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Articolo metodologico

Un approccio da banco all'apertura della barriera ematica specifica della posizione utilizzando ultrasuoni focalizzati in un modello di ratto

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DOI:

10.3791/61113

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13 giugno 2020

 ,  ,  , 
1Department of Radiology, University of Alabama at Birmingham, 2Department of Neurobiology, University of Alabama at Birmingham

In questo articolo

Sommario

Gli ultrasuoni focalizzati con agenti microbolli possono aprire la barriera ematica in modo focale e transitorio. Questa tecnica è stata utilizzata per fornire una vasta gamma di agenti attraverso la barriera eencefalica. Questo articolo fornisce un protocollo dettagliato per la consegna localizzata al cervello del roditore con o senza guida per la risonanza prima.

Abstract

La chirurgia stereotassica è il gold standard per la somministrazione localizzata di farmaci e geni al cervello dei roditori. Questa tecnica ha molti vantaggi rispetto alla consegna sistemica, tra cui una localizzazione precisa in una regione cerebrale bersaglio e la riduzione degli effetti collaterali fuori bersaglio. Tuttavia, la chirurgia stereotassica è altamente invasiva, il che limita la sua efficacia traslizionale, richiede lunghi tempi di recupero e fornisce sfide quando si prendono di mira più regioni cerebrali. Gli ultrasuoni focalizzati (FUS) possono essere utilizzati in combinazione con microbolle circolanti per aprire transitoriamente la barriera emiencefalica (BBB) in regioni di dimensioni millimetriche. Ciò consente la localizzazione intracranica di agenti forniti sistemicamente che normalmente non possono attraversare la BBB. Questa tecnica fornisce un'alternativa non invasiva alla chirurgia stereotassica. Tuttavia, ad oggi questa tecnica deve ancora essere ampiamente adottata nei laboratori di neuroscienze a causa del limitato accesso alle attrezzature e ai metodi standardizzati. L'obiettivo generale di questo protocollo è quello di fornire un approccio da banco all'apertura FUS BBB (BBBO) che sia conveniente e riproducibile e possa quindi essere facilmente adottato da qualsiasi laboratorio.

Introduzione

Nonostante le numerose scoperte nelle neuroscienze di base, il numero di trattamenti emergenti per i disturbi neurosviluppo e neurodegenerativirimane relativamente limitato 1,2. Una comprensione più profonda dei geni, delle molecole e dei circuiti cellulari coinvolti nei disturbi neurologici ha suggerito trattamenti promettenti irrealizzabili nell'uomo con le tecniche attuali3. I trattamenti efficaci sono spesso limitati dalla necessità di essere penetrabili cerebralmente e specifici del sito4,5,6,7,8. Tuttavia, i metodi esistenti di somministrazione localizzata di farmaci in specifiche regioni cerebrali (ad esempio, parto tramite iniezione o cannula) sono invasivi e richiedono un'apertura da fare nel cranio9. L'invasività di questo intervento previene l'uso di routine del parto localizzato nel cervello umano. Inoltre, i danni ai tessuti e le conseguenti risposte infiammatorie sono onnipresenti confondimenti per studi di base e preclinici che si basano sull'iniezione intracerebrale10. La capacità di fornire in modo non invasivo agenti attraverso la barriera epatica (BBB) e indirizzarli verso specifiche regioni cerebrali potrebbe avere un enorme impatto sui trattamenti per i disturbi neurologici, fornendo allo stesso tempo un potente strumento investigativo per la ricerca preclinica.

Un metodo di trasporto mirato attraverso la BBB con danni minimi ai tessuti è l'ecografia transcranici focalizzata (FUS) insieme alle microbolle per aprire focalmente e transitoriamente la BBB11,12,13,14,15,16. L'apertura della FUS BBB ha attirato la recente attenzione per il trattamento dei disturbi neurodegenerativi, dell'ictus e del glioma localizzando le terapie per colpire le regioni cerebrali come i fattorineurotrofici 17,18,19,le terapie geniche20,21,22,anticorpi 23,neurotrasmettitori24e nanoparticelle25,26,27,28,29. Con la sua vasta gamma di applicazioni e la sua natura non invasiva30,31, l'aperturaFUS BBB è un'alternativa ideale alle iniezioni intracranici stereotassiche di routine. Inoltre, a causa del suo uso attualenell'uomo 30,32, le indagini precliniche che utilizzano questa tecnica possono essere considerate altamente trasmissizionali. Tuttavia, l'apertura della FUS BBB deve ancora essere una tecnica ampiamente consolidata nella scienza di base e nella ricerca preclinica a causa della mancanza di accessibilità. Pertanto, forniamo un protocollo dettagliato per un approccio da banco all'apertura di FUS BBB come punto di partenza per i laboratori interessati a stabilire questa tecnica.

Questi studi sono stati condotti con un trasduttore ad ultrasuoni specifico FUS ad alta potenza o con un trasduttore ad immersione ad ultrasuoni focalizzato a bassa potenza. I trasduttori erano azionati da un amplificatore di potenza RF progettato per carichi reattivi e da un generatore di funzioni da banco standard. I dettagli per questi articoli sono disponibili nella tabella dei materiali.

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Protocollo

Tutte le procedure sperimentali sono state fatte in conformità con le linee guida dell'UAB Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).

1. Configurazione mirata delle apparecchiature di guida ad ultrasuoni

  1. Utilizzare 50 cavi BNC coassiali Ohm per collegare (1) l'ingresso del trasduttore ad ultrasuoni all'uscita dell'amplificatore RF e (2) l'ingresso dell'amplificatore RF all'uscita del generatore di funzioni.
  2. Impostare la modalità generatore di funzioni su un'esplosione sinusoidale una volta al secondo con un duty cycle dell'1%.
    1. Per il trasduttore ad immersione a bassa potenza da 1 MHz con una distanza focale di 0,8 pollici utilizzato con un amplificatore RF da 50 dB, impostare le impostazioni di partenza su: 1 onda sine MHz, 1 V picco al picco, ciclo 10k, intervallo 1 s (o periodo).
    2. Per il trasduttore ad alta potenza a 1,1 MHz, impostare le impostazioni iniziali su: onda sine da 1,1 MHz, picco a picco di 50 mV, cicli 11k, intervallo 1 s.
      NOTA: Non azionare i trasduttori a meno che non siano sommersi. Non posizionare una mano o un'altra parte del corpo alla messa a fuoco ad ultrasuoni o toccare il viso del trasduttore mentre è in funzione.

2. Configurazione mirata del banco ad ultrasuoni

  1. Stampa 3D il telaio stereotassico e il porta telaio stereotattico.
  2. Collegare il trasduttore al posizionatore XYZ utilizzando un morsetto che tiene un tubo in PVC (Figura 1a). Bullonare il morsetto sullo scivolo dell'asse X e bloccarlo con un dado dell'ala.
    1. Se si utilizza il trasduttore ad ultrasuoni ad alta potenza, attaccarlo al tubo in PVC utilizzando una coppia di magneti abbinati. Assicurarsi che un magnete abbia un foro e l'altro abbia una sporgenza corrispondente. Fissare la parte inferiore del tubo in PVC e attaccarne uno dei magneti utilizzando l'epossidico (vedere figura 1b).
    2. Attaccare il secondo magnete al centro superiore del trasduttore ad ultrasuoni ad alta potenza utilizzando epossidico. Assicurarsi che si trova al centro del trasduttore (Figura 1c).
  3. Se si utilizza il trasduttore ad ultrasuoni ad alta potenza, creare un puntatore per annullare il posizionatore XYZ. La punta di questo puntatore indica la posizione nello spazio del centro della messa a fuoco del trasduttore quando il trasduttore ad ultrasuoni è collegato al posizionatore XYZ. Creare un puntatore da un ago da 18 G tagliato per essere la lunghezza della distanza focale del trasduttore più lo spessore del trasduttore (Figura 1d).
    1. Applicare epossidico su un terzo magnete (questo magnete si abbina anche al magnete del cappuccio in PVC) e attaccarlo alla parte superiore del puntatore. Il puntatore sarà quindi in grado di attaccare al magnete sul tubo in PVC per l'annullamento di XYZ (Figura 1d).
  4. Se si utilizza il trasduttore ad immersione a bassa potenza, stampare in 3D il file per il puntatore e la clip di montaggio.
    1. Collegare il trasduttore ad immersione a bassa potenza al tubo in PVC ritagliando la clip di montaggio sul tubo in PVC e inserire il trasduttore nell'anello (Figura 1f).
  5. Fare un bagno d'acqua incollando insieme pezzi tagliati da lamiera acrilica che saranno in grado di riposare sopra la testa dell'animale sopra il telaio stereotattico (Figura 1e).
    1. Tagliare un'apertura nella parte inferiore del bagno che ha circa le dimensioni della testa dell'animale. Coprire il buco nel bagno d'acqua con un nastro di poliimmide.
      NOTA: Fare attenzione a garantire che l'acqua non perda intorno al nastro di poliimmide in quanto può bagnare la pelliccia del topo e causare ipotermia.
  6. Rendere una risonanza prima fiduciaria riempiendo una sfera di plastica o vetro a guscio sottile di 4 mm di diametro con un fluido visibile mri (ad esempio, olio di vitamina E) e sigillarlo. Posizionarlo nel supporto fiduciario MRI sul lato destro del telaio stereotassico stampato in 3D (Figura 2a).
  7. Fissare saldamente il porta telaio stampato in 3D al posizionatore XYZ in una buona posizione per il posizionamento degli animali. Far scorrere la linguetta sull'estremità rostrale del supporto del telaio nel canale corrispondente sulla rotaia dell'asse Y e fissando con viti impostate (Figura 1h, frecce rosse).
  8. Per guidare il posizionatore XYZ, installare il convertitore DA USB a seriale su un computer seguendo le indicazioni del produttore e collegare il convertitore. Installare l'ambiente di runtime e il software del controller del motore nel PC.
    1. Assicurarsi che la porta seriale corretta sia selezionata nel software selezionando il convertitore da USB a seriale nel controllo a discesa di selezione delle porte sul pannello frontale del software del controller. Collegare l'USB al convertitore seriale alla scatola del controller del motore stepper utilizzando un cavo crossover seriale a 9 pin (ad esempio, cavo modem null RS232).
    2. Eseguire il software del controller per verificare che i motori stepper possano essere guidati sotto il controllo del software. Questo passaggio potrebbe richiedere l'assistenza del supporto IT locale.

3. Procedura di targeting intracraniciale

NOTA: Per questi esperimenti sono stati utilizzati ratti maschi Sprague Dawley del peso di 250-350 g. Gli animali avevano libero accesso all'acqua e al chow dei topi, e venivano mantenuti su un ciclo chiaro:scuro delle 12:12.

  1. Mettere l'animale in anestesia (3% di isoflurane con ossigeno) e verificare la mancanza di risposta al dito del piedino. Quindi inserire il catetere come descritto di seguito.
    1. Riscaldare la coda con una lampada da fare è più facile colpire la vena. Fare attenzione a non surriscaldare l'animale o a bruciare la coda.
    2. Una volta che l'animale dorme (non risponde a un dito del dito), inserire il catetere della vena di coda da 24 G che verrà utilizzato per fornire microbolle, colorante blu Evans (EBD), contrasto RM gadobutrolo se si utilizza la risonanza prima e l'agente sperimentale di interesse. Una volta colpita la vena, il sangue riempirà la toria, rimuoverà lentamente l'ago interno mentre spinge la toria ulteriormente nella vena.
      NOTA: Vedi una guida come Stuart e Schroeder33 se fai le iniezioni di vene della coda del topo per la prima volta.
    3. Se non c'è flusso sanguigno, spostare lentamente la torcia del catetere fuori dalla vena per testare che l'ago potrebbe aver infilato nella vena. Se il sangue scorre quando il catetere viene tirato leggermente indietro, prima il poke è passato attraverso la vena e il posizionamento del catetere dovrà essere riavviato in un'altra posizione sulla coda che è rostrale alla posizione precedente.
  2. Riempire la spina del catetere con soluzione salina e avvitare la spina del catetere all'estremità della porta del catetere non appena la porta si è riempita di sangue. Avvolgere con cura il nastro da laboratorio intorno al catetere e alla coda per mantenerlo in posizione. Inizia con un piccolo pezzo in alto e lavora in direzione caudale, lasciando esposta l'estremità stessa della spina del catetere.
  3. Collegare la linea di anestesia al connettore di anestesia sul telaio stereotassico (Figura 2a) e fissare la testa degli animali nel telaio posizionando la bocca sulla barra del morso e guidando le barre dell'orecchio in entrambi i canali uditori, quindi stringere le viti impostate. Assicurati che la testa degli animali sia sicura e livellata.
  4. Spostare l'animale nel letto della risonanza prima e collegare la linea di anestesia al cono del naso. In questo protocollo è stata utilizzata una risonanza prima di un piccolo foro da 9,4 T.
  5. Raccogli immagini coronali e assiali ponderate T2 che catturano l'intero cervello e il fiduciario MRI (Figura 2b) per le misurazioni delle coordinate. Fornire al fisico o alla tecnologia della risonanza mondiale locale le seguenti informazioni in modo che possano creare il protocollo MRI.
    1. Per le immagini coronali(Figura 2b in alto), utilizzare i seguenti parametri: numero di immagini: 27, larghezza: 62,2 mm, altezza: 62,2 mm, profondità: 37,97 mm, dimensione Voxel: 0,24 x 0,24 x 1,41 mm3.
    2. Per le immagini assiali(Figura 2b in basso), utilizzare i seguenti parametri: numero di immagini: 13, Larghezza: 61,47 mm, Altezza: 53,81 mm, Profondità: 16,7 mm, dimensione Voxel: 0,41 x 0,21 x 1,29 mm3.
      NOTA: Non è necessario avere questi parametri esatti purché la risoluzione coronale in piano sia vicina a 0,25 mm e le immagini coprano l'intero cervello e fiduciale.
  6. Raccogli le misurazioni delle coordinate dalle immagini di cui sopra registrando la distanza dal fiduciario mri alla regione cerebrale che sarà presa di mira con FUS.
    1. Allo scanner, sulle immagini coronali raccolte nel passaggio 3.5, trovare l'immagine in cui il fiduciario è il più grande, indicando il centro del fiduciario. Registrare la distanza dalla parte superiore del fiduciario alla regione cerebrale di interesse per mm (il software MRI avrà uno strumento di misurazione della scala o del punto, consultare la tecnologia o il fisico della risonanza prima industriale locale su come farlo) sia nella direzione mediale / laterale che nella direzione ventrale dorsale(Figura 2b, in alto).
    2. Allo scanner, sulle immagini assiali raccolte nel passaggio 3.5, trovare l'immagine che mostra la parte superiore del fiduciario e misurare la distanza dal centro del fiduciario alla regione cerebrale bersaglio sia nella direzione dorsale / ventrale che nella direzione mediale / laterale(Figura 2b, in basso).
    3. Confrontare le due misurazioni mediali/laterali e se sono diverse utilizzare la media. Queste misurazioni delle coordinate saranno utilizzate più avanti nel passaggio 4.3 per guidare il punto focale FUS verso la regione cerebrale bersaglio con il posizionatore XYZ.
  7. Raccogli immagini di prescan risonanza da mente. Confrontare queste immagini con le immagini raccolte dopo l'apertura di FUS BBB (Figura 4). Le immagini ponderate T1 verranno successivamente utilizzate per visualizzare l'apertura della BBB, le immagini ponderate T2 verranno successivamente utilizzate per garantire che non si siano verificati danni ai tessuti dopo il trattamento FUS34.
    1. Per le immagini assiali ponderate T1, utilizzare i seguenti parametri: larghezza: 30 mm, altezza: 51,2 mm, profondità: 3,0 mm, dimensione voxel: 0,23 x 0,2 x 0,23 mm3,numero di immagini: 13.
    2. Per le immagini assiali ponderate T2, utilizzare i seguenti parametri: larghezza: 30 mm, altezza: 51,2 mm, profondità: 2,6 mm, dimensione voxel: 0,2 x 0,2 x 0,2 mm3,numero di immagini: 13.
    3. Per le immagini coronali ponderate T1, utilizzare i seguenti parametri: larghezza: 30 mm, altezza: 30 mm, profondità: 27 mm, dimensione voxel: 0,16 x 0,16 x 1 mm3,numero di immagini: 27.
    4. Per le immagini coronali ponderate in T2, utilizzare i seguenti parametri: larghezza: 30 mm, altezza: 30 mm, profondità: 27 mm, dimensione voxel: 0,12 x 0,12 x 1 mm3,numero di immagini: 27.
      NOTA: Come nel passaggio 3.5, questi parametri di imaging non devono essere esattamente gli stessi elencati. Queste immagini hanno un FOV più piccolo e una risoluzione più elevata rispetto a quelle raccolte nel passaggio 3.5.
  8. Mantenendo l'animale nel telaio stereotassico, trasportare rapidamente l'animale dal letto mri alla configurazione FUS da banco. Assicurarsi che l'animale rimanga addormentato per il trasferimento sotto l'effetto dell'anestesia.
  9. Per tempi di trasferimento più lunghi, utilizzare una scatola per il trasferimento abbastanza grande da adattarsi all'animale e al telaio. Con la spina di anestesia ancora attaccata, posizionare l'animale e il telaio all'interno della scatola e lasciare che l'isoflurane in eccesso riempia la scatola per alcuni minuti. Scollegare la linea di anestesia e trasferire rapidamente.

4. Procedura ecografiche mirata

  1. All'arrivo alla configurazione da banco FUS, collegare immediatamente la linea di anestesia al cono del naso e continuare a eseguire l'isoflurane dell'1,5-3% con ossigeno. Fallo il più rapidamente possibile per evitare che l'animale si svegli.
  2. Far scorrere il telaio nel supporto del telaio e agganciarlo saldamente. Usa i tosaerba per radere la testa all'animale. Spazzolare via i capelli in eccesso e applicare la crema per rimozionei sul cuoio capelluto. Lasciare riposare per 3 minuti e asciugare con acqua e garza.
  3. Se la risonanza RM non è disponibile per il targeting, utilizzare un fotogramma stereotattico standard (non stampato in 3D) per annullare la posizione del puntatore al bregma toccando la punta del puntatore al bregma (per questo sarà necessaria un'incisione del cuoio capelluto) e annullando il software o registrando le coordinate. Spostare il carrello XYZ verso l'alto di 50 mm facendo clic sul pulsante verso l'alto di 50 nel software e scambiando il puntatore con il trasduttore. Sulla base di un atlante cerebrale del topo come descritto inprecedenza 35, passare alle coordinate cerebrali desiderate utilizzando i pulsanti di passo nel software. Se si utilizza questo metodo anziché la risonanza prima di mri, passare alla sezione 4.6.
  4. Se si utilizzano linee guida per la risonanza nota, collegare il puntatore e spostare il puntatore nella posizione del fiduciario mri (Figura 1d,g). Posizionare il puntatore nella parte superiore e centrale del fiduciario MRI (è previsto un piccolo foro nella parte superiore del supporto fiduciario per il puntamento). Fare clic sul pulsante posizione null che è il punto da cui sono state calcolate tutte le distanze nell'immagine MRI.
  5. Rimuovere il puntatore e spostare il posizionatore sulle coordinate mediali/laterali e sulle coordinate rostrali/caudali. Sollevare il posizionatore verso l'alto premendo il pulsante fino a 50 per consentire il posizionamento del bagno d'acqua e del gel ad ultrasuoni. Se viene raggiunta la parte superiore della corsa dell'asse Z, la posizione di annullamento verrà invalidata. La coordinata dorsale/ventrale verrà impostata dopo l'aggiunta del trasduttore.
  6. Applicare il gel ad ultrasuoni sul cuoio capelluto dell'animale e posizionare il bagno d'acqua sull'animale con la finestra a nastro in poliimmide premuta sul gel. Assicurarsi che non ci siano bolle d'aria nel gel ad ultrasuoni.
  7. Riempire il bagno d'acqua con acqua degassata.
  8. Se si utilizza il trasduttore ad alta potenza, abbassare il posizionatore in modo che il magnete sia appena sopra l'acqua. Attaccare il trasduttore al posizionatore abbassando accuratamente il trasduttore nell'acqua con un angolo per evitare che le bolle d'aria si intrappolano sotto il viso e colleghino i magneti.
  9. Se si utilizza il trasduttore ad immersione a bassa potenza, abbassare il posizionatore nell'acqua appena sopra la clip del trasduttore. Quindi agganciare il trasduttore in posizione abbassarlo lentamente nell'acqua con un angolo per evitare che le bolle d'aria si intrappolano sotto il viso.
    NOTA: Un bagno trasparente è utile quando si guarda sotto il viso del trasduttore per le bolle.
  10. Abbassare il posizionatore alla coordinata dorsale/ventrale.
  11. Accendere l'amplificatore di alimentazione RF.
  12. Iniettare 1 mL/kg di colorante blu Evans al 3% (EBD) infilando la punta dell'ago nella spina del catetere e iniettando. Lasciare circolare per 5 minuti.
  13. Attivare le microbolle scuotendole violentemente con lo shaker con la bolla.
    1. Preparare 5 volte la dose di 30 μL/kg di microbolle (bolla conc. 1,2 x 1010/mL) in 0,2 mL di soluzione salina per tenere conto dei 2 trattamenti FUS e dei tubi nel set di infusione alato da 18 G. Ad esempio, se il ratto pesa 200 g, riempire la siringa contenente 18 G di punta dell'ago con 30 μL di microbolle in 1 ml di soluzione salina.
      NOTA: Assicurarsi di utilizzare punte dell'ago da 18 G sia per l'assunzione che per l'iniezione con il set di infusione alato.
    2. Invertire la siringa più volte per ottenere una distribuzione uniforme delle microbolle. Quindi attaccare e riempire il set di infusione alato. Posizionare la siringa sulla pompa per infusione e impostare la pompa per infusione in modo che esegni 0,2 ml a una velocità di 6 ml/h. Ciò fornirà un'infusione lenta delle microbolle durante l'esposizione a FUS di 2 minuti.
    3. Inserire l'ago alato nella spina del catetere.
  14. In primo luogo, eseguire la pompa di infusione, attendere 3 s e avviare il trattamento FUS premendo il pulsante di abilitazione dell'uscita sul generatore di funzioni (etichettato "on" sul generatore di funzioni nella tabella dei materiali). Ripetere queste due volte per regione con 5 minuti in mezzo per consentire alle microbolle di sgombro.
    1. Premere di nuovo il pulsante on sul generatore di funzioni per interrompere il trattamento FUS quando la pompa di infusione si ferma a 2 minuti.
    2. Attendere 5 minuti per la sgombro delle microbolle. Quindi iniziare l'infusione e il secondo trattamento FUS.
    3. Subito dopo il secondo trattamento FUS, iniettare il contrasto del gadobutrolo (se si utilizza la risonanza prima) e l'agente di interesse, ad esempio particelle virali. Il volume totale consegnato di tutti gli agenti non deve superare i 5 mL/kg.
      NOTA: I tempi di consegna (ad esempio, prima o dopo l'apertura di FUS BBB) dell'agente di interesse possono variare a seconda dell'agente utilizzato.
  15. Spegnere l'amplificatore di alimentazione RF e trasportare immediatamente l'animale nella risonanza prima.

5. Conferma MRI dell'apertura della BBB

  1. Se la risonanza ff en-mail non è disponibile, passare alla sezione 6 e utilizzare l'espressione EBD per la conferma dell'apertura BBB.
  2. Riposizionare l'animale sul letto della risonanza prima nella stessa posizione del passaggio 3.7 e collegare la linea di anestesia.
  3. Raccogliere le scansioni post MRI con gli stessi parametri di imaging utilizzati nel passaggio 3.7 per visualizzare il miglioramento della risonanza magnetica del gadobutrolo nella regione di apertura della BBB (Figura 3b,e).

6. Perfusione e raccolta dei tessuti

  1. Perfondi l'animale con formalina fredda al 4% fino a quando il sangue scorre completamente limpido.
  2. Rimuovere il cervello e posizionare in formalina al 4% o PFA a 4 °C durante la notte. Quindi, posizionare il cervello in una soluzione di saccarosio al 30% fino a quando il cervello affonda (circa 2-3 giorni). Infine, congelare il flash nell'azoto liquido o sul ghiaccio secco e conservare a -80°C fino alla criosezione.
  3. Congelare il cervello negli OCT e prendere le criosezioni.
  4. Fissare e coprele sezioni per microscopia a fluorescenza. Picchi di eccitazione EBD a 470 e 540 nm e picchi di emissione a 680 nm. Coverslip con supporto di montaggio DAPI al fine di visualizzare la morfologia cellulare complessiva.

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Risultati

Qui dimostriamo che gli ultrasuoni focalizzati con microbolle possono indurre l'apertura localizzata della BBB utilizzando i parametri sopra specificati sia con il trasduttore ad immersione a bassa potenza (Figura 3) che con il trasduttore FUS (Figura 4). In primo luogo, nei primi esperimenti, il trasduttore ad immersione a bassa potenza è stato preso di mira in un emisfero cerebrale anteriore (Figura 3b) o mediale (

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Discussione

Qui abbiamo descritto un approccio da banco all'apertura assistita da microbolle FUS BBB con approcci alternativi tra cui due diversi trasduttori e metodi per il targeting intracraniciale con e senza guida mri. Attualmente, al fine di stabilire l'apertura FUS BBB guidata dalla risonanza prima di MRI in laboratorio, c'è la possibilità di acquistare eccellenti dispositivi pronti all'uso che forniscono risultati altamente standardizzati e riproducibili con interfacce intuitive. Tuttavia, molti laboratori non sono preparati ...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questa ricerca è stata sostenuta in parte da una sovvenzione NSF EPSCoR Research Infrastructure alla Clemson University (1632881). Inoltre, questa ricerca è stata sostenuta in parte dal Civitan International Research Center, Birmingham, AL. Gli autori riconoscono con gratitudine l'uso dei servizi e delle strutture dell'Università dell'Alabama a Birmingham Small Animal Imaging Shared Facility Grant [NIH P30 CA013148]. Gli autori riconoscono Rajiv Chopra per il suo sostegno e la sua guida.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Scuotitore di bolleLantheus Medical ImagingVMIXVIALMIX, dispositivo di attivazione utilizzato per attivare le microbolle Definity Tappo
catetere/ Cappuccio di iniezioneTecnologie di infusione SAINumero del pezzo: Tappo delcatetere IC/ Cappuccio di iniezione
Colorante blu di EvansSigmaE2129-10GColorante blu di Evans
Generatore di funzioniTektronixAFG3022BDoppio canale, 250MS/s, trasduttore FUS 25MHz
, 1,1MHzFUS InstrumentsTX-110Trasduttore ecografico focalizzato sferico compatibile con risonanza magnetica da 1 MHz con idrofono
Termoforo per topi e rattiKent ScientificPS-03Termoforo - PhysioSuite per topi e ratti
Pompa di infusioneKD Scientific780100KDS 100 Legacy Pompa per infusione a siringa singola
Kapton tapeGizmo Dorkshttps://www.amazon.com/dp/B01N1GGKRC/
ref=cm_sw_em_r_mt_dp_U_GbR7Db56HKD91		Gizmo Dorks Kapton Tape (poliimmide) per stampanti 3D e stampa, 8 x 8 pollici, 10 fogli per confezione
Trasduttore a immersione a bassa potenza, 1 MHzTrasduttore a immersione OlympusV303-SU, 1 MHz, 0,50 pollici. Diametro dell'elemento, stile della custodia standard, connettore UHF dritto, set di magneti PTF F = 0,80 IN
WINOMOhttps://www.amazon.com/dp/B01DJZQJBG/
ref = cm_sw_em_r_mt_dp_U_JYQ7DbM32E5QC		WINOMO 15mm Cucire in fermagli magnetici per borse per cucire Scrapbooking - 10 set
amplificatore RFE & CatetereA07575W
BD382512/ Fisher Articolo:Cateteri IV schermati NC1228513 24g BD Insyte Autoguard (non alati)
Microbolle di contrasto ad ultrasuoniLantheus Medical ImagingDE4, DE16DEFINITY (Microsfera lipidica Perflutren)
Gel per ultrasuoniAquasonichttps://www.amazon.com/dp/B07FPQDM4F/
ref=cm_sw_em_r_mt_dp_U_D6Q7Db3J9QP7P		Gel per ultrasuoni Aquasonic 100 Transmission 1 Litro Squeeze Bottle
Set per infusione alati, 22ga.Fisher Healthcare22-258087Terumo Surflo Winged Infusion Sets Software
controller motoreN/AN/A Softwarepersonalizzato scritto in LabView per il controllo dell'ambiente di runtime del controller motore Velmex
per il software del controller del motoreNationalInstruments LabView runtime engine versione 2017 o superiorehttps://www.ni.com/en-us/support/downloads/software-products/download.labview.html
Attuatore per stadio lineare a 3 assi (posizionatore XYZ)Bulloni Velmex Velmex
MB-1BiSlide Bolt 1/4-20x3/4" Vite a brugola (confezione da 10), Qtà:3
controller motoreVelmexVXM-3Control,controllo motore passo-passo programmabile a 3 assi, Qtà:1
tacchette di montaggioVelmexMC-2Cleat, 2 fori BiSlide, Qtà:6
tacchette di montaggioVelmexMC-2Cleat, 2 fori BiSlide, Qtà:2
convertitore da USB a serialeVelmexVXM-USB-RS232Cavo di comunicazione seriale da USB a RS232 10 piedi, Qtà:1
stadio lineare dell'asse xVelmexMN10-0100-M02-21BiSlide, corsa=10 pollici, 2 mm/giro, limiti, NEMA 23, Qtà:1
motore passo-passo dell'asse xVelmexPK266-03A-P1Vexta Tipo 23T2, Motore passo-passo ad albero singolo, Qtà:1
stadio lineare dell'asse yVelmexMN10-0100-M02-21BiSlide, corsa=10 pollici, 2 mm/giro, limiti, NEMA 23, Qtà:1
motore passo-passo dell'asse yVelmexPK266-03A-P1Vexta Tipo 23T2, motore passo-passo ad albero singolo, Qtà:1
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Riferimenti

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