infiammazione^20,21. Qui verrà descritta l'analisi del tessuto mediante micro-TC e la colorazione istologica.
2. Dopo l'eutanasia, utilizzare forbici chirurgiche e pinze per tagliare parte della mascella compresi i 3 molari (separatamente per ogni controllo trattato lateralmente e non trattato). Utilizzando pinze staccate il più possibile il tessuto molle, lasciando per lo più ossa e denti sul campione.
3. Risciacquare brevemente il tessuto in PBS, per poi metterlo in paraformaldeide (PFA) 4% (diluito in PBS) per 24-48 ore per la fissazione.
   AVVISO: utilizzare PFA in una cappa chimica e secondo le linee guida MSDS (Material Safety Data Sheet).
4. Dopo 24-48 ore, risciacquare con PBS 3x per lavare il PFA.
5. Micro-CT
   1. Per l'analisi micro-CT, portare i tessuti raccolti (parte della mandibola comprendente 3 molari, in dimensioni di circa 4 mm x 5 mmx 1 mm) su uno scanner micro-CT, posizionarli in un tubo di 12 mm di diametro riempito con 1,5 mL di PBS orientato in modo che le superfici buccal o linguali del dente e della radice sono giacisi paralleli alla parte inferiore del tubo. Separare tra i campioni con la spugna e coprire la parte superiore del tubo con pellicola flessibile.
   2. Aprire il pannello di scansione e scegliere il numero di misura. Scegliere il file di controllo con i seguenti parametri: energia di 70 kV, intensità di 114 a e risoluzione della dimensione voxel di 6 m^3.
   3. Fare clic sulla vista scoute, quando viene visualizzata l'immagine, fare clic su Linea di riferimento e contrassegnare l'area dei campioni per la scansione. Dopo ogni esempio, fare clic su Aggiungi scansione. Al termine del contrassegno degli esempi, passare all'elenco delle attività e scegliere Avvia attività di interazione.
      NOTA: Gli stessi campioni possono essere successivamente utilizzati per l'istologia. È importante che non si asciughino durante la TAC.
6. Utilizzare un programma per computer appropriato per l'allineamento e l'analisi micro-CT.
   1. Aprire il campione sul piano XY nella valutazione micro-CT. Scegliere tre punti su ogni campione per l'allineamento:
      La costrizione apicale mesiale - definisce l'origine del sistema di coordinate.
      La parte coronale del canale mesiale - definisce un punto sull'asse .
      La costrizione apicale distale - definisce un punto sul piano X.
   2. Utilizzare lo strumento di misurazione sul pannello di sinistra e disegnare una linea che raggiunge ogni punto. Definire ciascuno dei tre punti in base a un valore X, Y e z, come appare nel pannello di destra.
   3. Definire l'area di interesse per il campione scegliendo l'attività in Valutazione CTe fare clic su Valutazione 3D. Sullo schermo verranno visualizzati un rettangolo e una finestra con le dimensioni per asse. Abbinare le dimensioni del rettangolo per adattarlo all'area di interesse sull'asse XY facendo clic sugli angoli con il pulsante centrale del mouse. Scegliere le quote nell'asse z inserendo il primo numero di sezione di interesse nel quadrato di tipo s in VOI Starte il numero di sezioni dalla prima fino all'ultimo numero di fetta di interesse nel quadrato in Dim.
   4. Fare clic sulle applicazioni in Gestione sessionie scegliere DECterm. Attendere alcuni secondi per l'apertura di una finestra, quindi digitare i cinque passaggi dello script inclinato descritto di seguito in base alle seguenti istruzioni (tra le righe fare clic su Invio):
      Ipl
      isq_to_aim
      obiettivo1
   5. Copiare il nome isq (file di interesse): scegliere viste in Gestione sessioni e fare clic su microCTdata. Trovare il file su cui si sta lavorando e fare clic con il pulsante centrale del mouse sul file. Quindi fare clic di nuovo nella finestra del termine DEC.
   6. Immettere i valori X, Y e z (con uno spazio tra di essi) che sono stati determinati in VOI quando si sceglie la regione di interesse.
   7. Immettere i valori X, Y e z (con uno spazio tra di essi) che sono stati determinati in dim quando si sceglie la regione di interesse.
   8. Attendere fino a ricevere un messaggio: isq per puntare completato.
      (passo II- allineamento):
      allinea z
      obiettivo1
      obiettivo2
   9. Immettere i valori X, Y e z (con uno spazio tra di essi) che sono stati determinati per l'origine del sistema di coordinate.
   10. Immettere i valori X, Y e z (con uno spazio tra di essi) che sono stati determinati per il punto sull'asse z.
   11. Immettete i valori X, Y e z (con uno spazio tra di loro) che sono stati determinati per il punto sul piano X.
   12. Attendere fino alla ricezione di un messaggio: "align_" completato"
       (passaggio III- intestazione):
       Intestazione
       obiettivo2
       0 0 0
       0 0 0
   13. Fare clic su Immetti.
       (passaggio IV- conversione del file dall'obiettivo all'isq ):
       toisq
       obiettivo2
   14. Copiare il nome isq (file di interesse): scegliere viste in Gestione sessioni e fare clic su microCT data. Individuare il file su cui si sta lavorando e fare clic con il pulsante centrale del mouse sul file. Quindi fare clic di nuovo nella finestra del termine DEC. Cancellare (utilizzando "backspace") il ". ISQ" alla fine del file e scrivere:"_new. ISQ" per riconoscere il file allineato.
   15. Fare clic su Immetti immettere.
   16. Attendere la ricezione di un messaggio: "toisq_from_aim completato"
       (passaggio V-flip):
       isq
       un
   17. Copiare il nuovo nome isq (file di interesse): scegliere viste in Gestione sessioni e fare clic su microCT data. Trovare il file su cui si sta lavorando e fare clic con il pulsante centrale del mouse sul file. Quindi fare clic di nuovo nella finestra del termine DEC.
   18. Fare clic su Immetti immettere. Attendi la ricezione del messaggio: "isq_to_aim completato"
       colpetto
       un
       Aa
       Zx
       attendere la ricezione di un messaggio: "flip_aim completato"
       Da
       Aa
   19. Copiare il nuovo nome isq: scegliere le viste in Gestione sessioni e fare clic su dati microCT. Trovare il file su cui si sta lavorando e fare clic con il pulsante centrale del mouse sul file. Quindi fare clic di nuovo nella finestra del termine DEC. Cancellare (utilizzando "backspace") il ". ISQ" alla fine del file e scrivere: "_flip. ISQ" per riconoscere il file allineato.
   20. Attendere la ricezione di un messaggio: "from_aim_to_isq completato"
7. Contornatura
   1. Scegli la fetta che rappresenta approssimativamente il centro del dente, in cui vengono presentati la polpa coronale, la polpa radicolare di entrambi i canale ed entrambi gli amen apicali.
   2. Segnare manualmente il contorno di interesse sulla fetta centrale facendo clic sul pannello del contorno in alto a sinistra- a partire dal punto distale della radice distale apex segnare coronalmente il bordo apicale coronalmente all'area apicale radiopaque, attraverso il bordo mesial della radice mesial apex seguendo il bordo distale della radice mesile e il bordo mesiale della radice distale attraverso la regione di furcation (vedere la figura 3 II,IV).
   3. Copiate questo contorno (CTRL-C, Ctrl-V) e regolatelo di conseguenza su 5 sezioni posizionate su entrambi i lati della fetta centrale.
   4. Per calcolare il volume tissutale del contorno contrassegnato per ogni campione, scegliere l'attività sotto la valutazione del CTe fare clic su Valutazione 3D. Nella finestra di valutazione 3D fare clic su seleziona vicino all'attività e scegliere un filtro per calcolare il volume del tessuto (TV).
8. Istologia
   1. Dopo la rimozione dei tessuti dallo scanner micro-CT, decalcificare i tessuti mettendo ogni campione in un tubo di microcentrifuga con 1 mL di acido etilenediaminetraetraetico (EDTA) 0,5 M pH 8,0 per 10 giorni. Cambiare la soluzione EDTA ogni 3 giorni.
   2. Disidratazione: Mettere i campioni in cassette istologiche, e in aumentando le concentrazioni di etanolo, un'ora ciascuno, come segue: 70% etanolo (a questo punto il processo può essere fermato per diverse settimane, fino a quando i campioni sono conservati in etanolo), 90% etanolo 2x, 100% etanolo 2x, xilene 2x (attenzione: utilizzare xilene in un cappuccio chimico e secondo le sue linee guida MSDS).
      1. Trasferire le cassette in paraffina liquida (60 gradi centigradi) e lasciare in cappuccio chimico durante la notte per far evaporare lo xilene.
   3. Blocco: utilizzare una macchina di blocco istologica per incorporare i campioni in paraffina. Fare attenzione a incorporarli in una posizione corretta (cioè, la corona e le radici devono essere orientate parallelamente alla parte inferiore dello stampo, in modo che il dente sia "sdraiato") al fine di ottenere sezioni sagittali. I campioni sono ora pronti per essere tagliati con un microtoma.
   4. Taglio delle sezioni: Iniziare tagliando fette spesse di 20 m fino a raggiungere la parte rilevante del tessuto. Una volta riconosciuta qualsiasi parte del dente (corona o radici) cambiano in sezioni di 6 m, e cambiano l'angolo di taglio secondo la sezione precedente.
      1. Ad esempio, se la sezione precedente includeva la corona ma non le radici, modificare l'angolo del blocco nel microtome in modo che le radici si avvicinino al coltello e la corona torna (le parti del dente possono essere riconosciute con un occhio nudo sul blocco stesso).
      2. Continuare a regolare l'angolo fino ad ottenere sezioni sagittali tra cui polpa coronale e radicolare, e il forame apicale. Tagliare in questo orientamento il maggior numero di fette possibile, fino a quando il tessuto pertinente è tutto tagliato.
   5. Per i protocolli di colorazione (ad esempio, la colorazione Haemotoxylin ed Eosin (H&E), la colorazione Brown & Brenn, la colorazione dell'acido resistente alle tartrate (TRAP), l'immunosofia, vedi^20,21.

Un diagramma di flusso delle fasi sperimentali è presentato nella Figura 1. Come accennato nel protocollo, i topi sono anestesizzati e il loro primo molare mandibolare su un lato viene perforato fino all'esposizione della polpa, mentre il dente contralaterale viene lasciato come un controllo. Successivamente, i denti vengono lasciati essere contaminati dalla flora orale per 42 giorni, durante i quali vengono monitorati e ricevono farmaci antidolorifici. Dopo 42 giorni, i topi sono eutanasia e i denti e la mascella adiacente vengono presi per l'analisi.

Figura 2 mostra le immagini cliniche della mandibola del topo dopo la prima esposizione alla polpa molare destra. Nella figura 2A viene illustrata l'intera mandibile, mentre l'insedio nella figura 2B mostra un allargamento del primo molare destro trattato. Il primo molare sinistro viene utilizzato come controllo. L'esposizione di corna di polpa mesiali e distali e l'ingresso ai gradini può essere visto in Figura 2B. Si noti che il dente è stato abbassato meccanicamente a sub-occlusione al fine di ridurre il dolore.

Dopo l'esposizione dentale della polpa alla flora orale, la polpa dentale viene infine contaminata6,7 e diventa necrotica. Secondo la letteratura22, i batteri negativi del Gram secernono il lipopolissaccharide (LPS) nella regione apicale del dente. Attraverso una reazione complessa del sistema immunitario, uno dei risultati è il riassorbimento osseo nella regione periapica, che è il segno distintivo della parodontite apicale23. Questo rinnovano osseo può essere identificato e quantificato mediante micro-TC. Nelle immagini micro-CT, le regioni periapiche radioluciche indicano aree in cui il tessuto osseo duro è diventato una lesione periapica morbida a causa del processo infiammatorio. Nella Figura 3, le immagini di micro-CT rappresentative illustrano un dente trattato rispetto a un controllo. La freccia nella Figura 3AIII indica l'esposizione della polpa mesiale (l'esposizione alla polpa distale non appare su questa fetta del campione), e le aree radiolucenti periali mesiali e distali di sorpensiamo osseo sono circondate da una linea tratteggiata. Un grafico boxplot qui illustrato quantifica il significativo rinnomposizione dell'osso periapico nei denti trattati rispetto ai controlli.

Mentre la micro-TC è una tecnica eccellente per la valutazione delle dimensioni tridimensionali delle lesioni, mancano informazioni sulla loro composizione biologica. La colorazione istologica, come illustrato nella Figura4, fornisce queste informazioni. La colorazione H&E è dimostrata in un dente di controllo rispetto a un dente trattato. Nel dente trattato (Figura 4B,C,D), la polpa dentale stessa presenta necrosi che può essere chiaramente visualizzata nella colorazione H&E (Figura 4C), rispetto al tessuto di polpa organizzato di controllo (Figura 4A). Inoltre, e soprattutto, nella regione periapica del dente trattato viene visualizzata una lesione periapica, composta da cellule immunitarie (dominante macrofagi e linfociti), (Figura 4D) (rispetto al legamento parodontale sano (PDL) e tessuto osseo nella regione periapica del dente di controllo). Questa lesione periapica è il risultato desiderato della tecnica della parodontite apicale indotta qui presentata.

D'altra parte, la figura 5 presenta una contaminazione non riuscita che può verificarsi in rari casi (almeno l'85% degli animali mostra un ribasso osseo nella micro-CT), vale a dire, un dente esposto alla flora orale per 42 giorni, ma non ha presentato necrosi della polpa , e pertanto non ha dimostrato la perdita ossea e la lesione periapica nelle analisi micro-CT (Figura 5A) e istologiche (Figura 5B).

Figura 1: Asse temporale del processo sperimentale. Rappresentazione schematica della progressione temporale della procedura sperimentale. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 2: Immagini cliniche di mandibola del topo dopo l'esposizione alla polpa del primo molare. (A) Mandibole del topo, primo molare destro con polpa esposta, primo molare sinistro serve come controllo non trattato. (B) Ingrandimento del molare destro con la polpa esposta. L'ingresso ai canale può essere visualizzato. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 3: Analisi Micro-CT. (A) Scansioni rappresentative micro-TC (fette di 6 m) di denti trattati (AIII, AIV) e di controllo (AI, AII). La freccia indica l'esposizione della polpa mesiale (l'esposizione alla polpa distale non è presente in questa fetta). Le aree periacali Mesial e Distali di perdita ossea adiacenti al dente trattato sono circondate da linee tratteggiate. AII, AIV- Rappresentazione di marcatura del contorno. (B) Latraglia a scatola quantifica il volume dei tessuti (misurato dal contorno contrassegnato per 11 fette di ciascun campione) del controllo (arancione, n. 14 di animali) rispetto ai campioni trattati (blu, n. 15). L'analisi è stata eseguita utilizzando il software di valutazione Scanco per micro-CT. I campioni sono stati allineati sull'asse sagittale orientato in modo che la polpa coronale, i canale delle radici e i forame apicali fossero visualizzati nella stessa fetta (vedi protocollo per informazioni dettagliate sull'orientamento). I contorni sono stati contrassegnati per 5 fette su entrambi i lati dell'area del dente medio (tutti insieme 11 fette). Il volume dei tessuti per il contorno di ogni campione è stato calcolato utilizzando il software. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 4: Immagini rappresentative di H&E istologiche: (A) fetta istologica di un dente di controllo. (B) Fetta istologica di un dente trattato, con una grave lesione periapica presentata. (C) allargamento del tessuto necrotico. (D) L'allargamento del tessuto periapico granuloma P-pulp, D-dentin, B-bone, BM-bone midollo, PDL-parodontale, polpa di N'necrotico, granuloma di G. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 5: Esempio di contaminazione non riuscita: (A) immagine rappresentativa micro-CT di un dente con esposizione alla polpa (freccia bianca), ma nessuna perdita ossea periapica significativa, correlata all'immagine rappresentativa H&E istologica(B) della stessa polpa vitale (non necrotica) e tessuti apicali normali. P-pulp, D'dentin, B-bone, midollo osseo BM, legamento parodontale PDL. (C) Ingrandimento del tessuto calcificato presentato in B. Fare clic qui per visualizzare una versione più ampia di questa figura.

Gli autori non hanno nulla da rivelare