Una fistola aortocaval è stata creata perforando l'aorta infra-renale murina attraverso entrambe le pareti nella vena cava inferiore ed è stata seguita dalla creazione di una stenosi nel suo deflusso attraverso la legatura parziale della vena cava inferiore. Questo modello riproducibile può essere utilizzato per studiare la stenosi venosa centrale.
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Articolo metodologico
Modello Murine della Stenosi Venoso Centrale utilizzando Aortocaval Fistula con una stenosi di flusso
In questo articolo
Sommario
Abstract
La stenosi venosa centrale è un'entità importante che contribuisce al fallimento della fistola arteriovenosa (AVF). Un modello MURine AVF è stato modificato per creare una legatura parziale della vena cava inferiore (IVC) nel deflusso della fistola, imitando la stenosi venosa centrale. Vengono introdotti aspetti tecnici di questo modello. L'aorta e l'IVC sono esposti, a seguito di un'incisione addominale. L'aorta infra-renale e l'IVC sono sezionati per il bloccaggio prossimale, e l'aorta distale è esposta per la puntura. L'IVC nel punto medio tra la vena renale sinistra e la biforcazione aortica viene attentamente sezionato per posizionare un sutura sotto l'IVC. Dopo aver bloccato l'aorta e IVC, viene creato un AVF forando l'aorta afra-renale attraverso entrambe le pareti nell'IVC con un ago da 25 G, seguito dalla legatura di un catetere intrave (IV) da 22 G e IVC insieme. Il catetere viene quindi rimosso, creando una stenosi venosa riproducibile senza occlusione. L'aorta e l'IVC sono sbloccati dopo aver confermato l'emostasi primaria. Questo nuovo modello di stenosi venosa centrale è facile da eseguire, riproducibile e faciliterà gli studi sul fallimento dell'AVF.
Introduzione
Le fistole arteriovenose (AVF) sono gli accessi più comuni per l'emodialisi, con una patenza superiore e un'infezione ridotta rispetto ad altri accessi come innesti o cateteri venosi centrali. Tuttavia, fino al 60% di AVF non riesce a maturare1,2,3; una recente revisione sistematica ha riferito che i tassi di patenza primaria a 1 anno erano solo il 60%4. La stenosi lungo il deflusso venoso provoca prevalentemente il fallimento della maturazione AVF5,6. Ci sono alcuni luoghi caratteristici inclini alla stenosi prossima alla fistola: il segmento a oscillazione accostato per la fistola radiocefalica, la regione arcicefalica per la fistola brachiocefalica e la vena centrale per la fistola con precedente Catetere di vena subclaviale ipsilaterale o giugulare interno7,8.
La stenosi venosa centrale è spesso asintomatica in pazienti senza AVF, ma può causare edema ipsilaterale all'estremità da ipertensione venosa e fallimento della maturazione della fistola quando viene sfidata dal flusso di fistola9. La fisiofisiologia della stenosi venosa centrale è probabilmente correlata all'infiammazione e alla cascata di coagulazione attivata dopo il posizionamento del dispositivo. Inoltre, il movimento costante della punta del catetere e l'aumento del flusso dalla fistola possono alterare lo stress da taglio, con conseguente deposizione di piastrine e ispessimento venoso della parete10. Per comprendere i meccanismi di base alla base del fallimento di AVF causato dalla stenosi venosa centrale, è necessario un modello animale che imita la stenosi venosa centrale con un AVF.
Abbiamo stabilito un modello di fistola murina aortocaval che è facile da eseguire e padroneggiare e ricapitola il corso clinico di AVF umano. 11 Abbiamo applicato i concetti e la tecnica di diversi modelli murini precedentemente stabiliti per creare un nuovo modello murine AVF con stenosi venosa. Introduciamo un modello di fistola murinaa-cavalla con una stenosi IVC nella fistola di deflusso che può essere utilizzata per lo studio della stenosi venosa centrale.
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Protocollo
Tutti gli esperimenti sono stati effettuati con l'approvazione del Comitato istituzionale di cura e uso degli animali dell'Università di Yale (IACUC).
1. Anestesia e procedure pre-operative
- Sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici e materiali automatizzando l'autoclaving. Accendere il dispositivo di supporto termico per essere certi che sia caldo (40-42 gradi centigradi).
- Mettere un topo C57BL/6 di 9-11 settimane in una camera di induzione acrilica e anestesizzarlo con 2,5% di isoflurane vaporizzato e 0,8 ossigeno L/min. L'induzione dell'anestesia dura circa 3 min.
- Togliere il mouse dalla camera. Confermare un piano profondo di anestesia da un pizzico di punta, un pizzico per le orecchie e un pizzico di coda. Posizionare il mouse in posizione supina sull'area chirurgica e fornire il 2,5% di isoflurane utilizzando la maschera di silicone. Fornire buprenorfine a 0,1 mg/kg analgesico e applicare unguento oftalmico agli occhi.
- Rimuovere la pelliccia dal lato ventrale del collo all'addome inferiore utilizzando Nair, un'inrimozione dei capelli.
- Pulire e disinfettare il sito chirurgico utilizzando uno scrub a due passaggi con 10% povidone-iodio e 70% isopropanolo. Applicare un drappo chirurgico.
2. Procedure operative
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Esposizione dei siti di morsetto e foratura
- Preparare strumenti sterili e indossare guanti sterili per mantenere la sterilità durante l'intervento chirurgico.
- Fare un'incisione addominale midline profonda della pelle con un bisturi dal livello del bordo inferiore del fegato a appena sopra il pube. Tagliare la muscolatura con le forbici per aprire la cavità addominale.
- Inserire un retrattore nell'addome e tirare fuori le viscere sul lato destro. Tenerli umidi avvolgendo in una garza imbevuta di salina. Recupera la vescica e le vesciche seminali (nei topi maschi) e le tira verso il lato caudale. Dissezionare la mesenteria tra il retto e il retroperitoneo con un supporto micro-aghi per ottenere una visione completa dell'aorta e dell'IVC.
- Disseziona l'aorta infra-renale e l'IVC en bloc dai tessuti retroperitoneici laterali e dorsali circostanti con un supporto micro-aghi per bloccarli insieme.
- Sezionare i tessuti circostanti per esporre il sito di puntura aortica a circa tre quarti della distanza dalla vena renale sinistra alla biforcazione aortica.
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Dissezione iVC
- Il disseta tra l'IVC infrarosso e l'aorta distale immediatamente nella vena renale sinistra. Estendere il dissezione a metà strada tra la vena renale sinistra e la biforcazione aortica, in modo che l'IVC a infrarossi, sia a monte che a valle, possa essere osservato postoperatorio.
NOTA: La dissezione smussata tra l'IVC e l'aorta deve essere eseguita immediatamente dalla distale immediatamente alla vena renale sinistra dove il tessuto connettivo tra l'IVC e l'aorta è relativamente allentato. - Fare una finestra per separare l'IVC dall'aorta a quel livello e sezionare l'IVC dal tessuto circostante. Posizionare un 8-0 sutura monofilamento in poliammide prima sotto l'IVC e l'aorta (Figura 1A), quindi posizionare la sutura sotto solo l'IVC (Figura 1B) tirando l'estremità della sutura attraverso la finestra.
NOTA: Poiché l'IVC è fragile, sezionare lungo l'avventizia è utile per fare una finestra per evitare che l'IVC così come piccoli rami IVC o aortic venga danneggiati. Se si verifica un sanguinamento, è probabile che sia incontrollabile. Se l'IVC ha rami laterali distinti, posizionare un sutura distally ai rami.
- Il disseta tra l'IVC infrarosso e l'aorta distale immediatamente nella vena renale sinistra. Estendere il dissezione a metà strada tra la vena renale sinistra e la biforcazione aortica, in modo che l'IVC a infrarossi, sia a monte che a valle, possa essere osservato postoperatorio.
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Creazione AVF
- Piega un ago da 25 G ad un angolo di 45-60 gradi, in un punto di 4 mm dalla punta dell'ago.
- Bloccare l'aorta afra-renale e IVC applicando una clip microchirurgica.
- Ruotare l'aorta medialmente e caudalmente afferrando il tessuto connettivo che circonda la biforcazione per esporre il sito di puntura dell'aorta allungato leggermente al lato ventrale.
- Tenendo l'aorta in una posizione adatta, forare l'aorta nell'IVC utilizzando l'ago da 25 G preparato (Figura 1C).
- Rilasciare l'aorta e coprire il sito di foratura con il tessuto circostante che si sta acalzando dal lato sinistro dell'aorta. Estrarre l'ago e premere delicatamente il sito di puntura utilizzando un tampone con punta di cotone per l'emostasi.
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Creazione della stenosi IVC
- Posizionare una punta di un catetere da 22 G IV (vedere la Tabella deiMateriali) sull'IVC longitudinalmente. Ligate il catetere IV e IVC insieme a un sutura (Figura 1D), quindi rimuovere il catetere IV.
- Confermare l'emostasi primaria (Figura1E) e quindi sblocco l'aorta e IVC. Coprire il sito di foratura 1 min in più per garantire l'emostasi.
NOTA: Non bloccare troppo a lungo in modo da evitare la distesità trombosi IVC alla stenosi. - Riportare gli organi nelle loro posizioni originali e chiudere l'addome con 6-0 suture.
3. Procedure post-operatorie
- Dopo la chiusura della ferita addominale, interrompere l'inalazione dell'isoflurane. Mettere il mouse in una gabbia individuale senza biancheria da letto e posizionare la gabbia su un dispositivo di supporto termico per prevenire l'ipotermia.
NOTA: Il mouse viene osservato fino a quando non raggiungono e mantengono la recumbency sternale. Applicare cure post-operatorie tra cui analgesia e cura delle ferite in conformità con le raccomandazioni dell'IACUC locale. Per l'analgesia usiamo buprenorfina a 0,1 mg/kg per via intrasmuscolare ogni 12 h per 48 h seguendo le procedure chirurgiche e successivamente, se necessario. - Confermare la papotenza AVF postoperatoria utilizzando l'ecografia Doppler (vedere la Tabella dei Materiali). Inoltre, misurare altre caratteristiche del vaso e del flusso in base alle esigenze.
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Risultati
Topi maschi hanno subito l'operazione di cui sopra per creare sia un AVF e una stenosi IVC. I topi di controllo sono stati sottoposti solo alla laparotomia e alla dissezione dei tessuti che circondano l'IVC, ad esempio, una procedura fittizia, o solo la creazione di una stenosi IVC senza la creazione simultanea di un AVF.
L'IVC è stato osservato con ultrasuoni Doppler il giorno 7 dopo la procedura chirurgica (
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Discussione
Il modello murine AVF è stato utilizzato per studiare i meccanismi di base e gli eventi molecolari che portano alla maturazione AVF13,14. In questo studio, abbiamo modificato un modello AVF murine stabilito per creare un nuovo modello di fistola murina aortocaval con una stenosi IVC nel tratto di deflusso della fistola. Il nostro modello di legatura è simile a diversi modelli murini descritti in precedenza che utilizzano la legatura vascolare. Un modello murino d...
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Dichiarazioni
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Ringraziamenti
Questo lavoro è stato sostenuto dal NATIONAL Institute of Health (NIH) degli Stati Uniti Grant R01-HL128406; il Dipartimento dei Veterani Affari Biomedico Laboratorio di ricerca e sviluppo Programma merito Review Award I01-BX002336; nonché con le risorse e l'uso di strutture presso il VA Connecticut Healthcare System, West Haven, CT.
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Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| testina di scansione 20-60 Mhz | VisualSonics Inc. | RMV-704 | |
| 8-0 Micro sutura sterile, 6 mm (140 &5;), 3/8 cerchio, punto TAP Ago | AROSuture | T06A08N14-13 | monofilamento di poliammide Suture |
| Camera di induzione, 2 litri 3,75 "L x 9,00" P x 3,75 "H | VetEquip | 941444 | |
| Isoflo, liquido di isoflurano | Zoetis | 26675-46-7 | |
| Topi, C57BL / 6J | Il Jackson Laboratorio | 664 | |
| Pet Bed Pad riscaldante a microonde | Snuggle Safe | 6250 | |
| Ago PrecisionGlide 25G | BD | 305122 | |
| Catetere Surflo I.V. 22G | Terumo | SR-OX2225CA | diametro esterno 0,85 mm |
| Morsetto vascolare Strumento | chirurgico Roboz | RS-5424 | |
| Vevo770 Sistema | di imaging ad alta risoluzioneVisualSonics Inc. | 770 |
Riferimenti
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Ristampe e permessi
