Un approccio chirurgico rivisto per indurre idramici endolymphatic in Guinea Pig

Sommario

Questo articolo dimostra un approccio extradurale per annientare il sacco endolofico della cavia e ferire il condotto endolintico con un plettro fine al fine di indurre idrami sperimentali endomphatic.

Abstract

Gli idramici endolofili sono un allargamento dei supporti scalatici che è più spesso associato alla malattia di Meniere, anche se i meccanismi di fitofisiologia rimangono poco chiari. Al fine di studiare adeguatamente gli attributi degli idramici endolizzatici, come le origini della perdita dell'udito a bassa frequenza, è necessario un modello affidabile. La cavia è un buon modello perché sente nelle regioni a bassa frequenza che sono putatively colpite da idramici. Ricerche precedenti hanno dimostrato che gli idropi endolofilici possono essere indotti chirurgicamente attraverso approcci intradurali o extradottici che comportano la perforazione sul condotto endolinofico e sul sacco. Tuttavia, non si sa se fosse possibile creare un modello di idrapiliadico utilizzando un approccio extradurale che evitava pericolose perforazioni sul condotto endolittico e sul sac. L'obiettivo di questo studio era dimostrare un approccio extradurale rivisto per indurre idropi endolincici sperimentali a 30 giorni post-operatori, cancellando il sacco endolinctico e ferendo il condotto endolintico con un plettro fine. La dimensione del campione era composta da sette cavie. Sono state effettuate misurazioni funzionali dell'udito e sono state successivamente raccolte le ossa temporali per l'analisi istologica. L'approccio ha avuto un tasso di successo dell'86% nel raggiungere idropi endollymphatic. Il rischio di perdita di liquido cerebrospinale era minimo. Nel campione non si sono verificati decessi perioperatori i feriti o le lesioni al canale semicircolare posteriore. Il metodo presentato dimostra un modo sicuro e affidabile per indurre idropi endolofici ad un punto temporale relativamente rapido di 30 giorni. Le implicazioni cliniche sono che il metodo presentato fornisce un modello affidabile per esplorare ulteriormente le origini della perdita dell'udito a bassa frequenza che possono essere associati idropici endolinfatici.

Introduzione

Gli idropi endolofilici sono un allargamento dei media scala. La presenza di idropi endolofilici può essere misurata utilizzando l'area trasversale dei supporti scalari. Si pensa che gli idramici endolofici clinici possano essere associati alla perdita dell'udito neurosensoriale a bassa frequenza, come quella osservata nella malattia di Meniere. Ma l'origine o le sono le origini dell'ipoacusia rimangono poco chiare. Per studiare adeguatamente le origini della perdita dell'udito a bassa frequenza associata agli idramici endolinfatici, è necessario un modello affidabile.

Nel 1965, Kimura e Schuknecht descrissero come indurre idropi endolofici nella cavia usando un approccio intradurale¹. La loro tecnica prevedeva l'utilizzo di un approccio fossa cranico posteriore per accedere all'opercolo e alla fossa subarcuate. I passaggi hanno comportato l'incisione della dura, la ritrazione del cervelletto con una soluzione Ringer imbevuta di cotone e la perforazione attraverso il condotto endolizzico e la parte intermedia del sacco endolintico. La cera ossea è stata poi posta nell'opercolo per separare il condotto endolofico dal sacco endolfatico. Il difetto craniotomia è stato chiuso mettendo polvere di gelatina assorbibile (ad esempio, Gelfoam) e riapperificando i muscoli sovrastanti. Prove istologiche di idropi endolinfatici sono state costantemente trovate nei giorni post-operatori 1, 3, 7, 14, 21 e 30, dimostrando che l'approccio intradurale era un metodo affidabile per indurre idropi endolinfatici itologici. Utilizzando lo stesso approccio intradurale di Kimura e Schuknecht, ma con diversi tempi, Salt e DeMott hanno confermato che i supporti scala nel secondo turno della coclea sono stati significativamente ingranditi al giorno 4 e oltre². Mentre l'effettiva morbilità di indurre una perdita di liquido cerebrospinale (CSF) utilizzando Kimura e l'approccio intradurale di Schuknecht non è stata riportata nello studio originale, la presenza di una perdita di CSF potrebbe aumentare il rischio di meningite. È stato suggerito che la perdita di CSF potrebbe portare ad un deflusso di perilymph, con conseguente espansione temporanea simultanea del volume endolinizzatore nel porcellino d'India³. Un approccio extradurale per indurre idramici endolinatici sarebbe un'opzione più sicura.

Nel 1989, Andrews e Bohmer hanno descritto due approcci chirurgici extraassiali per raggiungere il sacco endolymphatic e il condotto, attraverso un approccio centrale alla fossa cranica o un approccio cranico posteriore, per annientare il sacco endolofico⁴. Hanno descritto la rimozione dell'opercolo con un trapano di diamante, e poi la perforazione fuori dalla parte intermedia del sacco endolintico o utilizzando un plettro fine per interrompere il sacco endolittico e il condotto. Nel 1993, Lee, Wright e Meyerhoff descrissero un approccio simile, che includeva la perforazione attraverso il sacco endolofico e il condotto, ma differiva in quanto allo stesso tempo ostruivano l'acquedotto cocleare⁵. Hanno dimostrato la presenza di idropi endolinfatici, come valutato tramite istologia, a quattro settimane dopo aver cancellato il sacco endolittico e ostacolato l'acquedotto cocleare. Megerian et al. è stato il primo a pubblicare un video dimostrando un'annientamento extradurale del sacco e del condotto endolittico che prevedeva la perforazione direttamente sulla porzione mediale dell'operculum per entrare nel sacco endolittico e del condotto⁶. Hanno dimostrato prove istologiche di idropi endolinfatici in una cavia sacrificata a 28 settimane dopo l'intervento chirurgico, così come la perdita dell'udito nella regione a¹⁶kHz 6 . Non si sa se fosse possibile indurre idratico endolittico e perdita dell'udito a bassa frequenza da un momento all'altro utilizzando approcci extramotiviali.

L'obiettivo generale di questa relazione è dimostrare un approccio extradurale per indurre idropi endolincici sperimentali a 30 giorni post-operatori, cancellando il sacco endolofico e ferendo il condotto endolofico con un piccone fine. La logica alla base dell'uso di questa tecnica è il vantaggio di evitare la necessità di perforare sull'osso temporale pettoso, eliminando così il rischio di ferire accidentalmente la dura e causando una perdita di CSF, mitigando la possibilità di ferire il canale semicircolare posteriore e riducendo il rischio di lesioni al sinus sigmoide.

Protocollo

Tutte le procedure elencate immediatamente di seguito nella sezione Protocollo sono state condotte come descritto nei protocolli approvati dalla Washington University nel Comitato per la cura e l'uso degli animali istituzionali di St. Louis.

1. Induzione anestetica e monitoraggio dei segni vitali

NOT: Questo studio ha utilizzato cavie pigmentate di ceppo NIH ottenute da una colonia riproduttiva interna.

1. Utilizzare porcellini d'India di entrambi i sessi, pesando almeno 350 g.
2. Mettere la cavia in un'isolette riscaldante neonatale e dare una miscela di ketamina/xylazina intraperitonealmente (50 mg/kg di ketamina e 10 mg/kg di xilolazina) per l'anestesia induzione. Osservare la cavia fino a quando non perde il riflesso del pizzicotto.
3. Una volta che si verifica la perdita di riflessi di punta,radere il collo posteriore e la testa del porcellino d'India con un trimmer per capelli tipicamente pubblicizzato per uso umano.
4. Iniettare un bolo sottocutaneo di 12 mL di soluzione di Ringer latato nella parte posteriore dell'animale.
5. Mettere la mensa di cavia su una piastra riscaldante con le gambe sollevate e posizionare 27,5 G ago farfalla intraperitonealmente. Verificare che l'ago della farfalla sia nella posizione corretta nello spazio intraperitoneale assicurando che venga aspirata solo l'aria. Se il sangue o il fluido è aspirato, c'è preoccupazione per la consegna nel sistema vascolare o intestinale. L'ago della farfalla viene utilizzato per la somministrazione ripetuta di anestesia.
6. Capovolgere la cavia verso la posizione prona e fissare la testa a un supporto stereotassico.
7. Fissare un ossimetro a impulsi al piede. Se si utilizzano porcellini d'India pigmentati, le zampe pigmentate possono impedire la lettura della saturazione di ossigeno. Pertanto, posizionare l'ossimetro dell'impulso su qualsiasi zampa non pigmentata.
8. Inserire una sonda di temperatura rettale per monitorare la temperatura corporea. La sonda rettale fa parte di un sistema di coperta riscaldante che mantiene la temperatura corporea a 38 gradi centigradi. Non accendere la coperta riscaldante fino a quando la sonda rettale è in posizione per evitare di surriscaldare la coperta riscaldante. Se ha difficoltà a posizionare la sonda rettale, può essere posato accanto al corpo della cavia.
9. Applicare il lubrificante su entrambi gli occhi della cavia per evitare abrasioni corneali.
10. Somministrare ossigeno supplementare secondo necessità tramite un tubo di gomma posizionato vicino al naso per mantenere i livelli di saturazione di ossigeno superiore al 90%.
11. Dare enrofloxacin 0,5 mg/kg sottocutaneamente come profilassi antibiotica.
12. Dare 0,25 mg/kg bupivacaina con 1:100,000 epinefrina sottocutanea al sito di incisione previsto per l'anestesia locale e gli effetti vasoconstruci.
13. Fornire anestesia di manutenzione ogni 20 min per 4 cicli e quindi solo se necessario in base a segni vitali. Monitorare regolarmente la profondità dell'anestesia in base alla temperatura corporea, alla frequenza respiratoria, alla saturazione dell'ossigeno e alla frequenza cardiaca.
14. Monitorare i segni vitali ogni 15 minuti (temperatura, frequenza respiratoria, frequenza cardiaca e saturazione di ossigeno).

2. Preparazione chirurgica

1. Una volta che la testa del porcellino d'India è posizionata saldamente in un supporto stereotassico, posizionare un pezzo di nastro adesivo sulla schiena per fornire una tensione adeguata lungo la pelle sovrastante l'occipite. Fissare le estremità del nastro al supporto stereotassico.
2. Prepara liberamente la pelle che sovrasta l'occipite e il collo posteriore con soluzione di iodio e 70% di etanolo in modo sterile tre volte.
3. A questo punto, utilizzare precauzioni sterili e strumenti autoclaved. Posizionare tende sterili sopra la cavia.

3. Procedura chirurgica

1. Utilizzando una lama di 15, fare una piccola incisione mediana lungo l'occipite posteriore che si estende verso il basso nel collo posteriore. Una volta sotto la pelle, utilizzare forbici dell'iride per staccare i muscoli cervicali posteriori destro dall'osso occipitale. Se si verifica un'emorragia durante il taglio dei muscoli, controllare applicando pressione con un batuffolo di cotone sterile.
2. Utilizzando una combinazione di una #3 mm, #2 mm e #1 diari diamantata mm con un'aspirazione 5-0 e un'irrigazione sterile, eseguire una craniotomia delimitata dalla cresta occipital esterna, dalla cresta lamboidale, dalla linea di sutura occipitomastoide e dal margine dorsale del magnum forame.
   1. Posizionare delicatamente un piccolo pezzo di batuffolo di cotone inumidito dalla salina sotto l'osso, separando l'osso occipitale dalla dura.
3. Scheletrare il sinussigesco sigmoide con una bava di diamante #0,5 mm e rimuovere con attenzione l'osso sovrapposto.
4. Una volta esposto il sinus sigmoide, ritrarre delicatamente il sigmoide del sousinoso medialmente utilizzando un batuffolo di cotone e passare all'utilizzo di un'aspirazione 3-0.
5. Identificare l'opercolo come una struttura simile a una scia che si trova all'interno dell'osso temporale petbroso. La fossa subarcuate sarà situata in modo superiore e il sinus sigmoide sarà mediale ad esso. La porzione extra-ossea del sacco endolizzatore viene quindi visualizzata come una sacca chiara che entra nell'opercolo e attaccata alla dura che sovrasta il sinus sigmoide. L'opercolo è a forma ovale, approssimativamente da 3 a 4 mm per 1,5-2 mm. Tuttavia, come si vede dalla vista chirurgica, l'opercolo appare come una scissione approssimativa di 1 mm. La parte visibile del sacco dalla vista chirurgica è approssimativamente della stessa dimensione della porzione visibile dell'opercolo, se non più piccolo.
6. Applicare la delicata retrazione al sigmoide sinus medialmente al fine di visualizzare chiaramente la porzione extra-osseosa del sacco enluciattico e aumentare la tensione tra le porzioni estranee e intraosse del sacco endolfatico.
   1. Utilizzare un plettro angolato fine per eliminare delicatamente la parte intermedia del sacco endolittico. È fondamentale che il processo di espulsione non lasci alcuna connessione visibile tra la dura e l'opercolo; quindi posizionare un plettro fine all'interno dell'opercolo per raschiare ampiamente lungo l'interno dell'osso per ferirlo.
   2. Ruotare il plettro fine nella direzione del condotto enorilentico e interrompere ciecamente il rivestimento. A questo punto può verificarsi un'emorragia da un recipiente all'interno dell'opercolo. Può essere controllato con un piccolo pezzo di cotone.
7. Asciugare l'opercolo vuoto con un piccolo pezzo di cotone. Utilizzando l'aspirazione 3-0 come necessario per mantenere il cotone asciutto.
8. Ottenere la polvere ossea utilizzando una piccola curette per raschiare lungo la porzione squamosa dell'osso temporale. Generosamente imballare l'opercolo con la polvere ossea. Utilizzare un batuffolo di cotone e l'aspirazione per mantenere l'area asciutta mentre la si imballa con polvere ossea.
9. Applicare la cera ossea all'opercolo per sigillarlo. Assicurarsi che non vi sia eccesso di cera ossea sloggiata nel cranio.
10. Utilizzare la cera ossea per coprire il difetto del cranio.
11. Approssimare i muscoli cervicali posteriori con 4-0 intrecciato, sutura assorbibile in modo interrotto.
12. Eseguire una chiusura subcuticolare utilizzando una sutura intrecciata e assorbebile 4-0.

4. Cura post-procedura

1. Rimuovere la cavia dal supporto stereotassico personalizzato e trasferirla in un'isolette riscaldante.
2. Dare 2 mg/kg Atipamezole e 24 mL di soluzione di Ringer latato (sottocutaneamente lontano dall'incisione). Dare la soluzione di Ringer latato a causa degli effetti diuretici della xilarina. Amministrare melosticam da 0,2 mg/kg sottocutaneamente per una copertura analgesica post-operatoria.
3. Ottenere segni vitali ogni 15 minuti fino a quando la cavia emerge completamente dall'anestesia.
4. Dare un ulteriore bolo liquido 12 mL della soluzione di Ringer latato circa 2 ore dalla fine dell'intervento chirurgico durante il periodo di recupero.
5. Una volta che la cavia è vigile, ambulante, annullando e avendo movimenti intestinali, riportare il porcellino d'India alla struttura animale. Sono necessarie circa 2 o 4 ore affinché la cavia emerga completamente dall'anestesia.
6. Monitorare i porcellini d'India due volte al giorno per i primi tre giorni post-operatori. Se si osservano segni di disagio, somministrare 0,2 mg/kg di meloxicam sottocutaneamente ogni 24 ore, se necessario. In alternativa, la buprenorfine (0,05 mg/kg) può essere somministrata sottocutaneamente se i sintomi non sono sufficientemente gestiti dalla melossima.
7. Dare un bolo fluido da 12 mL della soluzione latata Ringer sottocutaneamente due volte al giorno per un massimo di tre giorni fino a quando il porcellino d'India raggiunge il peso pre-operatorio. Se la cavia raggiunge il suo peso pre-operatorio prima del terzo giorno post-operatorio, quindi arrestare i boli fluidi. Se la cavia continua a perdere peso dopo i primi tre giorni, utilizzare un frullato nutrizionale supplemento tipicamente pubblicizzato per il consumo umano mescolato con pellet di cibo porcellino d'India schiacciato.
8. Monitorare i porcellini d'India settimanali fino al loro punto finale.

Risultati

Il metodo presentato ha utilizzato un approccio extradurale per annientare il sacco endolofico e ferire il condotto endolintico con un plettro fine in sette cavie costituito da due maschi e cinque femmine. La durata media dell'intervento chirurgico è stata di 2 ore dall'incisione alla chiusura. Il tempo totale di perforazione variava da 5 a 10 minuti. Fino a 4 ore erano necessarie fino a 4 ore per la cavia per emergere completamente dall'anestesia. Nel campione non sono stati verificati d...

Discussione

Il metodo extradurale presentato ha avuto un tasso di successo dell'86% nel raggiungere idrop endolinfatici storici confermati e perdita dell'udito a bassa frequenza. Il metodo ha ottenuto in modo affidabile prove istologiche di idramici enortici dal giorno post-operatorio 30, coerente con studi precedenti che hanno utilizzato un approccio intradurale². L'importanza del metodo rispetto ai metodi esistenti è che non è necessaria una perdita di CSF, eliminando così una potenziale variabile confusa c...

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Siringa da 12 mL	Henke-Sass Lupo	5100-X00V0
Siringa da 1 mL e 3 mL	BD Precision (Ordinato da Fischer Sci)	14-826-87 15859152
Ago a misura farfalla 27.5	Set d'infusione alata Terumo Surflo, Terumo Corporation, Giappone) (Ordinato da McKesson)	448407
Sutura 4-0	McKesson	1034507
Spugne di garza 4 x 4	Dukal (Forma ordinata McKesson)	374454
Siringa da 60 mL	Fisher Sci	22-031-375
Trapano otologico Anspach	Anspach	SC2100
Atipamezolo	Zoetis	107204-6
autoclave	Scienze di Fisher	15-103-0508
Borse autoclave	McKesson	524881
Separatore a baionetta	Olympus	AL 130564
bupivicaine	auro Medics Pharma	555150-169-10
Drape sterile trasparente	3M	1020
palline di cotone	Fisherbrand (ordinato da Fisher Sci)	22-456-885
Cotton Cotton Cotton Wers	McKesson	508716
Sbave diamantate #3, #2, #1 e #0,5 mm	Anspach	QD8-3SD; QD8-2SD; QD8-1SD; QD8-05SD
Assorbente per pannolini	McKesson	945330
Lama usa e getta da 15	Swann-Morton	0305
Enrofloxacina	Hospira	0409-4888-01
epinefrina	McKesson	63739-0456
Pomata per gli occhi	Prodotti Dechra Vet	17033-211-38
Ascensore più libero	Grace Medical	215100FX
Gelfoam	Pfizer (Ordinato da McKesson)	82830
Tagliacapelli	Oster Power Pro Cordless (ordinato su Amazon)	078400-020-000
Srubaggio a iodio	Purdue Pharma (ordinato da mcKesson)	521243
Forbici dell'iris	Olympus	CL-542114
Ketamina	Henry Schein Salute Animale	55853
Ringer lattati	B. Braun Medical (ordinato da McKesson)	186662
Coltello lancetto di Rosen	Grace Medical	151100FX	Indicata come curette nel testo
lubrificante	Milex (ordinato da Cooper Surgical)	MX5030
Nastro da mascheratura	3M (ordinato da fisher sci	19047259
Bacino rettangolare metallico	Amazon	B07NQDBC6T
Portaago	Olympus	CR 213015-ENT
Aghi: calibro 27, calibro 18	BD Precision (Ordinato da Fischer Sci)	14-826-48 14-826-5D
Isolazione del riscaldamento neonatale	Sistemi di Supporto Vitale Aerotrasportati	731-1800
Microscopio chirurgico	Carl Zeiss	OPMI pico
Bombola d'ossigeno	AirGas	OX USP200
Saturazione	CapnoTrue (Ordinato da Medacx)	M-3090112001
Sonda rettale con coperta riscaldante	Apparato di Harvard	Sonda: PY2 50-7217 Coperta riscaldante: PY2 50-7214
Portacorpo rosso	Laboratorio Lichtenhan	N/A	Prodotto interno
angolo retto	Olympus	BV-230337
Ago di Rosen	Olympus	AM-130566	personalizzato, è lo strumento che uso per strappare il sacco
Tubi in gomma per l'amministrazione O2	Fisher Sci	14-171-104
film film	Fisher Sci	NC9617977
Portatesta stereotassico	Officina Meccanica Strumenti WUSTL	N/A	Prodotto interno
tende sterili	Cardinal Health	7553
Tubo di aspirazione di Baron	Grace Medical	034903FX 034905FX	Aspirazione #3 e #5
Pinzeps tessuti Adson Brown	Grace Medical	325112FX
Retrattore Weitlander	Olimpo Grace Medico	BL200011 100313FX
xilazina	Akorn	59399-110-20