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Articolo metodologico

Una cassetta degli attrezzi basata sulla risonanza testurtica per la pianificazione neurochirurgica in primati non umani

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DOI:

10.3791/61098

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17 luglio 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Bioengineering Department, University of Washington, 2Washington National Primate Research Center, University of Washington, 3Electrical and Computer Engineering Department, University of Washington, 4Department of Ophthalmology, SUNY Downstate Health Sciences University, 5Radiology Department, University of Washington

In questo articolo

Sommario

Il metodo descritto di seguito mira a fornire un protocollo completo per la preparazione della neurochirurgia dei primati non umani (NHP) utilizzando una nuova combinazione di metodi di stampa tridimensionali (3D) ed estrazione di dati MRI.

Abstract

In questo documento, delineamo un metodo per la preparazione chirurgica che consente la pianificazione pratica di una varietà di neurochirurgia negli NSP esclusivamente utilizzando dati estratti dalla risonanza magnetica (MRI). Questo protocollo consente la generazione di modelli fisici anatomicamente accurati stampati in 3D del cervello e del cranio, nonché un modello di gel di agarosio del cervello che modella alcune delle proprietà meccaniche del cervello. Questi modelli possono essere estratti dalla risonanza prima utilizzando il software di estrazione cerebrale per il modello del cervello e il codice personalizzato per il modello del cranio. Il protocollo di preparazione sfrutta la tecnologia di stampa 3D all'avanguardia per realizzare cervelli, teschi e stampi interfaccianti per modelli cerebrali in gel. I modelli del cranio e del cervello possono essere utilizzati per visualizzare il tessuto cerebrale all'interno del cranio con l'aggiunta di una craniotomia nel codice personalizzato, consentendo una migliore preparazione per gli interventi chirurgici che coinvolgono direttamente il cervello. Le applicazioni di questi metodi sono progettate per gli interventi chirurgici coinvolti nella stimolazione neurologica e nella registrazione, nonché nell'iniezione, ma la versatilità del sistema consente una futura espansione del protocollo, delle tecniche di estrazione e dei modelli a una più ampia gamma di interventi chirurgici.

Introduzione

La ricerca sui primati è stata un passo fondamentale nella progressione della ricerca medica dai modelli animali alle sperimentazionisull'uomo 1,2. Ciò è particolarmente vero nello studio delle neuroscienze e dell'ingegneria neurale in quanto esiste una grande discrepanza fisiologica e anatomica tra il cervello dei roditori e quelli dei primati non umani (NHP)1,2,3. Con tecnologie genetiche emergenti come la chemiogenetica, l'optogenetica e l'imaging del calcio che richiedono la modificazione genetica dei neuroni, la ricerca sull'ingegneria neurale che studia la funzione neurale negli NHP ha acquisito particolare attenzione come modello preclinico per la comprensionedella funzione cerebrale 2,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16. Nella maggior parte degli esperimenti di neuroscienze NHP, sono necessarie misure neurochirurgiche per l'impianto di vari dispositivi come pali della testa, camere di stimolazione e registrazione, array di elettrodi e finestre ottiche4,5,6,7,10,11,13,14,15,17,18.

Gli attuali laboratori NHP usano una varietà di metodi che spesso includono pratiche inefficaci tra cui sedare l'animale per adattarsi alle gambe di un palo della testa e approssimare la curvatura del cranio intorno al sito di craniotomia. Altri laboratori si adattano al palo della testa al cranio in chirurgia o impiegano metodi più avanzati per ottenere le misure necessarie per l'impianto come l'analisi di un atlante cerebrale NHP e scansioni di risonanza magnetica (MR) per cercare di stimare le curvature delcranio 2,10,11,16. Le neurochirurgia negli NSP coinvolgono anche iniezioni di liquidi e i laboratori spesso non hanno modo di visualizzare la posizione di iniezione proiettataall'interno del cervello 2,4,5,13,14 basandosi esclusivamente su misurazioni stereotassiche e confronto con le scansioni MR. Questi metodi hanno un grado di inevitabile incertezza dall'essere in grado di testare la compatibilità fisica di tutti i componenti complessi dell'impianto.

Pertanto, è necessario un metodo non invasivo accurato per la pianificazione neurochirurgica negli NSP. Qui, presentiamo un protocollo e una metodologia per la preparazione di interventi chirurgici di impianto e iniezione in questi animali. L'intero processo deriva dalle scansioni MRI, in cui il cervello e il cranio vengono estratti dai dati per creare modelli tridimensionali (3D) che possono quindi essere stampati in 3D. I modelli del cranio e del cervello possono essere combinati per prepararsi agli interventi di craniotomia e ai posti della testa con un maggiore livello di precisione. Il modello cerebrale può anche essere utilizzato per creare uno stampo per la fusione di un modello di gel anatomicamente accurato del cervello. Il cervello gel da solo e in combinazione con un cranio estratto può essere utilizzato per prepararsi per una varietà di interventi chirurgici di iniezione. Di seguito descriveremo ciascuno dei passaggi necessari per la cassetta degli attrezzi basata sulla risonanza prima per la preparazione neurochirurgica.

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Protocollo

Tutte le procedure sugli animali sono state approvate dal Comitato per la cura e l'uso degli animali dell'Università di Washington. Sono stati usati due macachi rhesus maschi (scimmia H: 14,9 kg e 7 anni, scimmia L: 14,8 kg e 6 anni).

1. Acquisizione di immagini

  1. Trasportare la scimmia su uno scanner 3T MRI e posizionare l'animale in un telaio stereotassico compatibile con MR(Table of Materials).
  2. Registrare il T1 standard (angolo di capovolgimento = 8°, tempo di ripetizione/tempo di eco = 7,5/3,69 s, dimensione matrice = 432 x 432 x 80, durata di acquisizione = 103,7 s, Multicoil ( Tabella deimateriali), numero di medie = 1, spessore della fetta = 1 mm) immagini MR anatomiche.
    NOTA: Per un corretto isolamento del cranio, utilizzare i parametri di acquisizione della risonanza prima applicazione qui applicati per massimizzare la separazione tra cranio e cervello.

2. Estrazione cerebrale

  1. Nel software di imaging MR per l'estrazione cerebrale selezionare Open | Apri immagine. Caricare la scansione MPRAGE (Rapid Gradient Echo) preparata con magnetizzazione rapida T1 acquisita nel passaggio 1.2 in un software di imaging MR(Table of Materials).
  2. Per estrarre il cervello, nel menu a discesa Plugins selezionare Extract Brain (BET). Estrarre a una soglia di intensità intorno a 0,5− 0,7 e impostare il valore del gradiente di soglia su 0. Utilizzare ripetutamente la funzione di estrazione a soglie di intensità successivamente inferiori fino a quando la scansione non contiene solo l'anatomia corticale (Figura 1B).
    NOTA: Questo è un processo iterativo perché il software non è progettato per il cervello NHP e l'estrazione non è precisa
  3. Nel menu area di interesse (ROI) selezionare Soglia da ROI e selezionare l'opzione Per Shrink Wrap e 3D per creare una bitmap del cervello. Questo convertirà il volume in bit binari da una sfumatura, semplificando i futuri processi di generazione del modello. Scegli una soglia (di solito intorno a 600) per isolare il cervello dal tessuto circostante. Questa soglia può essere trovata passando il mouse sulla materia grigia. Selezionare OK per formare la bitmap.
  4. Per creare una superficie, selezionate Crea superficie (Build Surface) nel menu immagine e immettete la soglia utilizzata per estrarre il cervello nel passaggio 2.3. Quindi selezionare OK. La superficie risultante può essere utilizzata come riferimento per regolare il valore soglia per produrre la rappresentazione di altissima qualità dell'anatomia mirata (Figura 1C).
  5. Nella scheda File selezionare Salva o Salva con nomee salvare il ROI cerebrale estratto come file .nii o .nii.gz da utilizzare per la creazione del modello del cervello.

3. Modellazione cerebrale

  1. Selezionare Carica dati | Scegliere File per aggiungere e caricare il cervello estratto salvato nel tipo di file .nii o .nii.gz nel software di elaborazione delle immagini mediche (Table of Materials).
  2. Posizionare il puntatore del mouse sul menu a discesa benvenuto nel filtro dei dati nella barra degli strumenti dei moduli e passare a tutti i moduli. In tale menu selezionare la funzionalità Editor. Fare clic su OK nell'avviso popup.
  3. Dal menu del modulo Editor, selezionate Effetto soglia e regolate i dispositivi di scorrimento dell'intervallo di soglia in modo che la parte della bitmap contenente il cervello sia evidenziata in tutte e tre le sezioni. Quando si carica una bitmap, la regolazione di entrambi i dispositivi di scorrimento su un valore pari a 1 seleziona l'intero cervello. Selezionare Applica.
  4. Aprire il modulo creatore di modelli e nel menu a discesa volumi di input selezionare il file bitmap generato nel passaggio 3.3. In Modelli selezionare Crea nuova gerarchia di modelli. Dopo aver assegnato il nome del modello alla gerarchia, selezionate Applica per creare il volume.
  5. Salvare il file nel formato stl.
  6. Per modificare ulteriormente il modello cerebrale, caricare il file stl come corpo grafico in un software di progettazione computerizzata (Table of Materials)
    NOTA: Questo può richiedere del tempo, poiché le superfici cerebrali a rete importate sono spesso piuttosto complesse.
  7. Una volta importato il file, nell'albero delle funzionalità sul lato sinistro dello schermo fare clic sui figli del corpo grafico e sopprimere le funzionalità grafiche non necessarie fino a quando nel file rimangono solo le funzionalità contenenti il cervello. Salvare il file rimanente come prt per ulteriori manipolazioni e come stl per la stampa 3D. Salvare il file rimanente come prt per ulteriori manipolazioni e come stl per la stampa 3D.

4. Stampaggio cerebrale

  1. Caricare il modello cerebrale estratto dalla sezione 3 al software di progettazione aiutato dal computer aprendo il file prt. Nella sezione Feature del menu inserisci selezionare Converti in corpo mesh. Selezionare il corpo grafico del cervello e convertirlo.
  2. Creazione di uno stampo destro e sinistro del cervello pieno
    1. Fate clic sul pulsante Sketch e selezionate il piano superiore come piano di sketch. Disegna un rettangolo contenente l'intero emisfero destro o sinistro del cervello. Selezionate la feature boss/base di estrusione mentre lo sketch ed estrudete un rettangolo cubico per contenere la parte superiore del cervello.
      NOTA: Il cubo potrebbe essere estruso in due direzioni per contenere l'intero emisfero. Questo perché il punto zero, dove si trova il piano di estrusione, può cadere all'interno del modello cerebrale. L'estrusione in entrambe le direzioni assicura che lo stampo comprenda l'intero volume di interesse.
    2. Nella sezione Feature del menu 'inserisci', selezionate Converti in corpo mesh. Selezionate il cubo estruso nella cartella Corpi solidi (Solid bodies) e convertitelo. Per creare lo spazio negativo, sottrarre il modello del cervello dal cubo appena estruso utilizzando la funzione Combina e selezionando l'opzione sottrai.
    3. Ripetere i passaggi 4.2.1 e 4.2.2 per l'altro emisfero del cervello (a sinistra o a destra) e salvare i file risultanti come .stl per la stampa 3D e .prt per ulteriori manipolazioni.
  3. Creare uno stampo destro e sinistro della metà superiore del cervello.
    1. Create uno schizzo nel piano superiore e disegnate un rettangolo contenente l'intero emisfero destro o sinistro del cervello. Selezionate la feature boss/base di estrusione mentre lo sketch e l'estrusione vengono selezionati con la feature Offset from Plane selezionata. Sfalsare l'estrusione fino a una distanza in cui non ci sono contorni strapiombanti nell'anatomia cerebrale, catturando solo l'anatomia superiore. Nella sezione Feature del menu 'inserisci', selezionate Converti in corpo mesh. Selezionate il cubo estruso nella cartella Corpi solidi (Solid bodies) e convertitelo.
    2. Per creare lo spazio negativo, sottrarre il modello del cervello dal cubo appena estruso utilizzando la funzione Combina e selezionando l'opzione sottrai.
    3. Create un piano di sketch sul lato dorsale dello stampo e selezionate Converti entità (Convert Entities), quindi selezionate lo sketch dal passaggio 4.3.1.
    4. Selezionate la feature boss/base di estrusione mentre si trova nello sketch e, con l'opzione di estrusione cieca selezionata, estrudete il corpo solido di circa 5 mm per racchiudere completamente l'anatomia del cervello sottratta nello stampo.
    5. Ripetere i passaggi 4.3.1−4.3.4 per l'altro emisfero del cervello (a sinistra o a destra) e salvare i file risultanti come .stl per la stampa 3D e .prt per ulteriori manipolazioni.
  4. Modificando le dimensioni e la posizione del cubo e seguendo lo stesso protocollo (passaggi 4.1 e 4.2), creare stampi che contengono diverse parti del cervello.
  5. Per la stampa 3D, utilizzare una densità di riempimento di ~70% e aumentare lo spessore del guscio esterno della stampa al fine di ridurre al minimo le perdite del materiale di stampaggio. Se ci sono lacune o difetti nella stampa, riempirli usando lo smalto per unghie o un altro agente legante.

5. Modellazione del cranio

  1. Importare la risonanza rapida mprage dal passaggio 1.2 nel software di manipolazione delle matrici come file DICOM. Il file DICOM può essere in frame 2D separati. In questo caso, combina tutti i fotogrammi in una matrice 3D. Assicurarsi che ogni fotogramma 2D della matrice visualizzi una fetta coronale.
  2. Creare una maschera binaria sogliendo la matrice 3D utilizzando un operatore maggiore di per i singoli valori di pixel. Regolare la soglia in modo che l'anatomia del cranio venga acquisita dalla maschera (vedere file di codifica supplementare CalibrateMask).
    NOTA: la maschera conterrà quattro livelli distinti. Dall'esterno in, saranno indicati come "fuori", "muscolatura", "teschio" e "cervello". In questa fase, "fuori" e "cranio" sono 0 nella maschera, e "muscolatura" e "cervello" sono 1.
  3. Per rimuovere il livello "muscolatura", elaborare ogni fotogramma dalla maschera 3D separatamente afferrando iterativamente una fetta 2D dalla maschera (ad esempio, 3D_Mask(:,:,1)).
    1. Per ogni fotogramma, selezionate 0 pixel dagli angoli della cornice nel livello "esterno" come "seme". Quindi cerca gli 0 vicini fino a quando non incontri un pixel 1. Continua a cercare fino a quando non è possibile trovare più 0. Converti tutti gli 0 collegati in 1. Questa viene eseguita utilizzando la funzione Matlab "imfill", con gli input e gli output [MASK2] = imfill(MASK1,LOCATIONS,CONNECTIVITY), dove MASK1 è la maschera originale e MASK2 è la maschera compilata (vedere file di codifica supplementare FillExterior).
  4. Alcune informazioni sul cranio si perderanno durante la rimozione. Per ridurre la perdita di informazioni, eseguire il passaggio 5.3 in tutte e tre le dimensioni dei dati e mantenerli separati.
    NOTA: Ora sia "fuori" che "muscolatura" sono 1 e saranno considerati come "esterni". La maschera ora contiene tre strati distinti, "esterno", "teschio" e "cervello". "Fuori" e "cervello" sono 1, e "cranio" è 0.
  5. Invertire i valori della maschera utilizzando l'operatore ~ (ad esempio, MASK2 = ~MASK1). Ora "teschio" è 1 e "esterno" e "cervello" sono 0.
  6. Gli 1 che si toccano in ogni maschera possono essere considerati "oggetti". Creare un indice di tutti gli oggetti in ogni maschera utilizzando la funzione Matlab "bwconncomp", con gli input e gli output [CC] = bwconncomp(MASK), dove MASK è la matrice maschera 3D, e CC è un oggetto strutturale contenente i valori di indice di per ogni oggetto, il numero di oggetti e la dimensione della matrice. Per ogni maschera, rimuovere tutti gli oggetti ad eccezione di quello più grande contenente il maggior numero di voxel impostando i valori degli oggetti più piccoli su 0 (vedere File di codifica supplementare RemoveNoise).
  7. Aggiungere le maschere create da ogni passaggio insieme (vedere File di codifica supplementare MergeMasks).
  8. Scalare il cervello a una risoluzione coerente.
    1. Dall'intestazione DICOM confrontare la dimensione del passaggio tra ogni fotogramma della risonanza totale del mouse e le dimensioni di ogni pixel.
    2. Se questi valori sono diversi, definire un fattore di scala per compensare la differenza di risoluzione tra la dimensione del passo e la dimensione dei pixel per ogni voxel. Ad esempio, se ogni fotogramma è distante 1 mm e la dimensione del pixel è 0,33 mm x 0,33 mm, il fattore di scala sarà 3.
    3. Aggiungere ulteriori voxel vuoti alla maschera 3D fino a quando la dimensione di risoluzione più bassa della maschera non è maggiore di un fattore definito dal fattore di scala (vedere file di codifica supplementare "ScaleMask").
    4. Interpolare linearmente i valori nella maschera fino a quando la maschera non riempie il nuovo spazio.
    5. Esportare il teschio come file stl o tipo di file simile per la stampa 3D.

6. Creazione craniotomia nel modello teschio 3D

  1. Utilizzando il file MRI del passaggio 5.1, identificare manualmente la posizione approssimativa della craniotomia dai punti di riferimento anatomici trovati nell'atlante cerebrale macaco (ad esempio, solco centrale)19.
    1. Visualizzare una singola sezione della matrice 3D (simile al passaggio 5.3).
    2. Scansiona manualmente in avanti o indietro attraverso la matrice 3D fino a quando non si trovano punti di riferimento anatomici riconoscibili.
    3. Salvare il numero di fotogramma come coordinata z (ad esempio, 3D_Mask(:,:,z)
    4. Utilizzate uno strumento di selezione dei dati per salvare le coordinate x e y di un singolo punto su questo fotogramma affinché la craniotomia sia centrata sull'utilizzo della funzione Matlab "getpts", con gli ingressi e le uscite [x,y] = getpts. "getpts" apre un'interfaccia utente, fare clic sul frame desiderato (vedere File di codifica supplementare LocateCraniotomy).
  2. Convertire il raggio della craniotomia prevista da mm a voxel utilizzando le informazioni nell'intestazione DICOM.
  3. Utilizzando il punto specificato nel passaggio 6.1 come punto centrale, impostare tutti i voxel entro il raggio definito in 6.2 su zero nella maschera dal passaggio 5.8.4 utilizzando il file di codifica supplementare Craniotomy, dove gli input e gli output sono [craniotomyMask] = Craniotomy(mask, x, y, z, radius, X, Y, Z, risoluzione) dove cranitomyMask è una matrice 3D con una craniotomia rimossa, maschera è la matrice 3D iniziale, x,y,z sono le coordinate del punto centrale della craniotomia, raggio è il raggio della craniotomia, X,Y,Z sono vettori di griglia della matrice 3D, e la risoluzione è il raggio definito nel passaggio 6.2 (vedi craniotomia del file di codifica supplementare).
  4. Per craniotomie multiple, ripetere i passaggi 6.1−6.3 per ogni craniotomia unica.
  5. Esportare il teschio come file stl o tipo di file simile per la stampa 3D.

7.3D stampa

NOTA: vengono utilizzati due tipi di stampanti 3D per prototipifisici ( Table of Materials). Per le seguenti specifiche, tutte le impostazioni della stampante 3D e del software di stampa devono essere predefinite se non diversamente indicato.

  1. Per stampare i prototipi e gli stampi, utilizzare una stampante PLA standard (Table of Materials) e creare il G-Code con le seguenti impostazioni stampante e software: densità interna >50% (questo è particolarmente importante per gli stampi in quanto devono contenere liquido), modello di riempimento interno a nido d'ape veloce, modello di riempimento esterno rettilineo, temperatura della piastra = 50 °C e temperatura dell'estrusore = 230 °C.
  2. Per stampare modelli a fedeltà più elevata del cervello e del cranio utilizzare una stampante di livello industriale per effettuare una stampa combinata di stirene butadiene acrilonitrile (ABS) per il modello e un materiale di supporto dissolubile(Tabella dei materiali). Quindi creare il codice G e con le seguenti impostazioni della stampante: stile di riempimento Sparse - High Density. Tutte le altre impostazioni verranno impostate automaticamente sull'impostazione predefinita appropriata.
    1. Sciogliere il modello in solvente di supporto( Table of Materials) per ~12 h.
  3. Dopo aver implementato le impostazioni appropriate della stampante, premere Start e guardare il primo livello della stampa per assicurarsi che il livello di base sia pulito e uniforme.
  4. Dopo la stampa 3D degli stampi, rattoppare eventuali fori visibili con smalto per unghie(Tavolo dei Materiali)per garantire una tenuta più stretta.
    NOTA: I modelli cerebrali e craschi stampati in 3D possono essere combinati inserendo il modello cerebrale nella parte inferiore aperta del cranio. La rimozione dell'anatomia oculare può facilitare il posizionamento del modello cerebrale senza perdere informazioni importanti. Quando viene posizionato all'interno del cranio, il cervello si allinea naturalmente alla posizione anatomicamente corretta.

8. Preparazione dell'agarosio

  1. Mescolare la polvere di agar(Tabella dei materiali)e la polvere di gomma di carruba(Tabella dei materiali)in un rapporto 1:4 in massa.
  2. Unire la miscela di polvere con 1 soluzione tamponata con fosfato(Tabella dei materiali)a una soluzione di concentrazione dello 0,6% in un pallone Erlenmeyer.
    NOTA: Le concentrazioni utilizzate da altri laboratori si disegnino nello 0,5%-0,6%20,21.
  3. Impostare il microonde sulla massima potenza e posizionare il pallone contenente la soluzione nel microonde per 2 minuti.
  4. Osservare la soluzione. Quando la soluzione inizia a bollere, arrestare il microonde e il timer, rimuovere il pallone e ruotare vigorosamente. Rilascò il pallone nel microonde e riprenderà il microonde e il timer.
    NOTA: Lo scopo è quello di riscaldare la soluzione senza ridurre significativamente il volume a causa dell'evaporazione durante l'ebollizione.
  5. Ripetere il passaggio 8.4 fino al completamento dei due minuti.
  6. Rimuovere il pallone e mantenere il vortice per evitare che la soluzione si innesta nel pallone.
  7. Eseguire acqua fredda all'esterno del pallone per raffreddare la soluzione mentre si vorticosa. Raffreddare la soluzione fino a quando l'esterno del pallone non è caldo al tatto, ma tollerabile e sicuro, per evitare che la soluzione deformi lo stampo di plastica nei seguenti passaggi.
  8. Ruotare il pallone durante il trasporto della soluzione allo stampo per evitare l'indurimento prematuro.

9. Stampaggio di agarosio

NOTA: Il processo di stampaggio dell'agarosio descritto di seguito è lo stesso per l'intero emisfero e gli stampi a metà emisfero superiore

  1. Versare la soluzione di agarosio in uno degli stampi cerebrali fino al completo. Continuare a ruotare la soluzione rimanente nel pallone.
  2. Monitorare il livello di soluzione nello stampo per eventuali perdite. Riempire lo stampo se necessario poiché l'agarosio di impostazione sigillerà eventuali perdite nello stampo.
  3. Lasciare riposare la soluzione nello stampo a temperatura ambiente fino a quando la soluzione non si è impostata e indurita in un solido.
    NOTA: Mentre i tempi di attesa possono variare a seconda del volume della soluzione e di altri fattori, 2 ore si trovano in un tempo di attesa affidabile.
  4. Utilizzare una spatola per rimuovere delicatamente il modello di gel dallo stampo. Sii strategico con la posizione dell'inserimento della spatola nello stampo al fine di prevenire potenziali deformazioni alla superficie dello stampo.
  5. Per rallentare il processo di evaporazione naturale e l'esposizione ad agenti biologici, posizionare il modello di gel in un contenitore sigillato in frigorifero.

10. Iniezione nel modello di gel di agarosio

  1. Preparare la pompa per l'infusione e fissarla in un braccio stereotassico su un telaio stereotassico(Table of Materials). Posizionare la pompa sulla traiettoria di iniezione corretta e sulla posizione normale alla superficie del modello di gel dalla sezione 9.
  2. Riempire una siringa da 250 μL(Tabella dei materiali)con acqua DI. Montare la siringa sulla pompa(Tabella dei materiali).
    NOTA: Prima di disegnare qualsiasi colorante, l'acqua DI deve riempire completamente la cannula di iniezione(Table of Materials). In questo modo quando il colorante viene redatto attraverso la cannula non c'è compressione o espansione dell'aria da parte dello stantuffo che potrebbe influire sul volume di iniezione.
  3. Utilizzare il driver della pompa (Table of Materials) per ritirare la colorazione degli alimenti ( Table ofMaterials) nella siringa al volume target per l'iniezione. Iniettare lentamente la colorazione del cibo fino a quando non si forma una piccola perla sulla punta della cannula per evitare che le bolle d'aria vengano iniettate nel gel. Asciugare la perla dalla punta della cannula.
  4. Posizionare il modello di gel sotto la cannula. Abbassare la cannula fino a quando la punta tocca la superficie del modello di gel. Si notano le misure sul braccio stereotassico.
  5. Abbassare la cannula nel modello di gel rapidamente e senza intoppi alla profondità di iniezione del bersaglio e assicurarsi che la superficie del gel si sia sigillata intorno alla cannula.
  6. Eseguire la pompa e osservare la diffusione della colorazione del cibo fino a quando il volume di destinazione non viene iniettato. Iniziare con una portata di 1 μL/min e aumentare a 5 μL/min con 1 μL/min passi ogni minuto. La diffusione della colorazione del cibo nel gel è un'approssimazione della diffusione di un vettore virale nel cervello.
  7. Rimuovere la cannula dal gel in modo rapido e fluido.
  8. Acquisire immagini della diffusione della colorazione degli alimenti con un dispositivo fotografico (Tabella dei Materiali) e misurare fisicamente le dimensioni dell'embolia per calcolare il volume ellissoide dell'iniezione. Questo approccio è possibile grazie alla natura trasparente del gel.

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Risultati

La manipolazione e l'analisi delle MRI come misura di pianificazione della craniotomia preoperatoria è stata utilizzata con successo negliultimi 2,5,10,16. Questo processo, tuttavia, è stato notevolmente migliorato dall'aggiunta della modellazione 3D del cervello, del cranio e della craniotomia. Siamo stati in grado di creare con successo un modello fisico anatomicamente accurato del cervello c...

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Discussione

Questo articolo descrive una cassetta degli attrezzi per la preparazione per neurochirurgia in NSP utilizzando modelli fisici e CAD di anatomia del cranio e del cervello estratti dalle scansioni MR.

Mentre i modelli di cranio e cervello estratti e stampati in 3D sono stati progettati specificamente per la preparazione di interventi chirurgici craniotomici e post implantazioni della testa, la metodologia si presta a diverse altre applicazioni. Come descritto in precedenza, il modello fisico del...

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Dichiarazioni

Al momento gli autori non hanno conflitti di interesse da rivelare.

Ringraziamenti

Questo progetto è stato sostenuto dall'Eunice Kennedy Shiver National Institute of Child Health & Human Development dei National Institutes of Health con il numero di premio K12HD073945, dal Washington National Primate Research Center (WaNPCR, P51 OD010425), dal Center for Neurotechnology (CNT, un National Science Foundation Engineering Research Center sotto Grant EEC-1028725) e dai Fondi di ricerca sulla royalty dell'Università di Washington. I finanziamenti ai laboratori Macknik e Martinez-Conde per questo progetto provenivano da un BRAIN Initiative NSF-NCS Award 1734887, così come dai NSF Awards 1523614 & 1829474 e dalle borse di studio SUNY Empire Innovator per ogni professore. Ringraziamo Karam Khateeb per il suo aiuto nella preparazione dell'agarosio e Toni J Huan per l'aiuto tecnico.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Software di stampa 3D (GrabCAD Print)StratasysVersione 1.36Utilizzato per la stampa 3D di alta qualità
Software di stampa 3D (Semplifica 3D)Simplify3DVersione 4.1Utilizzato per la stampa 3D PLA
Agarose Benchmark ScientificA1700Utilizzato per la produzione di cervelli in gel
Smalto per unghie neroL.A. ColoriCNP637Utilizzato per lo stampaggio di gel
Cannula (ID 450 um, OD 666 um)Polymicro Technologies1068150625Utilizzato per iniettare il colorante nel cerniere in gel
Connettore per cateterecerebrale B BraunPCC2000Perifix per cateteri epidurali da 20-24 Gage; Unità per stampante Cs 50
Dremel 3D Digilab 3D45DremelF0133D45AAUtilizzato per la prototipazione in PLA
ECOWORKSStratasys300-00104Utilizzato per sciogliere le strutture di supporto QSR
Pallone ErlymeyerPyrex4980Utilizzato per lo stampaggio di gel
Cianoacrilato di etileThe Original Super Glue Corp.15187Utilizzato per realizzare cannule combinate
graduato3023Utilizzato per lo stampaggio di gel
HATCHBOX Filamento per stampante 3D PLAHATCHBOX3DPLA-1KG1.75-RED/3DPLA-1KG1.75-BLACKBobina da 1 kg, 1.75 mm, rosso/nero
Farina di semi di carrubeDispensa modernista1018Agente gommoso per miscele di cervello in gel
MATLABMathWorksR2019bUtilizzato per estrazione del cranio
McCormick Colore alimentare gialloMcCormickUtilizzato per l'iniezione di colorante
MicroondePanasonicNN-SD975SUtilizzato per la polimerizzazione dell'agarosio
Software di imaging MR (3D Slicer)Affettatrice 3DVersione 4.10.2Utilizzato per la generazione di modelli 3D
Software di imaging MR (Mango con plug-in BET)Reasearch Imaging InstituteVersione 4.1Utilizzato per il cervello estrazione
Philips Acheiva MRI SystemPhilips4522 991 19391Utilizzato per l'imaging di primati non umani
Soluzione tamponata con fosfatoGibco70011-04410X diluito con acqua deionizzata a 1X
PompaWPIUMP3T-1Utilizzato per l'iniezione di colorante
Driver della pompaWPIUMP3T-1Utilizzato per l'iniezione di colorante
FrigoriferoGeneral ElectricUtilizzato per conservare il gel di agarosio
Spatola scientificaVWR82027-494Utilizzato per estrarre stampi in gel
SolidWorksDassault Systèmes2019
Filamento Stratasys ABS-M30Stratasys333-60304Utilizzato per la stampa 3D di alta qualità
Stampante 3D Stratasys F170Stratasys123-10000Utilizzato per la stampa 3D di alta qualità
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Riferimenti

  1. Phillips, K. A., et al. Why primate models matter. American Journal of Primatology. 76 (9), 801-827 (2014).
  2. Macknik, S. L., et al. Advanced Circuit and Cellular Imaging Methods in Nonhuman Primates. Journal of Neuroscience. 39 (42), 8267-8274 (2019).
  3. Seok, J., et al. Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (9), 3507-3512 (2013).
  4. Ju, N., Jiang, R., Macknik, S. L., Martinez-Conde, S., Tang, S. Long-term all-optical interrogation of cortical neurons in awake-behaving nonhuman primates. PLoS Biol. 16 (8), 2005839(2018).
  5. Yazdan-Shahmorad, A., et al. Widespread optogenetic expression in macaque cortex obtained with MR-guided, convection enhanced delivery (CED) of AAV vector to the thalamus. Journal of Neuroscience Methods. 293, 347-358 (2018).
  6. Yazdan-Shahmorad, A., Silversmith, D. B., Kharazia, V., Sabes, P. N. Targeted cortical reorganization using optogenetics in nonhuman primates. Elife. 7, (2018).
  7. Ledochowitsch, P., et al. Strategies for optical control and simultaneous electrical readout of extended cortical circuits. Journal of Neuroscience Methods. 256, 220-231 (2015).
  8. Yao, Z., Yazdan-Shahmorad, A. A Quantitative Model for Estimating the Scale of Photochemically Induced Ischemic Stroke. Conference proceedings - IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2018, 2744-2747 (2018).
  9. Yazdan-Shahmorad, A., Silversmith, D. B., Sabes, P. N. Novel techniques for large-scale manipulations of cortical networks in nonhuman primates. Conference proceedings - IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2018, 5479-5482 (2018).
  10. Yazdan-Shahmorad, A., et al. A Large-Scale Interface for Optogenetic Stimulation and Recording in Nonhuman Primates. Neuron. 89 (5), 927-939 (2016).
  11. Yazdan-Shahmorad, A., et al. Demonstration of a setup for chronic optogenetic stimulation and recording across cortical areas in nonhuman primates. SPIE BiOS. , (2015).
  12. Han, X. Optogenetics in the nonhuman primate. Progress in Brain Research. 196, 215-233 (2012).
  13. Acker, L., Pino, E. N., Boyden, E. S., Desimone, R. FEF inactivation with improved optogenetic methods. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (46), 7297-7306 (2016).
  14. May, T., et al. Detection of optogenetic stimulation in somatosensory cortex by nonhuman primates--towards artificial tactile sensation. PLoS One. 9 (12), 114529(2014).
  15. Griggs, D. J., K, K., Philips, S., Chan, J. W., Ojemann, W. K. S., Yazdan-Shahmorad, A. Optimized large-scale optogenetic interface for nonhuman primates. SPIE BiOS. , (2019).
  16. Khateeb, K., Griggs, D. J., Sabes, P. N., Yazdan-Shahmorad, A. Convection Enhanced Delivery of Optogenetic Adeno-associated Viral Vector to the Cortex of Rhesus Macaque Under Guidance of Online MRI Images. Journal of Visualized Experiments. (147), (2019).
  17. Lucas, T. H., Fetz, E. E. Myo-cortical crossed feedback reorganizes primate motor cortex output. Journal of Neuroscience. 33 (12), 5261-5274 (2013).
  18. Jackson, A., Mavoori, J., Fetz, E. E. Long-term motor cortex plasticity induced by an electronic neural implant. Nature. 444 (7115), 56-60 (2006).
  19. Paxinos, G., Huang, X. F., Petrides, M., Toga, A. W. The Rhesus Monkey Brain in Stereotaxic Coordinates. 2nd Edition. , Elsevier Science. (2008).
  20. Krauze, M. T., et al. Reflux-free cannula for convection-enhanced high-speed delivery of therapeutic agents. Journal of Neurosurgery. 103 (5), 923-929 (2005).
  21. Chen, Z. J., et al. A realistic brain tissue phantom for intraparenchymal infusion studies. Journal of Neurosurgery. 101 (2), 314-322 (2004).
  22. Cheng, H., et al. Prolonged operative duration is associated with complications: a systematic review and meta-analysis. Journal of Surgical Research. 229, 134-144 (2018).
  23. Michikawa, T., et al. Automatic extraction of endocranial surfaces from CT images of crania. PLoS One. 12 (4), 0168516(2017).
  24. Soliman, A. S., et al. A realistic phantom for validating MRI-based synthetic CT images of the human skull. Medical Physics. 44 (9), 4687-4694 (2017).
  25. Blonde, J. D., et al. Customizable cap implants for neurophysiological experimentation. Journal of Neuroscience Methods. 304, 103-117 (2018).
  26. Overton, J. A., et al. Improved methods for acrylic-free implants in nonhuman primates for neuroscience research. Journal of Neurophysiology. 118 (6), 3252-3270 (2017).
  27. Lohmeier, J., Kaneko, T., Hamm, B., Makowski, M. R., Okano, H. atlasBREX: Automated template-derived brain extraction in animal MRI. Scientific Reports. 9 (1), 12219(2019).
  28. Ortiz-Rios, M., et al. Improved methods for MRI-compatible implants in nonhuman primates. Journal of Neuroscience Methods. 308, 377-389 (2018).
  29. Nishimura, Y., Perlmutter, S. I., Eaton, R. W., Fetz, E. E. Spike-timing-dependent plasticity in primate corticospinal connections induced during free behavior. Neuron. 80 (5), 1301-1309 (2013).
  30. Seeman, S. C., Mogen, B. J., Fetz, E. E., Perlmutter, S. I. Paired Stimulation for Spike-Timing-Dependent Plasticity in Primate Sensorimotor Cortex. Journal of Neuroscience. 37 (7), 1935-1949 (2017).
  31. Sedaghat-Nejad, E., et al. Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum. Journal of Neurophysiology. 122 (4), 1502-1517 (2019).
  32. Schweizer-Gorgas, D., et al. Magnetic resonance imaging features of canine gliomatosis cerebri. Veterinary Radiology & Ultrasound. 59 (2), 180-187 (2018).
  33. Galvan, A., et al. Nonhuman Primate Optogenetics: Recent Advances and Future Directions. Journal of Neuroscience. 37 (45), 10894-10903 (2017).
  34. Galvan, A., Caiola, M. J., Albaugh, D. L. Advances in optogenetic and chemogenetic methods to study brain circuits in nonhuman primates. Journal of Neural Transmission. 125 (3), 547-563 (2018).

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