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Articolo metodologico

Test ELISA in vitro per valutare la potenza del vaccino contro la rabbia

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DOI:

10.3791/59641

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11 maggio 2020

 , 
1Unit Antiviral Strategies, OIE Reference Laboratories for Rift Valley Fever Virus & Crimean Congo Hemorrhagic Fever Virus, Institut Pasteur, 2Institut Pasteur de Guinée, Conakry

In questo articolo

Sommario

Qui descriviamo un'immunocattura indiretta del panino ELISA per determinare il contenuto di glicoproteina immunogenica nei vaccini sulla rabbia. Questo test utilizza un anticorpo Monoclonal neutralizzante (mAb-D1) riconoscendo i trimer di lecoproteine. È un'alternativa al test NIH in vivo per seguire la coerenza della potenza del vaccino durante la produzione.

Abstract

La crescente preoccupazione globale per il benessere degli animali sta incoraggiando i produttori e i laboratori nazionali di controllo (OMCL) a seguire la strategia 3Rs per la sostituzione, la riduzione e il perfezionamento dei test sugli animali di laboratorio. Lo sviluppo di approcci in vitro è raccomandato a livello dell'OMS e dell'Europa come alternative al test NIH per valutare la potenza del vaccino della rabbia. Sulla superficie della particella del virus della rabbia (RABV), i trimer di glicoproteina costituiscono il principale immunogeno per indurre gli anticorpi neutralizzanti virali (VNAbs). Un test ELISA, in cui neutralizzare gli anticorpi monoclonali (mAb-D1) riconosce la forma trimerica della glicoproteina, è stato sviluppato per determinare il contenuto della glicoproteina trimeric piegata nativa insieme alla produzione dei lotti di vaccino. Questo test di potenza in vitro ha dimostrato una buona concordanza con il test NIH ed è stato trovato adatto in sperimentazioni collaborative da parte dei produttori di vaccini RABV e oMCL. L'evitare l'uso degli animali è un obiettivo realizzabile nel prossimo futuro.

Il metodo presentato si basa su un'immunocattura indiretta del sandwich ELISA utilizzando l'mAb-D1 che riconosce i siti antigenici III (aa 330 a 338) della glicoproteina trimovina RABV, cioè l'antigene rabV immunogenico. mAb-D1 viene utilizzato sia per il rivestimento che per il rilevamento dei trimer glicoproteici presenti nel lotto di vaccino. Poiché l'epitopo è riconosciuto a causa delle sue proprietà conformazionali, la glicoproteina potenzialmente denaturata (meno immunogenica) non può essere catturata e rilevata dal mAb-D1. Il vaccino da testare viene incubato in una piastra sensibilizzata con il mAb-D1. Le glicoproteine RABV trimeric legate vengono identificate aggiungendo nuovamente il mAb-D1, etichettato con perossidasi e poi rivelato in presenza di substrato e cromogeno. Il confronto dell'assorbimento misurato per il vaccino testato e il vaccino di riferimento consente la determinazione del contenuto di glicoproteina immunogenica.

Introduzione

Da più di 50 anni, il test NIH1 viene utilizzato come metodo gold standard per valutare la potenza del vaccino antirabbico prima del rilascio del lotto. Questo test consiste in un'immunizzazione intraperitale di gruppi di topi con il vaccino da testare seguita da una sfida intra-cerebrale (IC) 14 giorni dopo con il ceppo del virus della rabbia (RABV) Challenge Virus Standard (CVS). La potenza viene valutata dalla percentuale di topi che sopravvivono alla sfida IC. Sebbene l'OMS2 e la Pharmacopeia3 europea richiedano ancora il test NIH per valutare la potenza del vaccino, questo test subisce diversi ostacoli: i risultati sono altamente variabili4; il RABV infettivo viene utilizzato durante la sfida e ciò richiede sia abilità tecniche che severe misure di biosicurezza; viene utilizzato un gran numero di animali, e la gravità della sfida solleva gravi preoccupazioni etiche5. È stata sviluppata una variazione meno grave di questo test: due settimane dopo l'immunizzazione intra-peritoneale, i topi non sono sfidati da IC, ma sanguinano e testati per la presenza di specifici anticorpi di neutralizzazione RABV (VNAbs) nel loro siero utilizzando un test di neutralizzazione in vitro. Tuttavia, questo test richiede ancora di sacrificare un gran numero di topi di laboratorio, anche se è già in uso per i vaccini veterinari6,7 ed è stato considerato per i vaccini umani8.

Al momento, sia l'International9 che l'European10 raccomandazioni incoraggiano i produttori e i laboratori nazionali di controllo (Official Medicine Control Laboratories - OMCLs) ad attuare la sostituzione, la riduzione e il perfezionamento dei test sugli animali di laboratorio, indicati come strategia 3R. La direttiva europea 2010/63/EU (in vigore dal 2013/01/01) relativa alla protezione e al benessere degli animali ha inoltre rafforzato i vincoli per i produttori e i laboratori di vaccini coinvolti nel controllo della qualità dei vaccini sulla rabbia e nella ricerca sulla rabbia11. Di conseguenza, lo sviluppo, la convalida e l'uso di approcci alternativi in vitro sono diventati una priorità. Questi non sono solo eticamente sani, ma possono anche ridurre i costi di test in batch e ridurre il tempo per i risultati a ore invece di settimane3.

Sulla superficie della particella RABV, la glicoproteina adotta una forma trimrica12,13,14,15,16. Nel vaccino antirabbico, questa forma trimeric autoctona costituisce il principale immunogeno che induce VNAbs17 mentre le lecoproteine monomeriche, solubili o denaturesono scarsamente immunogeniche18,19. Pertanto, la conservazione dei trimer della glicoproteina lungo il processo di produzione del vaccino è un buon indicatore per la conservazione di un potenziale immunogenico ottimale. Diversi metodi immunochimici, come il test anticorpo-legante20,21, il test di immunodiffusione singola radiale (SRD)22 e il test ELISA23,24,25,26,27 sono raccomandati dalla relazione tecnica dell'OMS Serie2 e dalla monografia europea3 per quantificare il contenuto dell'antigene nei vaccini antirabbii. Questi sono utilizzati dai produttori per monitorare la consistenza della produzione di vaccini e dall'OMCL per valutare la formulazione coerente di lotti di vaccini umani28, anche se il test NIH è ancora considerato per la potenza.

Tuttavia, tutti questi metodi immunochimici non sono equivalenti. Il test SRD richiede un pretrattamento che può alterare i trimer a membrana ancorati e provocare una forma solubile o denaturata della glicoproteina22,29. Pertanto, la SRD non è molto efficiente nel discriminare tra le glicoproteine immunogeniche e non immunogeniche con conseguente valutazione imperfetta dell'immunogenicità di un lotto di vaccino. Al contrario, il test ELISA è più sensibile22, conserva la struttura nativa della glicoproteina ed è più appropriato per determinare il contenuto dei trimernativi piegati nativamente di glicoproteina. Il test ELISA può utilizzare anticorpi anticlonali monoclonali di coniglio o murini monoclonali purificati o concentrati con solfato di ammonio. Gli studi hanno dimostrato una buona concordanza tra il test NIH e il contenuto di antigene valutato da ELISA nei vaccini e hanno concluso che i metodi ELISA sono adatti per il test di potenza in vitro. Questo sostiene che i test ELISA potrebbero almeno integrare o addirittura sostituire il test NIH4,26,27,30,31,32,33. Oggi, la Farmacocottoeia europea raccomanda l'uso di saggi sierologici o immunochimici convalidati come alternative al test NIH3 . La completa prevenzione dell'uso animale per la potenza vaccinale è diventata una prospettiva realistica.

Il metodo presentato di seguito si basa su un immunocattura sandwich ELISA indiretto utilizzando un clone anticorpo monoclonale del topo (mAb-D1) che riconosce i siti antigenici III (aa 330 a 338) della glicoproteina trimerica RABV15,34. Questo metodo è stato sviluppato inizialmente presso l'Institut Pasteur26,30 poi ottimizzato e convalidato dal laboratorio Agence Nationale de Sécurité du Médicament et des produits de santé (ANSM), cioè il francese OMCL4,33. Il mAb-D1 viene utilizzato sia per sensibilizzare la piastra che successivamente per rilevare l'antigene catturato. Ciò consente la quantificazione specifica dei trimer glicoproteici, cioè l'antigene rabV immunogenico. Il mAb-D1 utilizzato per il rilevamento è etichettato con perossidasi, che si rivela in presenza del substrato e del cromogeno. Il confronto dell'assorbimento misurato per il vaccino testato e il vaccino di riferimento consente la determinazione del contenuto di glicoproteina immunogenica. È di nota che lo stesso tipo di saggio può essere applicato a diversi mAbs riconoscendo diversi siti antigenici della glicoproteina RABV35. Il metodo per ottenere e purificare o concentrarsi con anticorpo anti-glicoproteina policlonale immunoglobuline G (IgG) o globuline mureali monoclonali sono stati ampiamente descritti in precedenza36 insieme al metodo per coniugare anticorpi con perossidasi37.

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Protocollo

1. Precauzioni di sicurezza

NOTA: questo metodo è applicabile sia al RABV vivo che al vaccino inattivato.

  1. Utilizzare le buone procedure di pratica e sicurezza di laboratorio.
  2. Indossare attrezzature di protezione personale (PPE) adeguate, tra cui cappotto usa e getta, guanti, maschera, occhiali, ecc.
  3. Quando il virus vivo è titolato, utilizzare un mobile di sicurezza biologica di classe II.
    1. Considerare qualsiasi materiale a contatto con i campioni (reagenti, soluzioni di lavaggio, ecc.) come materiale infettivo.
    2. Trattare il materiale contaminato immergendosi nella soluzione di candeggina (2,5% di ipocloreto di sodio) per 30 min per la decontaminazione.
  4. Maneggiare le sostanze chimiche in conformità con la Buona Pratica di Laboratorio.

2. Preparazione

  1. Se possibile, utilizzare reagenti di grado analitico.
  2. Preparare nuove soluzioni del buffer di rivestimento/carbonato, buffer di passività, buffer diluente e citrato (Tabella 1), filtrare attraverso 0,45 o 0,22 filtri e conservare a 4 gradi centigradi per un giorno prima dell'uso per preservare la loro purezza analitica.
  3. Lasciare che i reagenti raggiungano la temperatura ambiente (da 18 a 25 gradi centigradi) a 30 minuti prima dell'uso e omogeneizzare mescolando delicatamente prima dell'uso.

3. Sensibilizzazione a micropiastra

NOTA: Utilizzare 96 lastre di immunospione di adsortion, ottimizzate per legare elevate quantità di Immunoglobuline (ad esempio, vedere Tabella dei materiali).

  1. Ad ogni pozzo, aggiungere 200 luna dell'anticorpo monoclonale (mAb-D1) diluito nel buffer carbonato.
    NOTA: È stata determinata sperimentalmente una concentrazione ottimale di circa 1 g/mL e corrisponde ad una diluizione approssimativa di 1/2000 del mAb-D1 purificato. Questa concentrazione raccomandata è indicata per ogni lotto mAb-D1 e deve essere periodicamente verificata con il controllo positivo.
  2. Coprire la piastra con una pellicola adesiva e incubare la micropiastra per 3 h a 37 gradi centigradi in un'atmosfera umidizzata.
  3. Aspirare con attenzione e trasferire il contenuto del pozzo in un destinatario contenente 2,5% soluzione di ipoclore di sodio.
  4. Invertire la micropiastra e lasciarla asciugare su una carta adsorbente a temperatura ambiente per 5 min.

4. Passività micropiastra

  1. Ad ogni pozzo, aggiungere 300 L del buffer di passività.
  2. Coprire la piastra con una pellicola adesiva e incubare per 30 min a 37 gradi centigradi.
  3. Aspirare con attenzione e trasferire il contenuto del pozzo in un destinatario contenente 2,5% soluzione di ipoclore di sodio.
  4. Invertire la micropiastra e lasciarla asciugare su una carta adsorbente a temperatura ambiente per 1 min.
    NOTA: La micropiastra può essere immediatamente utilizzata o conservata sigillata a -20 gradi centigradi per un massimo di 3 mesi fino all'uso.

5. Asdetto ELISA

NOTA: per stabilire la curva di controllo del vaccino di riferimento, il passaggio 5.3 non è necessario; per sottraere il vaccino testato sono necessari tutti i passi da 5.1 a 5.6.

  1. Lavaggio della micropiastra sensibilizzata
    1. Ad ogni pozzo, aggiungere 300 l del tampone di lavaggio.
    2. Aspirare con attenzione e trasferire il contenuto del pozzo in un destinatario contenente 2,5% soluzione di ipoclore di sodio.
    3. Ripetere i passaggi 5.1.1 e 5.1.2 altre cinque volte per lavare ampiamente la piastra sensibilizzata.
    4. Invertire la micropiastra e lasciarla asciugare su una carta adsorbente a temperatura ambiente per 1 min.
  2. Diluizioni del vaccino di riferimento per la curva di controllo
    1. Ricostituire il vaccino di riferimento (antigene di convalida Lotto 09) in 1 mL di acqua distillata corrispondente a una concentrazione di 10 g/mL di glicoproteina del virus della rabbia.
    2. Preparare una diluizione di dieci volte del vaccino di riferimento ricostituito nel diluente per raggiungere 1 g/mL di glicoproteina del virus della rabbia.
    3. Preparare 6 diluizioni seriali di questo vaccino di riferimento nel diluente, come indicato nella tabella 1.
    4. Distribuire 200 l del diluente in duplicato (pozzi 1H/2H) per fungere da controllo vuoto.
    5. Distribuire in duplicato 200 l per pozzo di ogni vaccino di riferimento (pozzi da G1/G2 ad A1/A2).
  3. Diluizioni del vaccino testato per la sua titolazione
    1. Preparare una diluizione di dieci volte del vaccino testato nel diluente.
    2. Preparare 7 diluizioni seriali bilio del vaccino testato in diluente, come indicato nella tabella 2.
    3. Distribuire 200 l per pozzo di ogni diluizione del vaccino testata in duplicati (pozzi da H3/H4 ad A3/A4).
  4. Incubazione/lavaggio della piastra ELISA
    1. Coprire la micropiastra con una pellicola adesiva e incubare per 1 h a 37 .
    2. Rimuovere la pellicola, aspirare con attenzione e trasferire il contenuto di ogni pozzo in un destinatario contenente 2,5% soluzione di ipoclorite di sodio.
    3. Ad ogni pozzo aggiungere 300 l di tampone di lavaggio.
    4. Aspirare con attenzione e trasferire il contenuto di ogni bene in un destinatario contenente 2,5% soluzione di ipoclore di sodio.
    5. Ripetere i passaggi 5.4.3 e 5.4.4 cinque volte per rimuovere l'antigene non legato e conservare i trimer di proteine G legati all'anticorpo rivestito (mAb D1).
    6. Invertire la micropiastra e lasciarla asciugare su una carta adsorbente a temperatura ambiente per 1 min.
  5. Legame della perossidasi coniugata mAb-D1
    1. Distribuire in diluente 200 l per pozzo della diluizione raccomandata (1/2000) di mAb-D1 con etichetta perossidase (concentrazione approssimativa di 1 g/mL). Una concentrazione raccomandata è indicata per ogni lotto mAb-D1 e deve essere periodicamente verificata con il controllo positivo.
    2. Coprire la micropiastra con una pellicola adesiva e incubare per 1 h a 37 .
    3. Rimuovere la pellicola, aspirare con attenzione e trasferire il contenuto di ogni pozzo in un destinatario contenente 2,5% soluzione di ipoclorite di sodio.
    4. Aggiungere ad ogni pozzo, 300 litri del tampone di lavaggio.
    5. Aspirare con attenzione e trasferire il contenuto di ogni bene in un destinatario contenente 2,5% soluzione di ipoclore di sodio.
    6. Ripetere i passaggi 5.5.4 e 5.5.5 cinque volte per rimuovere l'anticorpo con etichetta perossidase non associato (mAb D1).
    7. Invertire la micropiastra e lasciarla asciugare su una carta adsorbente a temperatura ambiente per 1 min.
  6. Rivelazione con un substrato-cromogeno
    1. Distribuire 200 l per po di soluzione substrato-cromogeno.
    2. Sigillare la micropiastra con una pellicola e incubare al buio a temperatura ambiente per 30 min. Un colore giallo-arancio sviluppa l'intensità di cui è proporzionale alla quantità di anticorpo con etichetta perossidase (mAb D1) legato.
    3. Interrompere la reazione aggiungendo 50 l di soluzione di arresto per bene.
    4. Pulire con attenzione il fondo della micropiastra e posizionarlo in uno spettrofotometro per determinare la densità ottica (OD) a 492 nm di tutti i pozzi utilizzati: controllo negativo (vuoto), vaccino di riferimento e vaccino testato.
    5. Raccogliere dati OD come formato di file .xls o .xlsx per l'analisi.
  7. Disegnare la curva del vaccino di riferimento, il contenuto di glicoproteina trimeric, in funzione della densità ottica (492 nm)
    1. Calcolare l'OD medio a 492 nm per ogni duplicato nelle diverse diluizioni del vaccino di riferimento (pozzi da G1/G2 ad A1/A2 nella tabella 2)
    2. Sottrarre la media OD del vuoto (pozzi, H1/H2 nella tabella 2) da ogni OD media calcolata.
    3. Tracciare i valori OD risultanti sull'asse verticale (scala lineare) e la concentrazione corrispondente in trimer glicoproteine (ng/mL) sull'asse orizzontale (scala logaritmica).
    4. Disegnare la curva di riferimento unendo i punti (Figura 1).

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Risultati

Nell'esempio seguente viene utilizzato il vaccino di riferimento Lot 09, costituito da particelle di virus della rabbia inattivate purificate (ceppo vaccino fotovoltaico). Il contenuto di tagliatrici di glicoproteine (10 g/mL) in questo è stato stabilito dopo la determinazione della quantità totale di proteine virali (test BCA) e la valutazione della percentuale della glicoproteina da sDS-poliacritilmide gel elettroforesi. In alternativa, può essere utilizzato un vaccino di riferimento ca...

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Discussione

L'epitopo riconosciuto dal mAb-D1 si trova nel sito antigenico III della glicoproteina RABV che non è solo immuno-dominante per l'induzione di VNAbs, ma anche coinvolto nella neurovirulenza, patogenicità40,41 e riconoscimento del recettore42. C'è un altro importante sito antigenico lungo la glicoproteina, sito II43, contro il quale diversi MAbs sono stati isolati come mAb-WI-111235. Questi po...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

La dott.ssa Sylvie Morgeaux e il Dr. Jean-Michel Chapsal devono essere riconosciuti per la loro partecipazione chiave per stabilire il test ELISA sui lotti di vaccino e per organizzare workshop internazionali e studi collaborativi. Ringraziamo Sabrina Kali per la lettura critica del manoscritto. Il Dr. Pierre Perrin era responsabile dell'isolamento e della caratterizzazione di mAb-D1. Questo lavoro è stato principalmente sostenuto dai finanziamenti dell'Institut Pasteur.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Cabina di sicurezza biologica di classe IIThermoFisher Scientific10445753se titolante virus vivi
Piastre immuno non sterili a fondo piatto trasparenti a 96 pozzetti, 400 e micro; L, MAXISORPThermoFisher Scientific439454ottimo per legarsi all'anticorpo caricato
Equip Labo Cappa da laboratorio in polipropileneThermoFisher Scientific12576606per la preparazione di acido solforico
Piastra immunologica Strong
Adsorbimento MAXISORP Flat Bottom
Well F96		Dutscher55303ottimo per legarsi all'anticorpo caricato
Sigillatura della micropiastra Nastro adesivo (100 fogli)ThermoFisher Scientific15036
Lettore monomodale per micropiastre SunriseTECAN
Agitatore-incubatore per micropiastreDutscher441504
Lavapiastre WellwashThermoFisher Scientific5165000
Pipetta multicanale (30-300 &; L) PipetteThermoFisher Scientific4661180N
(Kit 2 : Pipette Finnpipette F2 0,2-2 μ L micro, 2-20 μ L, 20-200 μ L & 100-1000 μ L)4700880Scientifico ThermoFisher
monocanale a 12 canali

Riferimenti

  1. Seligmann, E. B. The NIH test for potency. Laboratory Techniques in Rabies. , 3rd Edition, WHO Geneva. 279-286 (1973).
  2. Annex 2. Recommendations for inactivated rabies vaccine for human use produced in cell substrates and embryonated eggs. WHO Technical Report Series. 941, WHO Geneva. 83-132 (2007).
  3. Rabies vaccine for human use prepared in cell cultures. European Pharmacopoeia. , (2008).
  4. Gibert, R., Alberti, M., Poirier, B., Jallet, C., Tordo, N., Morgeaux, S. A relevant in vitro ELISA test in alternative to the in vivo NIH test for human rabies vaccine batch release. Vaccine. 31, 6022-6029 (2013).
  5. Stokes, W., et al. Report on the international workshop on alternative methods for human and veterinary rabies vaccine testing: state of the science and planning the way forward. Biologicals. 40 (5), 369-381 (2012).
  6. Krämer, B., Bruckner, L., Daas, A., Milne, C. Collaborative study for validation of a serological potency assay for rabies vaccine (inactivated) for veterinary use. Pharmeuropa Bio & Scientific Notes. 2, 37-55 (2010).
  7. Krämer, B., Kamphuis, E., Hanschmann, K. M., Milne, C., Daas, A., Duchow, K. A multi-dose serological assay suitable to quantify the potency of inactivated rabies vaccines for veterinary use. Biologicals. 41, 400-406 (2013).
  8. Fitzgerald, E. A., Gallagher, M., Hunter, W. S., Seligmann, E. B. Jr Use of the antibody assay in immunized mice for the determination of rabies vaccine potency. Developments in Biological Standardization. 40, 183-186 (1978).
  9. Brown, F., Cussler, K., Hendriksen, C. WHO activities towards the three Rs in the development and control of biological products. Replacement, reduction and refinement of animal experiments in the development and control of biological products. , Karger. 31-39 (1996).
  10. Behr-Gross, M. E., Spieser, J. M. Contributions of the European OMCL Network and Biological Standardisation Programme to animal Welfare. ALTEX-Alternatives to Animal Experimentation. 23, 21-28 (2006).
  11. Directive 2010/63/EU of the European Parliament and the Council of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes. Official Journal of European Union. L276, 33-79 (2010).
  12. Whitt, M. A., Buonocore, L., Prehaud, C., Rose, J. K. Membrane fusion activity, oligomerization and assembly of the rabies virus glycoprotein. Virology. 185 (2), 681-688 (1991).
  13. Gaudin, Y., Ruigrok, R. W., Tuffereau, C., Knossow, M., Flamand, A. Rabies virus glycoprotein is a trimer. Virology. 187, 627-632 (1992).
  14. Roche, S., Gaudin, Y. Characterization of the equilibrium between the native and fusion-inactive conformation of rabies virus glycoprotein indicates that the fusion complex is made of several trimers. Virology. 297 (1), 128-135 (2002).
  15. Desmézières, E., Maillard, A. P., Gaudin, Y., Tordo, N., Perrin, P. Differential stability and fusion activity of Lyssavirus glycoprotein trimers. Virus Research. 91 (2), 181-187 (2003).
  16. Koraka, P., et al. A recombinant rabies vaccine expressing the trimeric form of the glycoprotein confers enhanced immunogenicity and protection in outbred mice. Vaccine. 32 (36), 4644-4650 (2014).
  17. Wiktor, T., Gyorgy, E., Schlumberger, D., Sokol, F., Koprowski, H. Antigenic properties of rabies virus components. Journal of Immunology. 110, 269-276 (1973).
  18. Gamoh, K., Senda, M., Itoh, O., Muramatsu, M., Hirayama, N., Koike, R., et al. Use of ELISA for in vitro potency test of rabies vaccines for animal use. Biologicals. 24, 95-101 (1996).
  19. Dietzschold, B., Wiktor, T., Wunner, W., Varrichio, A. Chemical and immunological analysis of the rabies soluble glycoprotein. Virology. 124, 330-337 (1983).
  20. Fitzgerald, E., Green, O., Seligmann, E. Rabies vaccine potency testing: a comparison between the antibody-binding test and the NIH test. Symposia Series in Immunobiological Standard. 21, 300-307 (1974).
  21. Barth, R., Groβ-Albenhausen, E., Jaeger, O., Milcke, L. The antibody-binding test, a useful method for quantitative determination of inactivated rabies virus antigen. Journal of Biological Standardization. 9, 81-89 (1981).
  22. Ferguson, M., Schild, G. A single-radial-immunodiffusion technique for the assay of rabies glycoprotein antigen: application for the potency tests of vaccines against rabies. Journal of General Virology. 59, 197-201 (1982).
  23. Atanasiu, P., Perrin, P., Delagneau, J. F. Use of an enzyme immunoassay with protein A for rabies antigen and antibody determination. Developments in Biological Standardization. 46, 207-215 (1980).
  24. van der Marel, P., van Wezel, A. Quantitative determination of rabies antigen by ELISA. Developments in Biological Standardization. 50, 267-275 (1981).
  25. Adamovicz, P., Aguillon, F., David, A., Le Fur, R., Mazert, M. C., Perrin, P., et al. The use of various immunochemical, biochemical and biological methods for the analysis of rabies virus production in tissue cultures. Developments in Biological Standardization. 55, 191-197 (1984).
  26. Lafon, M., Perrin, P., Versmisse, P., Sureau, P. Use of monoclonal antibody for quantification of rabies vaccine glycoprotein by enzyme immunoassay. Journal of Biological Standardization. 13, 295-301 (1985).
  27. Thraenhart, O., Ramakrishnan, K. Standardization of an enzyme immunoassay for the in vitro potency assay of inactivated tissue culture rabies vaccines: determination of the rabies virus glycoprotein with polyclonal antisera. Journal of Biological Standardization. 17, 291-309 (1989).
  28. Council of Europe. Official Authority Batch release of Rabies vaccines Guideline. , PA/PH/OMCL (11) 173 DEF (2019).
  29. Ferguson, M., Seagroatt, V., Schild, G. A collaborative study on the use of single radial immunodiffusion for the assay of rabies virus glycoprotein. Developments in Biological Standards. 12, 283-294 (1984).
  30. Perrin, P., Morgeaux, S., Sureau, P. In vitro rabies vaccine potency appraisal by ELISA: advantages of the immunocapture method with a neutralizing anti-glycoprotein monoclonal antibody. Biologicals. 18, 321-330 (1990).
  31. Rooijakkers, E. J., Uittenbogaard, J. P., Groen, J., Osterhaus, A. D. Rabies vaccine potency control: comparison of ELISA systems for antigenicity testing. Journal of Virological Methods. 58, 111-119 (1996).
  32. Rooijakkers, E. J., Uittenbogaard, J. P., Groen, J., van Herwijnen, J., Osterhaus, A. D. Development and evaluation of alternative testing methods for the in vivo NIH potency test used for the quality control of inactivated rabies vaccines. Brown, F., Cussler, K., Hendriksen, C. , Karger. 137-145 (1996).
  33. Fournier-Caruana, J., et al. Inactivated rabies vaccine control and release: use of an ELISA method. Biologicals. 31, 9-16 (2003).
  34. Sissoëff, L., Mousli, M., England, P., Tuffereau, C. Stable trimerization of recombinant rabies virus glycoprotein ectodomain is required for interaction with the p75NTR receptor. Journal of General Virology. 86, 2543-2552 (2005).
  35. Morgeaux, S., et al. Replacement of in vivo human rabies vaccine potency testing by in vitro glycoprotein quantification using ELISA - Results of an international collaborative study. Vaccine. 35 (6), 966-971 (2017).
  36. Lafon, M. Techniques for the production, screening and characterisation of monoclonal antibodies. Laboratory techniques in rabies, 4th Edition. Meslin, F. X., Kaplan, M. N., Kopowski, H. , WHO. Geneva. 133-144 (1996).
  37. Perrin, P. Techniques for the preparation of rabies confugates. Laboratory techniques in rabies, 4th Edition. Meslin, F. X., Kaplan, M. N., Kopowski, H. , WHO. Geneva. 433-444 (1996).
  38. Barth, R., Diderrich, G., Weinmann, E. NIH test, a problematic method for testing potency of inactivated rabies vaccine. Vaccine. 6, 369-377 (1988).
  39. Jallet, C., et al. Chimeric lyssavirus glycoproteins with increased immunological potential. Journal of Virology. 73, 225-233 (1999).
  40. Dietzschold, B., et al. Characterization of an antigenic determinant of the glycoprotein that correlates with pathogenicity of rabies virus. Proceedings of the National Academy of Science U.S.A. 80, 70-74 (1983).
  41. Seif, L., Coulon, P., Rollin, P., Flamand, A. Rabies virulence: effect on pathogenicity and sequence characterization of rabies virus mutations affecting antigenic site III of the glycoprotein. Journal of Virology. 53, 926-934 (1985).
  42. Lafon, M. Rabies virus receptors. Journal of Neurovirology. 11, 82-87 (2005).
  43. Benmansour, A., Leblois, H., Coulon, P., Tuffereau, C., Gaudin, Y., Flamand, Y., Lafay, A. Antigenicity of the rabies virus glycoprotein. Journal of Virology. 65, 4198-4203 (1991).
  44. Rabies Vaccine Workshop Summary. , http://ntp.niehs.nih.gov/iccvam/meetings/rabiesvaccwksp-2011/rabiesvaccinewkspsumm-30nov11.pdf (2011).
  45. De Mattia, F., et al. The Vaccines Consistency Approach Project: an EPAA initiative. Pharmeuropa Bio & Scientific Notes. 2015, 30-56 (2015).

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