Method Article

Un modello di topo di Sarcoma di tessuto molle incompleto resected per test (Neo)adiuvante Terapie

DOI:

10.3791/60882

⸱

July 28th, 2020

 ,  ,  ,  , 
1School of Biomedical Sciences, University of Western Australia, 2Telethon Kids Institute, University of Western Australia, 3College of Science, Health, Engineering and Education, Murdoch University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In questo protocollo, descriviamo un modello murino di resezione chirurgica incompleta del sarcoma dei tessuti molli per testare (neo)le terapie adiuvanti.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La chirurgia è spesso il primo trattamento per molti tumori solidi. Tuttavia, le ricadute locali si verificano frequentemente a seguito della resezione tumorale primaria, nonostante le terapie adiuvanti o neo-adiuvanti. Ciò si verifica quando i margini chirurgici non sono sufficientemente privi di tumore, con conseguente cellule tumorali residue. Da un punto di vista biologico e immunologico, la chirurgia non è un evento nullo; l'ambiente di guarigione delle ferite è noto per indurre vie sia pro- e anti-tumorale. Di conseguenza, i modelli preclinici per lo sviluppo di farmaci volti a prevenire le ricadute locali dovrebbero incorporare la resezione chirurgica durante il test di nuove terapie (neo)adhavant, per modellare le impostazioni cliniche in pazienti trattati con chirurgia.

Qui, descriviamo un modello murino di resezione chirurgica incompleta del sarcoma dei tessuti molli WEHI 164 che consente di testare (terapie neo)adiuvanti nell'impostazione di una risposta di guarigione della ferita. In questo modello, 50% o 75% del tumore viene rimosso, lasciando dietro di sé alcuni tessuti tumorali in situ per modellare la malattia residua lorda dopo l'intervento chirurgico in ambiente clinico. Questo modello consente di testare le terapie nel contesto della chirurgia, considerando anche la risposta di guarigione della ferita, che può influenzare l'efficacia dei (neo)trattamenti associati. La resezione chirurgica incompleta si traduce in ricrescita riproducibile del tumore in tutti i topi in assenza di terapia adiuvante. Il trattamento adiuvante con blocco dei checkpoint si traduce in una ridotta ricrescita del tumore. Questo modello è quindi appropriato per testare le terapie nel contesto della chirurgia di debulking e della relativa risposta di guarigione della ferita e può essere esteso ad altri tipi di cancro solido.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La chirurgia rimane l'opzione di trattamento principale per molti tumori solidi1, tra cui sarcoma dei tessuti molli2,3. Nonostante i miglioramenti nelle tecniche di chirurgia del cancro, e le combinazioni con (neo)terapie associate, c'è ancora un alto rischio di ricaduta del cancro e metastasi a seguito della resezione tumorale primaria4,5. Nel sarcoma dei tessuti molli, le ricadute si verificano particolarmente locoregionale, nel sito di intervento chirurgico, con conseguente aumento della morbilità e della mortalità. In ambito clinico, può essere difficile ottenere margini abbastanza ampi (ad esempio, a causa di vincoli anatomici), con conseguente resezione incompleta e successiva ricorrenza tumorale6. Lo stress chirurgico e il successivo processo di guarigione delle ferite sono noti per creare un microambiente tumorale immunosoppressivo favorevole per la ricorrenza del tumore7,8. Pertanto, la scoperta e lo sviluppo di nuove terapie per il sarcoma dei tessuti molli, in particolare le immunoterapie, dovrebbe idealmente prendere in considerazione la risposta chirurgica di guarigione della ferita.

La maggior parte degli studi preclinici per le terapie adiuvanti vengono inizialmente effettuati utilizzando modelli di topo singenici o xenotrapianto sottocutanei, senza incorporare lo stress chirurgico e la risposta di guarigione delle ferite9,10. Pertanto, abbiamo sviluppato un modello di sarcoma dei tessuti molli topo subgenico singenico che incorpora una resezione chirurgica incompleta. WEHI 164 cellule fibrosarcoma sono inoculated sottocutaneamente, e una volta che i tumori sono stabiliti, rimuoviamo 50-75% della massa tumorale (Figura 1A-E). I tumori ricrescono costantemente dal tumore rimanente. Questo modello consente di testare le terapie adiuvanti considerando l'effetto dello stress chirurgico e della guarigione delle ferite. Modelli chirurgici simili di resezione incompleta sono stati utilizzati in una serie di studi da diversi gruppi e trovati per essere riproducibili ed efficaci11,12,13. Qui, forniamo una descrizione dettagliata di questo protocollo.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli animali utilizzati in questi esperimenti sono stati ottenuti dall'Animal Resource Centre (Perth, Australia Occidentale). Gli animali sono stati mantenuti in condizioni standard prive di agenti patogeni presso l'Harry Perkins Institute of Medical Research Bioresources North Facility (Perth, Australia Occidentale). Tutti gli esperimenti sono stati effettuati seguendo il protocollo approvato dal Comitato etico animale Harry Perkins Institute of Medical Research. In questi esperimenti sono stati utilizzati topi BALB/c di 8-12 settimane di età. La linea cellulare del fibrosarcoma WEHI 164 è stata ottenuta da CellBank Australia (Westmead, Nuovo Galles del Sud).

1. Inoculazione delle cellule

  1. Preparazione di cellule e animali
    1. Assicurarsi che la linea di celle sia mantenuta nel supporto consigliato. Ad esempio, mantenere weHI 164 linea cellulare in Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 media integrata con 2 mM L-glutamina, 10% siero bovino fetale, 20 m HEPES, 0.05 mM 2-mercaptoenol, 100 U/mL penicillina, e 100 g / mL streptomica.
      NOTA: Passare le cellule almeno 3 e fino a 5 volte dopo essere state rimosse dall'immagazzinamento criogenico. Per garantire una vitalità cellulare ottimale, le cellule devono essere divise quando sono tra 70-80% confluente. Le linee cellulari tumorali devono essere testate per il micoplasma, poiché l'infezione può alterare la crescita cellulare e influenzare la risposta immunitaria in vivo.
    2. Un giorno prima dell'inoculazione, radere i topi sul fianco inferiore destro usando i clipper.
      NOTA: in questo esperimento sono stati utilizzati topi femminili BALB/c, di età compresa tra 8-12 settimane, di peso normale (16 -22 grammi).
    3. Il giorno dell'inoculazione, raccogliere WEHI 164 cellule quando 70-80% confluente per tentativpsinizzazione.
      1. Aspirare il mezzo di coltura dai flaconi di coltura dei tessuti e quindi aggiungere la soluzione sterile di fosfato tamponata (1x PBS), per rimuovere le tracce rimanenti del siero bovino fetale (FBS).
      2. Aspirare la PBS dai flaconi della coltura dei tessuti. Aggiungere 3 mL di 0,05% di ciplo (per un flacone T75) e quindi girare il flacone in modo che l'intera superficie del flacone con le cellule sia coperta da trypsin.
      3. Incubare il pallone a 37 gradi centigradi, 5% dicovampiera di CO 2 per 3 min. Controllare periodicamente le cellule, toccando i lati del pallone per vedere se le cellule si sono sloggiate.
      4. Rimuovere i flaconi dall'incubatrice a coltura cellulare e aggiungere 5 mL di supporti integrati con FBS per neutralizzare la trypsin.
        NOTA: Non lasciare le cellule in trypsin più a lungo del necessario, in quanto ciò può danneggiare le cellule e portare a bassa vitalità cellulare.
      5. Sospensione Pipet più volte per ottenere una sospensione a cella singola. Trasferire la sospensione cellulare a un tubo centrifuga conico.
      6. Cellule di Pellet ruotando a 350 x g per 3 min.
    4. Lavare le cellule tre volte in 1x PBS.
      1. Risospendere le cellule in 50 mL di pbS sterile 1x e lavare le cellule con il tubo delle sospensioni cellulari su e giù. Cellule di Pellet ruotando a 350 x g per 3 min.
      2. Aspirare le cellule sovrnatali e risospendere in 15 mL di sterile 1x PBS. Lavare le cellule con la sospensione cellulare con voglia su e giù. Cellule di Pellet ruotando a 350 x g per 3 min.
      3. Aspirare le cellule sovrnatali e risospendere in esattamente 10 mL di sterile 1x PBS. Lavare le cellule come al punto 1.1.4.2 e trasferire una piccola quantità (circa 100 lL) di sospensione cellulare in un tubo di centrifuga per il conteggio. Cellule di Pellet ruotando a 350 x g per 3 min.
    5. Determinare il numero di cella utilizzando il metodo di esclusione blu Trypan utilizzando un emocitometro o un contatore cellulare automatizzato. Risospendere le cellule in sterile 1x PBS ad una concentrazione di 5 x 106 cellule / mL. Mantenere la sospensione cellulare sul ghiaccio.
      NOTA: La vitalità delle cellule tumorali deve essere uguale o superiore all'80 % per garantire una crescita tumorale riproducibile.
  2. Inoculazione sottocutanea
    1. Mescolare accuratamente la sospensione cellulare e riempire una siringa con un ago da 26 G con 100 -L di sospensione cellulare (5 x 105 celle) in sterile 1x PBS. Ripetere la miscelazione delle cellule prima di caricare la siringa successiva.
      NOTA: Mantenere le cellule sul ghiaccio per tutta la procedura per mantenere la vitalità.
    2. Trattenere il mouse in modo appropriato, garantendo l'accesso al fianco inferiore destro. Inoculare il topo sottocutaneo sul fianco inferiore destro rasato.
      NOTA: Assicurarsi che l'inoculazione non sia nel peritoneo sollevando leggermente l'ago, che dovrebbe essere visibile sotto la pelle. Un nodulo simile a una bolla dovrebbe formarsi sotto la pelle dopo l'inoculazione.
    3. Monitorare i topi come richiesto dall'approvazione etica applicabile ed eseguire la resezione chirurgica quando i tumori sono cresciuti fino a una dimensione di circa 50 mm2.

2. Resezione chirurgica parziale del tumore

NOTA: Questo protocollo richiede DUE ricercatori; uno per le procedure chirurgiche (SURGEON) e un altro per il monitoraggio del topo (ASSISTANT).

  1. Configurazione chirurgia
    1. Il giorno 12 post inoculazione, quando i tumori hanno raggiunto una dimensione di circa 50 mm2, dosi di topi con 100 (L L) di buprenorfina s.c. nella mischia del collo, 30 minuti prima dell'intervento chirurgico.
    2. Impostare l'area chirurgica con un tergiglio riscaldato coperto con panca e impostare un cono naso per l'anestesia. Sterilizzare gli strumenti chirurgici prima dell'uso e tra ogni animale utilizzando uno sterilizzatore di perline di calore, consentendo agli strumenti di raffreddarsi prima dell'uso. Avere le seguenti apparecchiature chirurgiche pulite e a portata di mano: clorhesidina, tampone, garza, gel occhio, due pinze curve, forbici, applicatore clip, rimozione clip, clip ripieno (Figura 2A, 2B).
    3. Riscaldare la camera di riscaldamento a 37 gradi centigradi e impostare un altro blocco di calore per il recupero (Figura 2C). Posizionare gli utensili sterilizzati su una superficie sterile come le pastiglie autoclaved.
  2. Anestesia
    1. Posizionare il mouse nella camera di induzione e anesizzare il mouse con il 4% di isoflurane (4% in 100% di ossigeno ad una velocità di flusso di 1 L/min) fino a quando la frequenza respiratoria rallenta a circa 60 respiri al minuto (1 al secondo) (questo di solito prende <1 min).
      NOTA: Non lasciare il mouse nella camera per troppo tempo che possa portare ad asfissia e morte. Avere solo un topo sotto anestesia alla volta.
    2. Trasferire il mouse sul pad di calore sul tavolo di intervento chirurgico, posizionare il mouse con il naso nel cono del naso e mantenere lo stato anestetico con 3-4% isoflurane in 100% ossigeno ad una portata di 0,5 L/min. Monitor la frequenza respiratoria per garantire che la profondità di anestesia è mantenuta.
      NOTA: l'ASSISTANT deve monitorare la respirazione del topo durante l'intervento chirurgico per garantire il corretto livello di anestesia è mantenuto. Abbassare la concentrazione anestetica se la respirazione diventa troppo lenta o aumentare la concentrazione se la profondità dell'anestesia è troppo bassa. Se il mouse inizia a ansimante, rimuovere il mouse dal cono naso, diminuire la concentrazione anestetica, e attendere fino a quando la respirazione si normalizza prima di mettere sul cono naso di nuovo.
    3. Eseguire un "test di pizzico" e un "test del riflesso corneale"14 per assicurarsi che il mouse sia completamente anetizzato prima di iniziare l'intervento chirurgico.
      NOTA: Il movimento di qualsiasi parte del mouse indica che il mouse non è completamente afizzato. All'animale deve essere immediatamente somministrato un anestetico aggiuntivo aumentando la concentrazione anestetica.
    4. Coprire gli occhi del mouse con una piccola quantità di gel oftalmico per evitare la secchezza degli occhi.
  3. Procedura chirurgica (SURGEON)
    1. Swab l'area chirurgica 3 volte con clorhessia alcolica. Utilizzando pinze e un paio di forbici, fare un 1 cm di incisione dritta lungo il lato dorsale, 3 mm di distanza dal tumore (Figura 3A, 3B).
      NOTA: la standardizzazione dell'incisione a 1 cm in ogni topo (utilizzando un righello) consente di valutare uniformemente la guarigione della ferita tra i topi. Individuare l'incisione di 3 mm di distanza dal tumore consente la successiva terapia adiuvante intratutale senza perdite dalla ferita.
    2. Utilizzando una pinzetta, tirare via la facia e il tessuto adiposo sottocutaneo tra il tumore e il peritoneo. Il tumore sottocutaneo è normalmente attaccato al lato della pelle.
    3. Aprire la ferita tenendo delicatamente la pelle sul lato portante del tumore utilizzando una pinzetta e "invertire" il tumore in modo che sia visibile all'esterno (Figura 3C, 3D).
      NOTA: La sezione del tumore da debulked deve essere più vicina all'apertura, per avere abbastanza pelle per chiudere la ferita. Fare attenzione a non tagliare la pelle quando si rimuove il tumore.
    4. Utilizzando un paio di forbici, tagliare la capsula tumorale dalla metà per rimuovere, a partire dalla base del tumore più vicina all'apertura.
    5. Per la chirurgia del 50% del debulk, tagliare attraverso il centro del tumore. Utilizzando pinze curve, raccogliere la sezione del tumore da rimuovere (50%); raccogliere eventuali resti dalla zona debulked.
    6. Per 75% debulk, eseguire un 50% debulk tumore come nella parte 2.3.5 sopra. Quindi tagliare a metà il restante 50% del tumore e raccogliere il 25% del tumore, utilizzando la forza curva come descritto sopra.
  4. Chiusura del sito chirurgico
    1. Posizionare il tumore rimanente sotto la pelle, e con le pinze, tirare i lembi della pelle insieme e allineare la pelle lungo la ferita.
    2. Tenere la pelle insieme 5 mm dal bordo della ferita e utilizzare clip chirurgiche per chiudere la ferita, iniziando sul lato più vicino alle pinze. Applicare tutte le clip necessarie per garantire che nessun tessuto sottostante sia esposto. In genere, da tre a quattro clip vengono applicate con spazi di 2 mm tra le clip.
      NOTA: se le clip non sono ben applicate, rimuoverle con un ritaglio e sostituirle con nuove clip.
  5. Recupero dei topi (ASSISTANT)
    1. Lasciare che i topi si riprendano mettendoli nella camera calda di riscaldamento (37 gradi centigradi).
    2. Posizionare la gabbia del mouse sul pad di calore. Monitorare i topi nella camera di riscaldamento fino a quando non si sono ripresi dall'anestetico (sveglia e camminata) e poi rimettere i topi nella gabbia. Lasciare la gabbia sul pad di calore per altri 10 minuti, fino a quando i topi sono diventati più attivi.
    3. Dare ai topi cibo bagnato e morbido. Monitorare i topi 1 ora dopo l'intervento chirurgico per il recupero e assicurarsi che le clip rimangano in posizione. Assicurarsi che la gabbia sia a metà del blocco di calore per consentire agli animali di autoregolare la temperatura incustodita.
    4. Dose topi con 8,1 mg/kg di buprenorfina (100 -L sottocutaneamente nella mischia del collo), 6-8 ore dopo l'intervento chirurgico (alla fine della giornata). Monitorare i topi la mattina seguente e dosare di nuovo i topi con una buprenorfine di 0,1 mg/kg (100 litri nella mischia del collo). Dare più cibo bagnato come necessario.
    5. Monitorare i mouse ogni giorno per i prossimi sette giorni. Le clip possono essere rimosse dopo sette giorni utilizzando la rimozione clip.
  6. Trattamento adiuvante o neoadiuvante
    1. Trattare i topi peri-operatori con (neo)terapia adiuvante in un dato momento, a seconda del trattamento di interesse.
    2. Ad esempio, trattare i topi con una dose di 100 g di anti-CTLA-4 intraperitonealmente (i.p.) il giorno 15 dopo l'inoculazione, o con tre dosi di 200 g anti-PD-1 i.p. il giorno 15, 17 e 19 dopo l'inoculazione.
  7. Controlli sperimentali
    1. Quando si utilizza questo modello per valutare gli effetti della guarigione dell'infiammazione/ ferita, considerare l'utilizzo dei seguenti gruppi di controllo: 1) Controllo senza chirurgia (trattamenti possono ancora essere somministrati intratumoralmente); 2) Controllo della chirurgia finta: un'incisione chirurgica è fatta nella pelle; il tumore è manipolato ed esposto, ma nessun tessuto tumorale viene rimosso; la ferita è chiusa con clip.

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La crescita del tumore a una dimensione di 50 mm2 è una dimensione ideale per il debulk parziale. La resezione chirurgica incompleta di 50 mm2 tumori risulta in 100% (n.5) ricrescita riproducibile dei tumori in assenza di immunoterapia adiuvante (Figura 4A). Successivamente abbiamo usato il modello per testare le immunoterapie adiuvanti usando anticorpi contro molecole di checkpoint Cytotoxic T Lymphocyte Associated Prot...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Forniamo un protocollo per un modello murino di resezione chirurgica incompleta del sarcoma dei tessuti molli per testare le terapie peri-operatorie. Abbiamo anche standardizzato l'incisione chirurgica per consentire la valutazione della guarigione della ferita tra topi dopo il trattamento.

Il posizionamento del tumore è una parte importante di questo protocollo. Abbiamo optato per un modello tumorale sottocutaneo per consentire un facile accesso chirurgico al sito del tumore e la somministraz...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nessuna divulgazione.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo lavoro è sostenuto dalle sovvenzioni dal Calzino a Sarcoma! dell'Associazione Sarcoma australiana e neozelandese, della Children's Leukemia & Cancer Research Foundation e della Perpetual Philanthropy. W.J.L è supportato da una Simon Lee Fellowship e da una borsa di ricerca del National Health and Medical Research Council e del Cancer Council WA.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Siringa da insulina da 26 gauge da 0,5 mlBecton Dickinson, Australia326769Nessuno
2-MercaptoetanoloLife Technologies Australia Pty Ltd21985023Nessuno
Macchina per gas anesteticiDarvall Vet, AustraliaSKU: 2848Nessuno
Anti-CTLA-4BioXcell, USABE0164Nessuno
Anti-PD-1BioXcell, USABP0273Nessuno
Buprenorfina cloridrato Iniezione, 0,3 mg/mLRB healthcare UK Limited, Regno Unito55175Prescrizione
Scrub chirurgico alla clorexidina 4%Perigo Australia, AustraliaCHL01449F(scrubNessuno
Fetale Siero bovino fetaleCellSera, AustraliaAU-FBS-PGNessuno
Pinze Fine 10,5 cmCasa chirurgica, Australia occidentaleCC74110Nessuno
Pinze Fine 12 cm Casa chirurgica seghettata, Australia OccidentaleCC74212Nessuna
Forcipe Halsted 14 cmCasa chirurgica, Australia OccidentaleCD01114Nessuna
Camera di riscaldamentoDatesand Ltd, Regno UnitoMini-ThermacageNessuno
HEPES (1M)Life Technologies Australia Pty Ltd15630080Nessuno
IsofluranoHenry Schein Animal Health, AustraliaSKU: 29405Ordine di prescrizione
Unguento lubrificante per gli occhiAlconn/aNessuno
Penicillina/streptomicina 1000XLife Technologies Australia Pty Ltd15140122Nessuno
Soluzione tamponata con fosfato 10xLife Technologies Australia Pty Ltd70013-032Nessuno
Clip reflex da 7 mmin grado scientifico, AustraliaAS59038Nessuno
Applicatore di clip per ferite riflesse da 7 mmAble scientific, AustraliaAS59036None
Dispositivo di rimozione della clip per ferite riflesseAble scientific, AustraliaAS59037Nessuno
Circuito respiratorio per anestesia Qube per roditoriDarvall Vet, Australia#7885Nessuno
Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 Medium + L-glutamminaLife Technologies Australia Pty Ltd21870092Nessuno
Forbici Iris STR 11 cmCasa chirurgica, Australia occidentaleKF3211Nessuno
Forbici Iris STR 9 cmCasa chirurgica, Australia occidentaleJH4209Nessuno
Camera di induzione piccolaDarvall Vet, AustraliaSKU: 9630Nessuno
TrypLE express 1xLife Technologies Australia Pty Ltd12604-021Nessuno
Germinatore 500 Sterilizzatore di perline di vetroCellpoint Scientific Inc., USA5-1460-DK
medica

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Orosco, R. K., et al. Positive Surgical Margins in the 10 Most Common Solid Cancers. Scientific Reports. 8 (1), 5686(2018).
  2. Haas, R. L., et al. Perioperative Management of Extremity Soft Tissue Sarcomas. Journal of Clinical Oncology. 36 (2), 118-124 (2018).
  3. Brennan, M. F., Antonescu, C. R., Moraco, N., Singer, S. Lessons learned from the study of 10,000 patients with soft tissue sarcoma. Annals of Surgery. 260 (3), 416-421 (2014).
  4. Smith, H. G., et al. Patterns of disease relapse in primary extremity soft-tissue sarcoma. British Journal of Surgery. 103 (11), 1487-1496 (2016).
  5. Uramoto, H., Tanaka, F. Recurrence after surgery in patients with NSCLC. Translational Lung Cancer Research. 3 (4), 242-249 (2014).
  6. Stojadinovic, A., et al. Analysis of the prognostic significance of microscopic margins in 2,084 localized primary adult soft tissue sarcomas. Annals of Surgery. 235 (3), 424-434 (2002).
  7. Krall, J. A., et al. The systemic response to surgery triggers the outgrowth of distant immune-controlled tumors in mouse models of dormancy. Science Translational Medicine. 10 (436), (2018).
  8. Bakos, O., Lawson, C., Rouleau, S., Tai, L. H. Combining surgery and immunotherapy: turning an immunosuppressive effect into a therapeutic opportunity. Journal for ImmunoTherapy of Cancer. 6 (1), 86(2018).
  9. Predina, J. D., et al. Characterization of surgical models of postoperative tumor recurrence for preclinical adjuvant therapy assessment. American Journal of Translational Research. 4 (2), 206-218 (2012).
  10. Talmadge, J. E., Singh, R. K., Fidler, I. J., Raz, A. Murine models to evaluate novel and conventional therapeutic strategies for cancer. American Journal of Pathology. 170 (3), 793-804 (2007).
  11. Khong, A., et al. The efficacy of tumor debulking surgery is improved by adjuvant immunotherapy using imiquimod and anti-CD40. BMC Cancer. 14, 969(2014).
  12. Broomfield, S., et al. Partial, but not complete, tumor-debulking surgery promotes protective antitumor memory when combined with chemotherapy and adjuvant immunotherapy. Cancer Research. 65 (17), 7580-7584 (2005).
  13. Predina, J. D., et al. A positive-margin resection model recreates the postsurgical tumor microenvironment and is a reliable model for adjuvant therapy evaluation. Cancer Biology & Therapy. 13 (9), 745-755 (2012).
  14. Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice. Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).
  15. Overwijk, W. W., Restifo, N. P. B16 as a mouse model for human melanoma. Current Protocols in Immunology. , Chapter 20, Unit 20-21 (2001).
  16. Predina, J., et al. Changes in the local tumor microenvironment in recurrent cancers may explain the failure of vaccines after surgery. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (5), E415-E424 (2013).
  17. Endo, M., Lin, P. P. Surgical margins in the management of extremity soft tissue sarcoma. Chinese Clinical Oncology. 7 (4), 37(2018).
  18. Liu, J., et al. Improved Efficacy of Neoadjuvant Compared to Adjuvant Immunotherapy to Eradicate Metastatic Disease. Cancer Discovery. 6 (12), 1382-1399 (2016).
  19. Park, C. G., et al. Extended release of perioperative immunotherapy prevents tumor recurrence and eliminates metastases. Science Translational Medicine. 10 (433), (2018).
  20. Tai, L. H., et al. A mouse tumor model of surgical stress to explore the mechanisms of postoperative immunosuppression and evaluate novel perioperative immunotherapies. Journal of Visualized Experiments. (85), e51253(2014).
  21. Gast, C. E., Shaw, A. K., Wong, M. H., Coussens, L. M. Surgical Procedures and Methodology for a Preclinical Murine Model of De Novo Mammary Cancer Metastasis. Journal of Visualized Experiments. (125), (2017).
  22. Qiu, W., Su, G. H. Development of orthotopic pancreatic tumor mouse models. Methods in Molecular Biology. 980, 215-223 (2013).
  23. Erstad, D. J., et al. Orthotopic and heterotopic murine models of pancreatic cancer and their different responses to FOLFIRINOX chemotherapy. Disease Models & Mechanisms. 11 (7), (2018).

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Soft Tissue SarcomaMouse ModelIncomplete ResectionTumor DebulkingWound HealingAdjuvant TherapyCheckpoint BlockadeAnti CTLA 4Anti PD 1Flow Cytometry

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