Method Article

Indurre la parodontite apicale nei topi

DOI:

10.3791/59521

⸱

August 6th, 2019

 ,  ,  , 
1Institute of Dental Sciences, Faculty of Dental Medicine, Hebrew University of Jerusalem, 2Department of Endodontics, Hadassah Ein Kerem Medical Center

* These authors contributed equally

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Qui, presentiamo un protocollo per indurre localmente la parodontite apicale nei topi. Mostriamo come praticare un foro nel dente del topo ed esporre la sua polpa, al fine di causare infiammazione locale. Sono inoltre dimostrati metodi di analisi per studiare la natura di questa infiammazione, come la micro-TC e l'istologia.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

I meccanismi coinvolti nell'infiammazione indotta locale possono essere studiati utilizzando diversi modelli animali disponibili. Uno di questi è l'induzione della parodontite apicale (AP). La parodontite apicale è una patologia comune di natura infiammatoria nei tessuti parodontali che circondano la radice del dente. Al fine di comprendere meglio la natura e il meccanismo di questa patologia è vantaggioso eseguire la procedura nei topi. L'induzione di questa infiammazione odontogenica si ottiene perforando il dente del topo fino a quando la polpa dentale è esposta. Successivamente, la polpa del dente rimane esposta per essere contaminata dalla flora orale naturale nel tempo, causando parodontite apicale. Dopo questo periodo di tempo, l'animale viene sacrificato e il dente e l'osso mascellare possono essere analizzati in vari modi. Le analisi tipiche includono la risonanza micro-TC (per valutare la risurrezione ossea), la colorazione istologica, l'immunoistochimica e l'espressione dell'RNA. Questo protocollo è utile per la ricerca nel campo della biologia orale per comprendere meglio questo processo infiammatorio in un ambiente sperimentale in vivo con condizioni uniformi. La procedura richiede un'attenta manipolazione dei topi e della mascella isolata, e una dimostrazione visiva della tecnica è utile. Sono dimostrati tutti gli aspetti tecnici delle procedure che portano alla parodontite apicale indotta e la sua caratterizzazione in un modello murino.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L'obiettivo di questo metodo è quello di indurre la parodontite apicale in un topo contaminando l'apice con la microflora naturale, e poi studiare varie caratteristiche di questo processo patologico.

La parodontite apicale (AP) è una patologia comune di natura infiammatoria nei tessuti parodontali che circondano la radice del dente. Questa malattia dentale può causare forti dolori e deve essere trattata da un dentista. Le opzioni di trattamento includono il trattamento del canale radicale (primario o secondario), la chirurgia endodontica, l'estrazione dei denti o il follow-up a seconda dei risultati clinici e radiografici e il parere del medico. Il meccanismo di questo processo infiammatorio, anche se studiato per diversi decenni1,2,3, non è ancora ampiamente compreso. Considerando la gravità di questa patologia, c'è quindi una chiara necessità di ricerca che affronti la sua natura fondamentale. Così, i sistemi in cui lo studio dell'AP è possibile sono di grande interesse scientifico.

Poiché l'AP è un processo patologico complesso che coinvolge i tessuti locali e il sistema immunitario, gli studi in vitro sono insufficienti per una comprensione completa dei processi. Lo studio di campioni clinici di questa malattia sono anche problematici a causa di limitazioni etiche e significativa variabilità tra persone diverse e diversi stadi clinici4,5, e quindi la necessità di modelli in vivo. Questi modelli si basano sul concetto di esporre la polpa dentale alla contaminazione e osservare la reazione infiammatoria del corpo a questo stimolo nei tessuti periacali6,7. Modelli in vivo comuni includono roditori o animali più grandi come i cani. Nonostante la sfida clinica nel trattamento dei topi, che sono animali molto piccoli con denti in miniatura, i vantaggi del modello murino sono significativi: praticamente, lavorare con i topi è tecnicamente semplice in termini di strutture ed è più conveniente, e scientificamente, il topo è un modello animale ben studiato con strumenti genetici e molecolari prontamente disponibili e un genoma ben studiato. Infatti, studi precedenti hanno utilizzato un modello murino per studiare i segnali di rinrpzione infiammatoria e ossea e le cellule coinvolte nella parodontite apicale8,9,10,11. Pertanto, è necessario un protocollo chiaro su come utilizzare un modello di mouse per lo studio di AP. Qui, descriviamo un tale protocollo.

Il protocollo qui descritto ha il grande vantaggio di essere appropriati per studiare i topi knock-out (KO) e imparare come la mancanza di un gene specifico colpisce l'infiammazione dentale7,12. Altre applicazioni utili di questo protocollo includono lo studio degli effetti dei farmaci e delle condizioni sistemiche sullo sviluppo della parodontite apicale13, l'effetto della parodontite apicale sullo sviluppo dell'osteonecrosi delle mascelle14 , 15 e terapia con cellule staminali per la rigenerazione ossea16.

Questo protocollo può anche essere generalizzato come un modello per studiare l'infiammazione locale. Per studiare il processo infiammatorio, sono stati sviluppati diversi modelli murini, che includono ad esempio la colite indotta o l'artrite17,18. Questi modelli hanno effetti sistemici e non hanno alcun controllo incorporato nello stesso animale. I modelli per la parodontite apicale indotta, che includono un controllo contralaterale senza infiammazione, hanno il vantaggio di superare queste limitazioni14,19.

Il protocollo descritto di seguito è quindi utile per i ricercatori che sono interessati ai processi infiammatori locali. La natura controllata di questa infiammazione, il suo confinamento in un luogo specifico e il dente di controllo contralaterale, rendono questo protocollo prezioso per studiare i meccanismi coinvolti in questo processo. Inoltre, il protocollo è utile per i ricercatori interessati agli aspetti clinici dell'infiammazione periapica. Il modello murino è ideale per studiare diverse variabili della malattia, oltre al vantaggio di essere in grado di eseguire facilmente manipolazioni genetiche nel modello murino, per studiare l'attività di geni specifici nell'infiammazione periapica.

Tecnicamente, la procedura clinica è difficile da eseguire a causa delle piccole dimensioni dei denti dei topi. Sarà utile visualizzare questa procedura per conoscere il posizionamento, l'attrezzatura necessaria e le prestazioni.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutti i metodi qui descritti sono stati approvati dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali (IACUC) dell'Università Ebraica (Etica n. MD-17-15093-5).

1. Anestesia animale e posizionamento

  1. Preparare soluzioni sterili come descritto di seguito.
    1. Preparare 5 mL di 7 mg/mL di Ketamina e 0,09 mg/mL di medetomidine diluito in Phosphate Buffer Solution (PBS)/Saline.
    2. Preparare una soluzione sterile di Atipamezolo (0,4 mg/mL) diluita in PBS/Saline (consigliata per preparare una quantità di 5 mL).
    3. Preparare una soluzione sterile di Mepivacaine (7,5 mg/mL) diluita in PBS/Saline per l'anestesia locale (una fiala fornita di Mepivacaine è sufficiente per uno stock di 7,2 mL).
  2. Utilizzare topi C57BL/6 femmine di 6-8 settimane per l'esperimento. Conservare gli animali in una specifica unità animale senza agenti patogeni (SPF), con acqua e cibo standard forniti dalla struttura e l'alimentazione animale ad libitum.
  3. Pesare i topi e iniettare per via intraperitteamente (IP) un volume di 10 gradi per ogni grammo del peso. Ad esempio, per un topo che pesa 20 grammi,
    iniettare 200 l di soluzione di Ketamina/Medetomidine. Questo darà una concentrazione finale di (70 mg/kg) Ketamina e (0,9 mg/kg) Medetomidine
    per ogni animale.
  4. Al fine di prevenire l'ulcera oculare dovuta alla secchezza durante la procedura, applicare unguento oculare contenente Chloramphenicl (5%) sugli occhi degli animali mentre sono sotto anestesia. Mantenere gli animali caldi con una lampada mentre sono anestesizzati. Controllare la profondità dell'anestesia controllando il riflesso del pedale (eseguire un pizzico fermo).
  5. Dopo che il mouse è anestesizzato, posizionare il mouse che si trova sul suo lato destro (per un ricercatore con la mano destra) su una superficie di schiuma di polistirolo estrusa a celle chiuse e attaccare i piedi alla superficie utilizzando il nastro.
  6. Aprire la bocca utilizzando piccoli elastici intorno agli incisivi (1 per gli incisivi superiori e 1 per gli incisivi inferiori) tenuti in posizione da lunghi aghi appunti nella superficie di schiuma di polistirolo estrusia a celle chiuse.
  7. Ritrarre la guancia destra utilizzando pinze attaccate alla superficie. Utilizzare forcep chiuse in stato stabilità.
  8. Posizionare la superficie con il mouse in una comoda posizione di lavoro consentendo l'accesso ai molari mandibolari, utilizzando un adeguato ingrandimento (un microscopio binoculare o un microscopio clinico) e la luce.
  9. Ritirare la lingua utilizzando pinze o spatola dentale e iniettare l'anestesia locale con un ago di 27 calibro nella piega mucobuccale adiacente al primo molare mandibolare. 25-50 l è sufficiente. Il gonfiore del tessuto intorno al sito di iniezione deve essere visualizzato.

2. Esposizione alla polpa

  1. Utilizzare una bava dentale da 1/4 di giri, o una bava di diamante della stessa dimensione (si consiglia un lungo gambo) ad una velocità di 800 colpi al minuto (rpm), attaccata a qualsiasi motore dentale adatto (ad esempio un motore automatico di riduzione della coppia (ATR).
  2. Forare sulla parte occlusal del primo molare mandibolare destro fino a quando le corna di polpa sono visibili attraverso la dentina. utilizzare brevi raffiche del motore per evitare il surriscaldamento dell'area.
  3. Utilizzare un file K o un file H #8 o #10 per forare la polpa e inserire il file nelle corna della polpa (mesial e distale) rompendo la dentina che le copre. I file sono sterilizzati da autoclave.
  4. Continuare a lavorare con i file all'interno della polpa il più profondo possibile, mentre allargando le aperture con i file. Di solito ci sarà sanguinamento visibile dalla polpa.
  5. Assicurarsi di arrotondare i bordi taglienti del dente con la bava e rimuovere il dente dall'occlusione, al fine di ridurre il dolore durante l'esperimento. Pulire i detriti durante la procedura con un micropennello.
  6. Lasciare il dente contralaterale (primo molare mandibolare sinistro) come controllo.

3. Fine della procedura clinica

  1. Rilasciare il topo dallo stato di fissaggio e iniettare Atipamezole IP (10 L per ogni grammo di peso corporeo. Questo darà una dose finale di (4 mg/kg) Atipamezolo.
  2. Iniettare buprenorfine diluito in PBS/saline (0,05 mg/kg) IP (consigliato per preparare una quantità di 3 mL il giorno della procedura). Vedere Discussione per una spiegazione del motivo per cui è necessario alleviare il dolore.
  3. Assicurarsi che gli animali si riprendano dall'anestesia prima di lasciarli. Dare loro cibo morbido perché possono essere incapaci di mangiare cibo duro a causa del dolore ai denti.

4. Post procedura di follow-up (42 giorni)

  1. Per i primi 3 giorni dopo la procedura, pesare gli animali e iniettare Buprenorphine (0,1 mg/kg) IP una volta al giorno (consigliato per preparare una quantità di 6mL).
  2. Durante il periodo dell'esperimento (42 giorni in cui si accumula l'infiammazione) monitorare gli animali in base al peso e alla valutazione comportamentale generale 2-3 volte a settimana.
  3. Consegnare cibo morbido agli animali durante il periodo di follow-up. Svelare il cibo con acqua e metterlo in un petri-piatto sul pavimento della gabbia.

5. Terminazione e analisi dell'esperimento

  1. Una volta completato 42 giorni11 di follow-up , anestesizzare gli animali IP con ketamina/xylazina ad una concentrazione di 106,25 mg/kg di Ketamina, e 75 mg/kg Xylazine (Una soluzione di stock di 42,5 mg/mL Ketamine, e 1,5 mg/mL Xylazine in un volume totale di 2 mL è di 2 mL raccomandata) e preformare lussazione cervicale.
    NOTA: Ci sono diverse opzioni per possibili analisi al fine di valutare l'infiammazione20,21. Qui verrà descritta l'analisi del tessuto mediante micro-TC e la colorazione istologica.
  2. Dopo l'eutanasia, utilizzare forbici chirurgiche e pinze per tagliare parte della mascella compresi i 3 molari (separatamente per ogni controllo trattato lateralmente e non trattato). Utilizzando pinze staccate il più possibile il tessuto molle, lasciando per lo più ossa e denti sul campione.
  3. Risciacquare brevemente il tessuto in PBS, per poi metterlo in paraformaldeide (PFA) 4% (diluito in PBS) per 24-48 ore per la fissazione.
    AVVISO: utilizzare PFA in una cappa chimica e secondo le linee guida MSDS (Material Safety Data Sheet).
  4. Dopo 24-48 ore, risciacquare con PBS 3x per lavare il PFA.
  5. Micro-CT
    1. Per l'analisi micro-CT, portare i tessuti raccolti (parte della mandibola comprendente 3 molari, in dimensioni di circa 4 mm x 5 mmx 1 mm) su uno scanner micro-CT, posizionarli in un tubo di 12 mm di diametro riempito con 1,5 mL di PBS orientato in modo che le superfici buccal o linguali del dente e della radice sono giacisi paralleli alla parte inferiore del tubo. Separare tra i campioni con la spugna e coprire la parte superiore del tubo con pellicola flessibile.
    2. Aprire il pannello di scansione e scegliere il numero di misura. Scegliere il file di controllo con i seguenti parametri: energia di 70 kV, intensità di 114 a e risoluzione della dimensione voxel di 6 m3.
    3. Fare clic sulla vista scoute, quando viene visualizzata l'immagine, fare clic su Linea di riferimento e contrassegnare l'area dei campioni per la scansione. Dopo ogni esempio, fare clic su Aggiungi scansione. Al termine del contrassegno degli esempi, passare all'elenco delle attività e scegliere Avvia attività di interazione.
      NOTA: Gli stessi campioni possono essere successivamente utilizzati per l'istologia. È importante che non si asciughino durante la TAC.
  6. Utilizzare un programma per computer appropriato per l'allineamento e l'analisi micro-CT.
    1. Aprire il campione sul piano XY nella valutazione micro-CT. Scegliere tre punti su ogni campione per l'allineamento:
      La costrizione apicale mesiale - definisce l'origine del sistema di coordinate.
      La parte coronale del canale mesiale - definisce un punto sull'asse .
      La costrizione apicale distale - definisce un punto sul piano X.
    2. Utilizzare lo strumento di misurazione sul pannello di sinistra e disegnare una linea che raggiunge ogni punto. Definire ciascuno dei tre punti in base a un valore X, Y e z, come appare nel pannello di destra.
    3. Definire l'area di interesse per il campione scegliendo l'attività in Valutazione CTe fare clic su Valutazione 3D. Sullo schermo verranno visualizzati un rettangolo e una finestra con le dimensioni per asse. Abbinare le dimensioni del rettangolo per adattarlo all'area di interesse sull'asse XY facendo clic sugli angoli con il pulsante centrale del mouse. Scegliere le quote nell'asse z inserendo il primo numero di sezione di interesse nel quadrato di tipo s in VOI Starte il numero di sezioni dalla prima fino all'ultimo numero di fetta di interesse nel quadrato in Dim.
    4. Fare clic sulle applicazioni in Gestione sessionie scegliere DECterm. Attendere alcuni secondi per l'apertura di una finestra, quindi digitare i cinque passaggi dello script inclinato descritto di seguito in base alle seguenti istruzioni (tra le righe fare clic su Invio):
      Ipl
      isq_to_aim
      obiettivo1
    5. Copiare il nome isq (file di interesse): scegliere viste in Gestione sessioni e fare clic su microCTdata. Trovare il file su cui si sta lavorando e fare clic con il pulsante centrale del mouse sul file. Quindi fare clic di nuovo nella finestra del termine DEC.
    6. Immettere i valori X, Y e z (con uno spazio tra di essi) che sono stati determinati in VOI quando si sceglie la regione di interesse.
    7. Immettere i valori X, Y e z (con uno spazio tra di essi) che sono stati determinati in dim quando si sceglie la regione di interesse.
    8. Attendere fino a ricevere un messaggio: isq per puntare completato.
      (passo II- allineamento):
      allinea z
      obiettivo1
      obiettivo2
    9. Immettere i valori X, Y e z (con uno spazio tra di essi) che sono stati determinati per l'origine del sistema di coordinate.
    10. Immettere i valori X, Y e z (con uno spazio tra di essi) che sono stati determinati per il punto sull'asse z.
    11. Immettete i valori X, Y e z (con uno spazio tra di loro) che sono stati determinati per il punto sul piano X.
    12. Attendere fino alla ricezione di un messaggio: "align_" completato"
      (passaggio III- intestazione):
      Intestazione
      obiettivo2
      0 0 0
      0 0 0
    13. Fare clic su Immetti.
      (passaggio IV- conversione del file dall'obiettivo all'isq ):
      toisq
      obiettivo2
    14. Copiare il nome isq (file di interesse): scegliere viste in Gestione sessioni e fare clic su microCT data. Individuare il file su cui si sta lavorando e fare clic con il pulsante centrale del mouse sul file. Quindi fare clic di nuovo nella finestra del termine DEC. Cancellare (utilizzando "backspace") il ". ISQ" alla fine del file e scrivere:"_new. ISQ" per riconoscere il file allineato.
    15. Fare clic su Immetti immettere.
    16. Attendere la ricezione di un messaggio: "toisq_from_aim completato"
      (passaggio V-flip):
      isq
      un
    17. Copiare il nuovo nome isq (file di interesse): scegliere viste in Gestione sessioni e fare clic su microCT data. Trovare il file su cui si sta lavorando e fare clic con il pulsante centrale del mouse sul file. Quindi fare clic di nuovo nella finestra del termine DEC.
    18. Fare clic su Immetti immettere. Attendi la ricezione del messaggio: "isq_to_aim completato"
      colpetto
      un
      Aa
      Zx
      attendere la ricezione di un messaggio: "flip_aim completato"
      Da
      Aa
    19. Copiare il nuovo nome isq: scegliere le viste in Gestione sessioni e fare clic su dati microCT. Trovare il file su cui si sta lavorando e fare clic con il pulsante centrale del mouse sul file. Quindi fare clic di nuovo nella finestra del termine DEC. Cancellare (utilizzando "backspace") il ". ISQ" alla fine del file e scrivere: "_flip. ISQ" per riconoscere il file allineato.
    20. Attendere la ricezione di un messaggio: "from_aim_to_isq completato"
  7. Contornatura
    1. Scegli la fetta che rappresenta approssimativamente il centro del dente, in cui vengono presentati la polpa coronale, la polpa radicolare di entrambi i canale ed entrambi gli amen apicali.
    2. Segnare manualmente il contorno di interesse sulla fetta centrale facendo clic sul pannello del contorno in alto a sinistra- a partire dal punto distale della radice distale apex segnare coronalmente il bordo apicale coronalmente all'area apicale radiopaque, attraverso il bordo mesial della radice mesial apex seguendo il bordo distale della radice mesile e il bordo mesiale della radice distale attraverso la regione di furcation (vedere la figura 3 II,IV).
    3. Copiate questo contorno (CTRL-C, Ctrl-V) e regolatelo di conseguenza su 5 sezioni posizionate su entrambi i lati della fetta centrale.
    4. Per calcolare il volume tissutale del contorno contrassegnato per ogni campione, scegliere l'attività sotto la valutazione del CTe fare clic su Valutazione 3D. Nella finestra di valutazione 3D fare clic su seleziona vicino all'attività e scegliere un filtro per calcolare il volume del tessuto (TV).
  8. Istologia
    1. Dopo la rimozione dei tessuti dallo scanner micro-CT, decalcificare i tessuti mettendo ogni campione in un tubo di microcentrifuga con 1 mL di acido etilenediaminetraetraetico (EDTA) 0,5 M pH 8,0 per 10 giorni. Cambiare la soluzione EDTA ogni 3 giorni.
    2. Disidratazione: Mettere i campioni in cassette istologiche, e in aumentando le concentrazioni di etanolo, un'ora ciascuno, come segue: 70% etanolo (a questo punto il processo può essere fermato per diverse settimane, fino a quando i campioni sono conservati in etanolo), 90% etanolo 2x, 100% etanolo 2x, xilene 2x (attenzione: utilizzare xilene in un cappuccio chimico e secondo le sue linee guida MSDS).
      1. Trasferire le cassette in paraffina liquida (60 gradi centigradi) e lasciare in cappuccio chimico durante la notte per far evaporare lo xilene.
    3. Blocco: utilizzare una macchina di blocco istologica per incorporare i campioni in paraffina. Fare attenzione a incorporarli in una posizione corretta (cioè, la corona e le radici devono essere orientate parallelamente alla parte inferiore dello stampo, in modo che il dente sia "sdraiato") al fine di ottenere sezioni sagittali. I campioni sono ora pronti per essere tagliati con un microtoma.
    4. Taglio delle sezioni: Iniziare tagliando fette spesse di 20 m fino a raggiungere la parte rilevante del tessuto. Una volta riconosciuta qualsiasi parte del dente (corona o radici) cambiano in sezioni di 6 m, e cambiano l'angolo di taglio secondo la sezione precedente.
      1. Ad esempio, se la sezione precedente includeva la corona ma non le radici, modificare l'angolo del blocco nel microtome in modo che le radici si avvicinino al coltello e la corona torna (le parti del dente possono essere riconosciute con un occhio nudo sul blocco stesso).
      2. Continuare a regolare l'angolo fino ad ottenere sezioni sagittali tra cui polpa coronale e radicolare, e il forame apicale. Tagliare in questo orientamento il maggior numero di fette possibile, fino a quando il tessuto pertinente è tutto tagliato.
    5. Per i protocolli di colorazione (ad esempio, la colorazione Haemotoxylin ed Eosin (H&E), la colorazione Brown & Brenn, la colorazione dell'acido resistente alle tartrate (TRAP), l'immunosofia, vedi20,21.

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Un diagramma di flusso delle fasi sperimentali è presentato nella Figura 1. Come accennato nel protocollo, i topi sono anestesizzati e il loro primo molare mandibolare su un lato viene perforato fino all'esposizione della polpa, mentre il dente contralaterale viene lasciato come un controllo. Successivamente, i denti vengono lasciati essere contaminati dalla flora orale per 42 giorni, durante i quali vengono monitorati e ricevono farmaci antidolorifici. Dopo ...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Un metodo è introdotto qui per l'induzione della parodontite apicale nei topi. L'obiettivo del metodo è quello di sfruttare la condizione di parodontite apicale per studiare i meccanismi e le conseguenze di questo processo infiammatorio. La parodontite apicale è stata indotta in topi di 6-8 settimane, un'età in cui le radici sono completamente sviluppate24. Al fine di causare parodontite apicale in questo modello, la polpa del dente di molari mandibolici di topo è esposta utilizzando ...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli autori non hanno nulla da rivelare

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Vorremmo riconoscere il Dr. Oded Heyman per il suo aiuto con il posizionamento degli animali, Raphael Lieber per l'aiuto con l'analisi micro-CT, e il prof. Vorremmo anche riconoscere il Dr. Sidney Cohen per la lettura critica e l'editing.

Questo lavoro è stato sostenuto da una sovvenzione del Dr. Izador I. Cabakoff Research Endowment Fund a MK e IA, e da una borsa di studio Yitzhak Navon del Ministero della Scienza e della Tecnologia di Israele a EG.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Atipamezolo cloridratoEurovet Animal HealthCAS 104075-48-1
ATRdentsplytecnika
macchina di bloccoLeicaEG1150H
buprenorfinavetmarket163451
microscopio clinico/binoculareOlympusSz61
fresa dentaleKomet dentaleZR8801L 315 008
spatola dentalePremier1003737
EDTAJ.T Baker8993
entelanmercury1.07961
Eosina Y soluzione,SIGMAalcolico HT110116
soluzione di ematossilina, Mayer'sSIGMAMHS 16
ketamina cloridratoVetoquinolCAS 1867-669
Medetomidina cloridrato (cepetor)CP-pharma GmbHCAS 86347-15-1
Mepivacaine HCl 3%TevaCAS 96-88-8
microspazzole - applicatori di precisione regolabiliPARKELLS379
scanner micro-ctscancouCT 40
parafinLeica39602004
PBSSIGMAD8537
PFAEMS15710
Unguento per gli occhi al cloramfenicolo (5%)Rekah pharmaceuticalCAS 56-75-7
pinzetteWAMRef-CT
xilazinaEurovet Animal HealthCAS 7361-61-7
xileneGadotCAS 1330-20-7

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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